Artículo científico

 

Efecto de las células del cúmulus sobre la viabilidad postdescongelación de ovocitos bovinos vitrificados

 

Effect of cumulus cells on postwarming viability of vitrified bovine oocytes

 

¹ Jesús Ricardo Aké-Villanueva,^1*Jesús Ricardo Aké-López, ¹Fernando Gerardo Centurión-Castro, ²Érika Alina Ordóñez-León

 

¹ Departamento de Reproducción Animal y Mejoramiento Genético, Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Autónoma de Yucatán, Apdo. 4-116 Itzimná Mérida, Yucatán, México. *alopez@uady.mx

² Laboratorio de Fertilización In vitro Brasuca S.A. de C.V., Villahermosa, Tabasco, México.

 

Recibido el 10 de junio de 2014
Aceptado el 05 de septiembre de 2014

 

RESUMEN

Para evaluar el efecto de la presencia de las células del cúmulus en la vitrificación de ovocitos, sobre su capacidad de maduración, fecundación y desarrollo embrionario in vitro, se vitrificaron 596 ovocitos, 317 con células del cúmulus (COC) y 279 sin células del cúmulus (DND), la vitrificación se realizó con Etilenglicol+DMSO en pajillas OPS, después de la descongelación los ovocitos se maduraron in vitro (MIV), se fecundaron (FIV) y se cultivaron por siete días. Para valorar la MIV y FIV aproximadamente 20 % de ovocitos maduros y 20 % de ovocitos fecundados se fijaron y tiñeron con Lacmoid; la proporción de presuntos cigotos divididos se valoró 48 h después de iniciado el cultivo. Los resultados se evaluaron mediante Ji cuadrada. El porcentaje de recuperación postdescongelación de los ovocitos fue similar para ambos grupos (p > 0.05), la proporción de ovocitos morfológicamente normales fue ligeramente menor en el grupo DND (p < 0.05). La proporción de ovocitos maduros fue similar (p > 0.05) para COC (47.5 %) como para DND (47.8 %). El porcentaje de ovocitos penetrados después de la FIV fue bajo en ambos grupos (COC = 10.26 %; DND = 15 %; p > 0.05). El porcentaje de ovocitos divididos después de la FIV fue de 2.9 % para COC (n = 6) y 2.45 % para DND (n = 4; p > 0.05), ninguno de estos ovocitos alcanzó el estadio mórula o blastocito. Se concluye que la vitrificación de ovocitos con o sin células del cúmulus presentó bajos porcentajes de fecundación y cigotos divididos, y no se observó desarrollo embrionario.

Palabras clave: Ovocitos bovinos, células del cúmulus, FIV, MIV, vitrificación.

 

ABSTRACT

In order to evaluate the effect of the presence of cumulus cells on oocytes before vitrification, on their ability regarding maturation, fertilisation and embryo development in vitro after warming, 596 bovine oocytes were vitrified, 317 with cumulus cells (COC) and 279 without cumulus cells (DND). Vitrification was carried out using OPS straws and ethylene glycol+DMSO as cryoprotectants. After warming, the oocytes were matured in vitro (MIV), fertilised (FIV) and cultured for seven days. In order to evaluate MIV and FIV, around 20 % of mature oocytes and 20 % of fertilised oocytes were preserved and stained with Lacmoid. Cleavage rates were recorded 48 h after the culture started. The results were evaluated using a Ji square test. The post-warming oocyte recovery percentage was similar for both groups (p>0.05). The proportion of morphologically normal oocytes was slightly lower in the DND group (p<0.05). The proportion of mature oocytes was similar (p>0.05) for COC (47.5 %) and DND (47.8 %). The percentage of penetrated oocytes after FIV was low in both groups (COC=10.26 %; DND=15 %; p > 0.05). The percentage of divided oocytes after FIV was 2.9 % for COC (N=6) and 2.45 % for DND (N=4; p>0.05). No oocyte reached the morula or blastocyst stage. It is concluded that vitrification of oocytes with or without cumulus cells resulted in low percentages of fertilisation and cleavage and no embryonic development.

Key words: Bovine oocytes, cumulus cells, IVF, IVM, vitrification.

 

INTRODUCCIÓN

La crioconservación de ovocitos brinda la oportunidad de facilitar la implementación de diferentes tecnologías reproductivas como lo son la producción de embriones in vitro y la transferencia de embriones. Con la crioconservación es posible almacenar gametos de animales de alto valor genético, de especies amenazadas o de animales muertos de forma accidental, permitiendo utilizar este material en el momento en que sea deseado, haciendo a un lado el dilema ético de conservar grandes cantidades de embriones congelados (Prentice et al. 2011, Diez et al. 2012, Fernández-Reyes et al. 2012, Kim et al. 2014).

Las dos técnicas para la criopreservación de ovocitos son la congelación lenta convencional y la vitrificación (Saragusty y Arav 2011). La técnica convencional de congelación lenta, utilizada tanto para ovocitos como para embriones, presenta diversos problemas entre los cuales está la toxicidad a prolongados tiempos de exposición a los crioprotec-tores (CP), los ovocitos sufren de estrés osmótico y la formación de hielo intracelular, lo cual reduce los porcentajes de viabilidad después de la descongelación (Didion et al. 1990, Ledda et al. 2007). La vitrificación reduce los tiempos de exposición a los CP, al mismo tiempo, al ser una técnica de congelación ultra rápida, no se favorece la formación de cristales de hielo, los cuales son responsables de la desorganización citoplasmática (Pereira y Marques 2008, Diez et al. 2012), además de ser una técnica de crioconservación simple.

A pesar de que actualmente la vitrificación de ovocitos está reemplazando a la congelación lenta convencional, los resultados obtenidos en relación a la capacidad de los de poder lograr desarrollarse hasta embriones, no son satisfactorios (Fujihira et al. 2005, Zhou et al. 2010). Algunos investigadores mencionan que es necesario realizar estudios sobre modificaciones a los protocolos de vitrificación y selección de ovocitos que pudieran ayudar a mejorar las tasas de fecundación después de la vitrificación (Lliteras y Chong 2009, Mullen y Fahy 2012). Entre los aspectos morfológicos del ovocito que pueden afectar los resultados de la vitrificación se encuentran el estadio nuclear y la presencia de las células del cúmulus (Diez et al. 2012, Purohit et al. 2012), las cuales tienen importancia para que el ovocito pueda llevar a cabo su maduración y subsecuente fertilización, siendo éstas benéficas para la sobrevivencia de ovocitos criopreservados (Chian et al. 1994, Li et al. 2006, Zhou et al. 2010). Sin embargo, diversos investigadores señalan que la cobertura de células del cúmulus reducen la cantidad de CP que llegan al interior del ovocito, por lo que la distribución de estas sustancias en el interior del citoplasma se daría de forma desigual y los ovocitos sufren daño por congelación (Hyttel et al. 2000). Por su parte Diez et al. (2005) mencionan que además de lo anterior, los CP provocan pérdida de las conexiones entre el ovocito y las células del cúmulus, por lo que algunos autores han optado por vitrificar ovocitos sin cobertura de células del cúmulus (Purohit et al. 2012).

Son pocos los reportes de ovocitos vitrificados sin células del cúmulus en el caso de los bovinos (Modina et al. 2004, Zhou et al. 2010). Sin embargo, existen algunos reportes en otras especies con resultados contradictorios, por ejemplo Bogliolo et al. (2007) trabajando con ovinos, encontraron que se mejoró la viabilidad y la maduración citoplasmática cuando los ovocitos se vitrificaron sin las células del cúmulus. En equinos, Tharasanit et al. (2009) señalan que en los ovocitos vitrificados sin las células del cúmulus se reducía la capacidad de desarrollo meiótico. En el caso de la especie bovina Zhou et al. (2010) indican que los porcentajes de sobrevivencia y de blastocitos se reducían cuando se vitrificaba a los ovocitos sin células del cúmulus.

El vitrificar ovocitos con o sin células del cúmulus es una situación que se mantiene en debate hasta el día de hoy, cuando exista la oportunidad, se puede decidir no utilizarlos; sin embargo en ocasiones se tendrá la necesidad de crioconservar ovocitos sin las células del cúmulus o con una cubierta de pocas células. Por lo cual, el objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto de las presencia de las células del cúmulus antes de la vitrificación, sobre la maduración, fecundación y desarrollo embrionario in vitro de ovocitos bovinos.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

Todos los reactivos utilizados en la preparación de los medios se obtuvieron de Sigma Chemical Co. (St Louis, MO, USA) con excepción de donde se indique lo contrario. El medio de maduración in vitro (MIV) consistió de TCM-199 (Gibco-BRL, NY, USA) suplementado con 0.2 mM de piruvato de sodio, 25 µM de bicarbonato de sodio, 0.5 µg mL^-1 de FSH (Pluset, Hertape-Calier, Brazil), 100 UI mL^-1 de HCG (Intervet, Holland) y 1.0 µg mL^-1 de estradiol.

El medio de fecundación in vitro (FIV) fue el Tyrodes albumin, lactate, pyruvate (TALP), suplementado con 0.2 mM de piruvato de sodio, 3 mg mL^-1 de BSA libre de ácidos grasos, 25 mM de bicarbonato de sodio, 13 mM de lactato de sodio, 75 µg mL^-1 de kanamicina, 4 µL^-1 de solución PHE (2 mM de penicilamina, 1 mM de hipotaurina y 250 µM de epinefrina), y 10 µg mL^-1 de heparina.

El medio de cultivo in vitro (CIV) fue fluido oviductal sintético (SOF) (Thompson et al. 1995), suplementado con 0.2 mM de L-glutamina, 0.34 mM de citrato de sodio, 2.8 mM de mioinsitol, 2 % de solución MEM con aminoácidos esenciales, 0.2 mM de piruvato de sodio, 75 µg mL^-1 de kanamicina, 5 mg mL^-1 de BSA fracción V libre de ácidos grasos.

Recolección y selección de los ovocitos

Los ovocitos (n = 596) utilizados en el presente estudio fueron recuperados de ovarios de vacas obtenidos de un rastro local (Mérida, Yucatán, México), los cuales fueron transportados desde el matadero hasta el laboratorio en un termo con solución salina (0.9 %) suplementada con kanamicina (0.007 gL^-1), en un lapso no mayor de 2 horas. En el laboratorio, los ovarios fueron lavados dos veces con solución salina a 37 °C y posteriormente se depositaron en un recipiente con solución salina fosfatada de Dulbecco (PBSD). La obtención de los ovocitos se realizó mediante la punción/aspiración de los folículos antrales de 2 a 8 mm de diámetro (Zhou et al. 2010), con una jeringa de 20 mL (Air tite) y una aguja calibre 18. El líquido folicular extraído se colocó en tubos Falco de 50 mL y se dejó sedimentar durante 15 min en baño María, transcurrido este tiempo se eliminó el sobrenadante y el sedimento resultante se resuspendió en 10 mL de PBSD a 37 °C, el contenido del tubo se depositó en cajas de Petri (90 x 14 mm), en las cuales se procedió a la identificación y selección de los ovocitos con la ayuda de un estereomicroscopio equipado con una placa térmica a 38.5 °C.

Se seleccionaron todos los ovocitos rodeados al menos por dos capas de células del cúmulus y con ooplasma uniforme de acuerdo con lo descrito por Santos et al. (2008).

Tratamientos

Los ovocitos se dividieron en dos grupos: grupo COC (ovocitos con células del cúmulus intactas) y grupo DND (ovocitos a los cuales mecánicamente, se les retiró las células del cúmulus); después se procedió a la vitrificación.

Vitrificación

La vitrificación se realizó de acuerdo con lo descrito por Berthelot et al. (2000) y consistió en lavar los ovocitos 2 veces en medio TCM-199+HEPES, posteriormente se equilibraron por 3 min en el primer medio de vitrificación (TCM + 7.5 % de dimetilsulfoxido + 7.5 % de etilenglicol); seguidamente se expusieron al segundo medio de vitrificación (TCM + 16 % dimetilsulfoxido + 16 % etilenglicol + 0.4 M de sacarosa) por menos de un minuto; durante este último proceso los ovocitos se cargaron por capilaridad en el extremo del borde abierto adelgazado de una pajilla (OPS; Minitüb), e inmediatamente las pajillas se sumergieron en nitrógeno líquido. Para su almacenamiento líquido hasta su descongelación.

Descongelación

Los ovocitos se descongelaron usando el método descrito por Sanchez-Osorio et al. (2008) en donde las pajillas, después de sacarse del termo de nitrógeno, se sumergieron en una solución de TCM 199 + 10 % de suero fetal bovino (FCS) + 0.13 M de sacarosa por 5 min. Descongelados, se evaluaron morfológicamente y se consideró que los ovocitos fueron anormales cuando; tenían menos de 2 capas de células del cúmulus (Ovocitos Grupo COC) o bien presentaban daños evidentes en la zona pelúcida o en citoplasma (picnosis y/o granulaciones; ovocitos COC y DND) (Yadav et al. 2008, Purohit et al. 2012). Posterior a esta evaluación, los ovocitos se sometieron a su maduración.

Maduración de los ovocitos

Los ovocitos descongelados de ambos grupos se lavaron tres veces en medio de MIV. Posteriormente se colocaron en gotas (25-30 ovocitos por gota) de 100 µL de medio MIV, se cubrieron con aceite mineral y se incubaron por 24 h a temperatura de 38.5 °C, admóosfera de 5 % de CO₂ y humedad a saturación.

Al finalizar la maduración, un grupo de ovocitos de cada tratamiento (COC = 61; DND = 46) se fijaron y tiñeron para evaluar la tasa de maduración. Los ovocitos seleccionados se lavaron en PBSD y se situaron en microgotas del mismo medio en un portaobjetos, en el cual previamente se colocaron dos líneas paralelas de vaselina, y se cubrieron con cubreobjetos, presionando hasta contactar con las microgotas. Los ovocitos se fijaron en 25 % (v:v) de ácido acético en etanol, a temperatura ambiente; transcurrido el tiempo de fijación (48-72 h) los ovocitos se tiñeron con 1 % de Lacmoid en 45 % (v:v) de ácido acético en agua purificada y se examinaron en un microscopio de contraste de fases. Se consideró como ovocitos maduros, sólo aquellos en donde se observó presencia de los cromosomas en Metafase II (MII) y la extrusión del cuerpo polar (Gil et al. 2003).

Fecundación In vitro

Después de la maduración, los ovocitos se lavaron 3 veces en medio de fecundación, y se colocaron en gotas de 90 µL (25-30 ovocitos por gota), se cubrieron con aceite mineral y se colocaron en la incubadora (± 15 min) en espera de la adición de los espermatozoides. Éstos se obtuvieron de semen congelado (pajillas) de un toro que previamente fue probado para la FIV; el semen descongelado se colocó en un tubo Falco con 4 mL de medio fecundación y se centrifugó durante 5 min a 500 rpm; después de la centrifugación, se retiró el sobrenadante, se colocaron nuevamente en 4 mL del mismo medio y se centrifugó otra vez durante 5 min a 500 rpm; se retiró el pellet de espermatozoides del fondo del tubo y se diluyó con medio TL en un microvial, se determinó la concentración y se ajustó a 1 x 10⁶ espermatozoides en 1 mL de medio. A cada gota de FIV, se le agregó los espermatozoides en 10 µL del medio y se procedió a la incubación durante 24 h, a temperatura de 38.5 °C, atmósfera de 5 % de CO₂ y humedad a saturación.

Al finalizar la fecundación, un grupo de ovocitos de cada tratamiento (COC = 39; DND = 40) se fijaron en 25 % (v:v) de ácido acético en etanol, a temperatura ambiente; transcurrido el tiempo de fijación (48-72 h) los ovocitos se tiñeron con 1 % de Lacmoid en 45 % (v:v) de ácido acético en agua purificada y se examinaron en un microscopio de contraste de fases. Se consideraron como ovocitos penetrados o fecundados, cuando se observó en su interior los dos corpúsculos polares, el pronúcleo femenino, cabezas espermáticas descondensadas y/o pronúcleos masculinos, con sus correspondientes flagelos espermáticos (Maside et al. 2011).

Cultivo In vitro de Embriones (CIV)

Al finalizar la FIV, los presuntos cigotos de ambos grupos se sacaron de la incubadora y al grupo COC, mecánicamente con la ayuda de una micropipeta se les retiró el exceso de células de la cúmulus. Ambos grupos de ovocitos se lavaron tres veces en medio de cultivo de embriones (SOF) para eliminar completamente las células del cúmulus y espermatozoides restantes. Al finalizar el lavado, los ovocitos se colocaron en gotas de 90 µL de medio SOF, se cubrieron con aceite mineral e incubaron por 48 h, a 38.5 °C, 5 % de CO₂ y humedad a saturación; al finalizar este tiempo, se evaluó la proporción de cigotos divididos, y se procedió a sustituir el 50 % del medio de cada gota por medio nuevo y se continuó con la incubación hasta el día 7. El medio de cultivo se reemplazó (50 %) cada 24 h.

Para control del proceso de producción de embriones in vitro, un grupo de ovocitos (n = 128) sin ningún tratamiento, fue sometido a MIV, FIV y CIV; al final, se reportan su diferentes proporciones sin la comparación estadística con los otros grupos.

Análisis estadístico

La proporción de ovocitos recuperados, morfológicamente normales después de la descongelación, maduros, fecundados y divididos por tratamiento (con o sin células del cúmulus), se analizó mediante Ji cuadrada, utilizando el programa Statgraphics Centurión XV (Statpoint, Inc. 2007); las diferencias se consideraron significativas al nivel de p < 0.05.

 

RESULTADOS

Se vitrificaron un total de 596 ovocitos (COC = 317; DND = 279), la tasa de recuperación postdescongelación fue similar entre los dos grupos (p > 0.05); Sin embargo, la proporción de ovocitos considerados morfológicamente normales fue mayor en el grupo COC (p < 0.05) con la diferencia del 7.5 % en comparación con el grupo DND (Tabla 1).

En cuanto a la proporción de ovocitos maduros y fecundados (Tabla 2), se puede observar que el porcentaje de ovocitos maduros fue similar para el grupo COC y el grupo DND (p > 0.05). En cuanto al porcentaje de ovocitos que se fecundaron después de la maduración, se observó que fue bajo (en promedio 12.6 %), aunque el porcentaje de ovocitos penetrados fue ligeramente mayor para los ovocitos del grupo DND que para el grupo COC, no se encontró diferencia significativa entre ellos (p > 0.05).

A las 48 h después de la fecundación se evaluó la cantidad de cigotos dividido, la proporción de división también fue bajo y fue similar para ambos grupos (p > 0.05), el promedio fue 2.6 % (Tabla 3). Ninguno de los ovocitos divididos alcanzó estadios de mórula o blastocito (Tabla 3). En el grupo control, la tasa de maduración fue 90 % y la de producción de embriones de 27.5 %.

 

DISCUSIÓN

En el presente estudio la vitrificación de los ovocitos con células de cúmulus aparentemente no afectó la viabilidad de éstos, ya que todos los ovocitos de este grupo (COC) que se descongelaron, se encontraban morfológicamente normales; a diferencia de ello, cuando los ovocitos fueron vitrificados sin las células del cúmulus, se observó un incremento de los ovocitos morfológicamente anormales (p < 0.05), esta situación es similar a la reportada por Purohit et al. (2012) quienes vitrificaron ovocitos de cabras y después de la descongelación, encontraron que la proporción de ovocitos morfológicamente normales fue significativamente más baja (p < 0.05) en el grupo que se vitrificó sin las células del cúmulus (89.22 %) en comparación con el grupo vitrificado con las células del cúmulus (94.12 %). Sin embargo, es diferente de lo reportado por Shirazi et al. (2012) quienes no reportan diferencia (p > 0.05) en la sobrevivencia a la descongelación entre los ovocitos ovinos vitrificados con (73 %) o sin (66 %) células del cúmulus.

Se reconoce que las células del cúmulus juegan un papel importante en los diferentes procesos fisiológicos del ovocito (Modina et al. 2004, Li et al. 2006) y pueden proveer protección a los ovocitos cuando éstos se someten a la crioconservación (Modina et al. 2004, Purohit et al. 2012). Sin embargo, pueden existir diferencias, dependiendo del tipo de estadio del ovocito, por ejemplo: se reporta que la viabilidad postvitrificación es menor en los ovocitos vitrificados en metafase II que en vesícula germinal (Modina et al. 2004; Prentice et al., 2011; Diez et al., 2012; Purohit et al. 2012).

La especie de que se trate, también puede ser un factor de influencia, Bogliolo et al. (2007) y Shirazi et al. (2012) señalan que las células del cúmulus no mejoran la sobrevivencia de los ovocitos ovinos crioconservados. En la especie equina, Tharasanit et al. (2009) encontraron que, cuando los ovocitos son vitrificados sin las células del cúmulus, la capacidad de desarrollo meiótico se reduce. En el presente trabajo la vitrificación de los ovocitos bovinos con las células del cúmulus, fue benéfica, ya que la totalidad de los ovocitos descongelados fueron considerados morfológicamente normales, en comparación con los ovocitos vitrificados sin las células del cúmulus.

En el presente estudio se observó que los porcentajes de ovocitos maduros (47.59 % vs 47.83 %; p > 0.05) y de fecundación (10.26 % vs 15 %; p > 0.05) fueron similares tanto para el grupo COC como para el grupo DND. Los resultados de maduración son diferentes de lo reportado por Purohit et al. (2012) quienes encontraron diferencia en el porcentaje de maduración de los ovocitos de cabras vitrificados con y sin células del cúmulus, y reportan una tasa de 41.2 % de maduración para los ovocitos vitrificados con las células del cúmulus y 27.4 % para los vitrificados sin células del cúmulus (p < 0.05). En cuanto a las tasas de fecundación, los resultados del presente estudio son similares a los Purohit et al. (2012) quienes no encontraron diferencia en los porcentajes de fecundación entre los ovocitos vitrificados con o sin células del cúmulus (31.7 % vs 25 %; p > 0.05); sin embargo, sus valores de fecundación se encuentran por arriba de este estudio.

La criotolerancia de los ovocitos es compleja y depende de varios aspectos, entre los que se mencionan relación área:volumen (superficie), baja permeabilidad de la membrana plasmática al agua y/o los crioprotectores, así como la presencia o ausencia de las células del cúmulus (Diez et ai 2012, Purohit et al. 2012, Shirazi et al. 2012). En el presente estudio aunque el porcentaje de ovocitos morfológicamente normales fue alto para los grupos COC y DND (96 % en promedio), el porcentaje de maduración y de fecundación bajó de forma drástica. Esta situación posiblemente se debió a que, aunque en la evaluación morfológica la apariencia de los ovocitos era buena, probablemente la vitrificación les ocasionó algún daño citoplasmàtico. Se ha señalado que estructuras como los microtúbulos y microfilamentos de actina que desempeñan papeles importantes en el desarrollo cromosomal y citoplasmàtico del ovocito resultan dañados por la criopreservación (Modina et ai, 2004). Prentice et al. (2011) mencionan que uno de los principales componentes que se dañan durante la crioconse vación es el citoesqueleto, y esto puede afectar la tasa de maduración y fecundación de los ovocitos vitrificados. Por su parte Saragusty y Arav (2011) mencionan que la crioconservación ocasiona problemas en la segregación cromosomal durante la maduración in vitro, lo cual reduce la tasa de maduración. Esto probablemente explica la diferencia encontrada entre la alta proporción de los ovocitos morfológicamente normales y el bajo porcentaje de los ovocitos maduros y fecundados del presente estudio.

Diversos estudios reportan que la vitrificación por si misma provoca daños en los ovocitos bovinos, resultando una pobre maduración nuclear y desarrollo embrionario (Prentice et al. 2011, Papis et al. 2014) y su efecto puede ser más evidente en el caso de los ovocitos denudados o inmaduros (Papis et al. 2013, Shirazi et al. 2014). Un aspecto importante, es que el proceso de crioconservación no causa la muerte inmediata a los ovocitos, reflejándose esto en tasas de división aceptables (34-59 %), pero con bajas tasas de desarrollo embrionario (Prentice et al. 2011) situación que pudo incidir en los resultados del presente trabajo, ya que los porcentajes de maduración de los ovocitos vitrificados fueron aceptables (47 % en promedio), sin embargo, las tasas de fecundación y de división fueron bajas y no hubo desarrollo embrionario.

Es probable que la baja tasa de división (COC: 2.9 % y DND 2.45 %) y la ausencia desarrollo embrionario observada en el presente estudio, se deba al proceso de vitrificación, ya que en ambos grupos de ovocitos, la tasa de división fue baja y no hubo desarrollo embrionario posterior. Diferentes reportes indican que la crioconservación ocasiona daños al citoesqueleto, y esto puede afectar la tasa de maduración y fecundación de los ovocitos vitrificados (Prentice et al., 2011).

 

CONCLUSIONES

Bajo las condiciones del presente estudio, se observó que la vitrificación de ovocitos sin las células del cúmulus, disminuyó su calidad morfológica postdescongelación. La tasa de maduración fue similar entre los ovocitos vitrificados con y sin células del cúmulus. Las tasas de fecundación y de división fueron bajas en ambos grupos (COC y DND) y no se encontró desarrollo embrionario.

 

AGRADECIMIENTOS

Al CONACyT por la beca de doctorado otrogada al primer autor, al Laboratorio Brasuca, S.A. de C.V., en especial al Ing. Manuel Suarez Romero por todas las facilidades brindadas para la realización de este proyecto. Al Ing. José Luis Gerónimo Jiménez, por el apoyo técnico brindado.

 

LITERATURA CITADA

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