INTRODUCCIÓN

Los retardantes de flama (RF) son compuestos químicos que se aplican como aditivos a una gran cantidad de productos que pueden presentar combustión como textiles, electrónicos, plásticos, muebles, materiales de construcción, aislantes, papel y madera, entre otros, con el fin de reducir la inflamabilidad, retardar la ignición y favorecer la prevención de incendios (^{Brits et al., 2016}; ^{Iqbal et al., 2017}; ^{Pantelaki & Voutsa, 2019}; ^{Xiong et al., 2019}). Los RF se pueden clasificar en cuatro grupos principales: a) RF inorgánicos, b) RF nitrogenados, c) RF organofosforados y d) RF halogenados (^{Birnbaum & Staskal, 2004}; ^{Segev et al., 2009}). Los RF halogenados presentan al Br y Cl en su estructura química, de éstos, los retardantes de flama bromados (RFB) son los que tienen la mayor oferta del mercado por su alta eficiencia y bajo costo, y están compuestos por cinco grupos: a) los éteres de difenilopolibromados (EDPB), b) los bifenilos polibromados (BFPB), c) los hexabromociclododecanos (HBCD), d) eltetrabromobisfenol A (TBBFA), y e) los nuevos retardantes de flama bromados (nRFB). Los cuatro primeros grupos presentan alta persistencia, toxicidad y se bioacumulan en especies modelo, en organismos silvestres y en el ser humano, con efectos que son bien conocidos, lo cual ha desencadenado su paulatina prohibición en Europa y los Estados Unidos de América; por esta razón, se han sintetizado y comercializado nuevos compuestos que conservan las propiedades de los principales grupos de RFB que muestran gran diversidad en su estructura química y fueron denominados como nRFB (^{De Wit, 2002}; ^{Watanabe & Sakai 2003}; ^{Xiong et al., 2019}). ^{Xiong et al. (2019)} han enlistado algunos de los nRFB, más relevantes como el decabromodifenil etano (DBDFE), el bis (2,4,6-tribromofenoxi) etano (BTBFE), el tetrabromobisfenol A bis (2,3-dibromopropil éter) (TBBFA-DBPE), 2-etilhexil-2,3,4,5-tetrabromobenzoato (TBB), bis- (2-etilhexil) tetrabromoftalato (TBFT), hexabromobenceno (HBB), 2,3,4,5,6-pentabromoetilo benceno (PBB), 2,3,4,5,6-pentabromotolueno (PBT) y 1,2-dibromo-4- (1,2-dibromoetil) ciclohexano (DBECH). Estos compuestos solo han sido vigilados en los Estados Unidos de América y de la Unión Europea por autoridades ambientales, mientras que en el resto del mundo se carece de un marco normativo para su monitoreo (^{Zuiderveen et al., 2020}). Las estructuras químicas de los principales grupos de RFB se pueden observar en la Figura 1.

Figura 1 Estructura química de los principales grupos de BFR y algunos de los nBFR más relevantes. a) EDPB, b) TBBFA, c) BFPB, d) α-HBCD, e) β-HBCD, f) γ- HBCD, g) DBDFE, h) TBBFA-DBPE, i) TBB, j) BTBFE, k) TBFT, l) PBEB, m) PBT, n) HBB yo) DBECH. Los incisos, a) y c), fueron adaptados de DeWit, 2002 y los valores de “x” e “y” podrían ser de 0 a 5. 

Las principales fuentes de emisiones de los RFB al ambiente son las instalaciones que producen estos compuestos, los productos plásticos, los electrodomésticos y los polímeros retardadores de flama, también la industria del reciclaje, plantas de tratamiento de aguas residuales e incineradoras y en menor medida la volatilización y deposición atmosférica; su liberación al ambiente ha sido ampliamente documentada en diversos reportes en aire, suelo y agua, principalmente en Asia, Europa y América del Norte (^{Watanabe & Sakai, 2003}; ^{Covaci et al., 2006}; ^{Malkoske et al., 2016}; ^{Iqbal et al., 2017}). Se han detectado RFB en ríos, lagos, aguas subterráneas y fuentes de agua potable; se ha encontrado que las plantas de tratamiento de aguas residuales pueden liberar EDPB, HBCD y TBBFA al ambiente a través de la descarga de sus efluentes a las aguas superficiales y la descarga de lodos activados (^{Covaci et al., 2006}; ^{Malkoske et al., 2016}; ^{Wu et al., 2019}; ^{Xiong et al., 2019}). Concentraciones ambientales de EDPB en ríos y lagos se encuentran en el intervalo de 0.03 y 2,500 ng/L en Estados Unidos de América, Canadá y Japón; mientras que para los HBCD entre 0.00051 y 4,500 ng/L (^{Iqbal et al., 2017}). La presencia de diversos nRFB ha sido reportada en ríos, lagos y aguas marinas y a nivel mundial se encuentran en el intervalo de 0.23 a 32 pg/L y de 0.0016 a 9.43 ng/L; no obstante, dado que el uso de estos productos es diferenciado, las mayores concentraciones se encuentran asociadas a regiones urbanas (^{Xionget al., 2019}). Debido a la alta hidrofobicidad de los RFB, tienden a estar asociados con material particulado y solo se disuelven en una fracción muy pequeña, esta disolución los hace biodisponibles para la biota en ambientes acuáticos, entre ellos los peces (^{Iqbal et al., 2017}; ^{Wu et al., 2019}; ^{Xiong et al., 2019}).

La bioacumulación en peces es uno de los efectos más comunes ocasionados por la exposición a RFB, la cual ha sido ampliamente documentada en diversas especies silvestres de estos organismos que habitan diferentes ambientes alrededor del mundo (^{Yang et al., 2012}; ^{He et al., 2013}; ^{Zeng et al., 2014}; ^{Tang et al., 2015}; ^{Iqbal et al., 2017}; ^{Xiong et al., 2019}). Se ha observado que los EDPB provocan alteraciones en el eje hipotálamo-pituitario, en el transporte, metabolismo y señalización de hormonas esteroides y tiroideas, pudiendo afectar el desarrollo gonadal, la fertilidad y el éxito de la eclosión de huevos, la eclosión de huevos, factores que pueden aumentar el riesgo de una disminución en el tamaño de las poblaciones de peces silvestres (^{Noyes & Stapleton, 2014}; ^{Yu et al., 2015}). También se ha determinado que los EDPB causan deficiencias cognitivas y neuronales, arritmias cardíacas y pérdida de las habilidades locomotoras en los diferentes estadios de desarrollo del pez cebra (^{Lema et al., 2007}; ^{Chou et al., 2010}; ^{Truong et al., 2014}; ^{Zhao et al., 2014}; ^{Macaulay et al., 2015}). Existen algunos estudios con resultados contrastantes sobre la función del citocromo P450 en la biotransformación de estos compuestos en los tejidos de los peces que no han permitido ser concluyentes sobre este tema (^{Tomy et al., 2004}; ^{Benedict et al., 2007}; ^{Browne et al., 2009}; ^{Shen et al., 2012}; ^{Du et al., 2015}; ^{Zhang et al., 2015}; ^{Dong et al., 2018}).

Producto de la respiración y la generación de energía, así como a la exposición a agentes estresantes que pueden ser físicos, químicos o biológicos, las especies reactivas del oxígeno (ROS, por sus iniciales en inglés), como el anión superóxido (O₂•) y el peróxido de hidrógeno (H₂O₂) incrementan sus concentraciones en las células y, por lo tanto, el riesgo toxicológico que representan por ser especies químicas altamente reactivas también se ve aumentado. Para poder hacer frente a esta condición oxidante celular, las mismas células poseen defensas antioxidantes de bajo peso molecular, las cuales incluyen a las vitaminas, carotenoides y al glutatión (GSH), que es capaz de reducir diversos compuestos con características electrofílicas; y por otro lado, a las defensas antioxidantes de alto peso molecular como la superóxido dismutasa (SOD; EC 1.15.1.1) que reduce O₂• a H₂O₂, catalasa (CAT; EC 1.11.1.6) y glutatión peroxidasa (GPx; EC 1.11.1.9) que reducen H₂O₂ a agua, glutatión S-transferasa (GST; EC 2.5.1.18) que participa en la conjugación de metabolitos oxidantes de xenobióticos y glutatión reductasa (GR; EC 1.6.4.2) que proporcionan glutatión reducido para las actividades de GPx y GST. En consecuencia, el estrés oxidativo es una condición que se caracteriza por una elevada y sostenida concentración de ROS, las cuales, al no ser contrarrestada eficientemente por la defensa antioxidante, causan daños en los componentes celulares como las membranas, las proteínas y el ADN (^{Winston & Di Giulio, 1991}; ^{Livingstone, 2003}; ^{Slaninova et al., 2009}; ^{Sevcikova et al., 2011}; ^{Lushchak, 2011}). En peces, particularmente en estudios in vitro, se ha encontrado que un posible mecanismo de inducción de ROS por exposición a RFB ocurre a través de alteraciones en la función mitocondrial que también favorece la producción de ROS y la activación de defensas antioxidantes (^{Shao et al., 2008}; ^{Linhartova et al., 2015}; ^{Espinosa-Ruiz et al., 2019a}; ^{Zhou et al., 2019}). Los biomarcadores que mayormente han sido empleados para evaluar el estrés oxidativo en peces ocasionado por la exposición a RFB son la medición de ROS, los daños en las membranas celulares, la oxidación de proteínas y alteraciones en el ADN y respecto a la defensa antioxidante, se han evaluado la actividad y la expresión de genes de SOD, CAT, GPx, GR y GST.

El objetivo de esta revisión es proporcionar un estado actual del conocimiento del estrés oxidativo inducido por RFB en condiciones controladas en peces, y brindar nuevas propuestas para la investigación en este tema.

MATERIALES Y MÉTODOS

La búsqueda de artículos sobre este tema se realizó empleando el buscador Google Académico, entre marzo y abril del 2020, utilizando el criterio de búsqueda “polybrominated flame retardant oxidative stress fish”, el cual incluye la evaluación de biomarcadores tanto de defensa antioxidante como de daño oxidante en tejidos de peces que fueron expuestos o dosificados a RFB bajo condiciones de laboratorio, incluyendo estudios in vivo e in vitro. Como resultado, el buscador reportó 7200 resultados, de los cuales solamente se revisaron los 200 primeros, ya que posterior a este número de resultados se encontraron artículos que solo incluían una o dos palabras de los criterios de búsqueda y no cumplieron con los criterios de inclusión de la misma. Dado los diversos estudios que se centraron sobre el estrés oxidativo inducido por RFB en peces bajo condiciones controladas, decidimos presentar estos estudios dividiéndolos en dos apartados en la sección de Resultados y Discusión: a) estudios in vivo, que incluyen la exposición en el agua (trece artículos revisados), administración intraperitoneal (seis artículos revisados) y exposición a través de la dieta (cuatro artículos revisados) y, b) estudios in vitro (siete artículos revisados). Cada apartado presentará una discusión sobre los efectos principales reportados en cada uno de éstos y también se justificarán las propuestas de investigación sobre este tema.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Estudios in vivo

Exposición en el agua

Respecto a los estudios que han reportado el estrés oxidativo y la defensa antioxidante en peces expuestos a RFB en el agua, se ha encontrado que el TBBFA es el más estudiado, seguido de los HBCD, EDPB y en menor cantidad, los nRFB. Primeramente, se presentarán los estudios que reportan los efectos del TBBFA. En embriones del pez cebra, Danio rerio, Hamilton 1822, a las 2 horas post fertilización que fueron tratados con TBBFA a 0.25, 0.75 y 1.5 mg/L por 96 horas se observó que la actividad de SOD y el daño en membranas celulares se incrementó de manera proporcional con la concentración de los tratamientos (^{Hu et al., 2009}). En otro estudio similar, que evaluó la actividad enzimática de SOD, CAT y GPx se mostraron reducciones en embriones de pez cebra a los 3, 5 y 8 días post fertilización debido a los tratamientos con 0.4, 0.7 y 1 mg/L de TBBFA, observándose una tendencia similar respecto a la expresión de los genes sod, cat y gpx1a (^{Wu et al., 2016}). A pesar de que se ha documentado activación de las defensas antioxidantes por efecto del TBBFA, también se ha observado estrés oxidativo. Se encontró que el TBBFA a 5.09 mg/L es capaz de inducir daños en las membranas de células sanguíneas del pez cabeza de serpiente moteada, Channa punctata, Bloch 1793, de manera dependientes del tiempo (cada 24 horas hasta las 96 horas); mientras que el daño en el ADN fue mayor a las 24 y 48 horas (^{Sharma et al., 2019}).

Con respecto al sistema antioxidante del glutatión, en el pez dorado, Carassius auruatus, Linnaeus 1758, expuesto a 0.5 y 2 mg/L de TBBFA por 2, 4, 8, 16, 32 y 64 días, se observó que la actividad de la GST fue, en todos los casos, mayor en el hígado respecto al suero sanguíneo, en ambos tejidos se observó que la mayor inducción fue en los peces tratados a 2 mg/L con respecto a los tratados a 0.5 mg/L de TBBFA y respecto al tiempo de exposición, las mayores actividades de GST se observaron a los 8 y 16 días en ambos tejidos. También se registró que la actividad de esta enzima fue aparentemente proporcional a las concentraciones de TBBFA (0.5, 1, 1.5 y 2 mg/L) por 32 y 64 días. Estos mismos autores encontraron que la actividad de GR también fue mayor en el hígado respecto al suero sanguíneo en todos los casos a 0.5 y 2 mg/L de TBBFA por 2, 4 y 8 días. Sin embargo, a los 16, 32 y 64 días de exposición se observaron disminuciones con respecto a cada grupo control. Estos hallazgos fueron confirmados en otro experimento donde especímenes de esta especie fueron expuesto con TBBFA a 0.5, 1, 1.5 y 2 mg/L por 32 y 64 días y se observó un decremento en la actividad de GR (^{Yang et al., 2013}). En otro estudio, la exposición de D. rerio por 120 horas post fertilización a TBBFA a concentraciones de 0.625 y 1.25 mg/L ocasionaron incrementos en la actividad de GST (^{Usenko et al., 2016}).

Se reportó una sobre expresión del gen hsp70 (gen que codifica para una proteína de choque término de 70 kDa, HSP70, cuya expresión se relaciona con situaciones de estrés térmico y oxidativo) en el hígado de ejemplares machos adultos del pez cebra expuestos a 0.75 µM de TBBFA. En las hembras tratadas con TBBFA a 0.75 µM se sobre expresó el gen gst, también es posible que la formación de radicales libres haya ocurrido a través de la actividad de la nicotinamida adenina dinucleótido fosfato (NADPH) oxidasa, dado que observaron sobre expresiones en otros genes que están relacionados con su activación (^{De Wit et al., 2008}). En D. rerio a las 2 horas post fertilización expuesto a TBBFA en el intervalo de concentraciones de 0.002 a 0.25 mg/L se encontró que los niveles de HSP70 mostraron una respuesta proporcional a la concentración de los tratamientos (^{Hu et al., 2009}).

A continuación, se presentan los efectos de los HBCD. Tanto la inducción de ROS como el daño en las proteínas fueron mayores después de la exposición a 100 y 500 µg/L de los HBCD por 28 días y debido a 10, 100 y 500 µg/L de los HBCD por 42 días en el cerebro de peces adultos de Gobiocypris rarus, Ye & Fu 1983, mientras que el daño en las membranas celulares solo fue mayor en los peces tratados a 100 y 500 µg/L de los HBCD por 42 días. El daño en el ADN de los eritrocitos se observó en los especímenes expuestos a 100 y 500 µg/L de los HBCD por 42 días, además, se encontró que las ROS estuvieron correlacionados con los biomarcadores de daño evaluados a los 42 días por un análisis de correlación lineal (^{Zhang et al., 2008}). En otra investigación se determinó que el contenido de ROS fue mayor en los embriones de pez cebra a las 4 horas después de la fertilización tratados con los HBCD a 0.1, 0.5, y 1 mg/L por 96 horas; estos incrementos en los niveles de ROS estuvieron relacionados con procesos de apoptosis, así como una reducción en la expresión de proteínas relacionadas con procesos anti apoptóticos (^{Deng et al., 2009}). En embriones del medaka marino, Oryzias melastigma, McClelland 1839, que fueron expuestos a una mezcla técnica de los HBCD a 5, 20 y 50 µg/L por 6 días, se encontraron daños en el ADN proporcionales a las concentraciones de prueba (^{Hong et al., 2014}).

Respecto a la defensa antioxidante, en el cerebro G. rarus se observó una disminución en la actividad de SOD en los peces expuestos a 500 µg/L de los HBCD por 28 días y a 10, 100 y 500 µg/L de los HBCD por 42 días; se observó una tendencia similar con el contenido de GSH a las mismas concentraciones de los HBCD y adicionalmente a 100 µg/L de los HBCD por 28 días y 1 µg/L de los HBCD por 42 días (^{Zhang et al., 2008}). En D. rerio a las 2 horas post fertilización expuesto a HBCD por 96 horas se halló que los daños en las membranas celulares fueron proporcionales a las concentraciones de los HBCD; sin embargo, la actividad de SOD fue inversamente proporcional con los tratamientos de 0.5 mg/L a 10 mg/L (^{Hu et al., 2009}).

La actividad de GST se incrementó por efecto de los HBCD a una concentración de 5 mg/L en D. rerio por 120 horas post fertilización (^{Usenko et al., 2016}). De manera general, se encontró que las actividades enzimáticas de SOD, CAT, GPx y GST en el hígado del carpín, Carassius carassius, Linnaeus 1758, fueron mayores en los peces expuestos a 20 µg/L con respecto a los tratados con 2 y 200 µg/L de los HBCD durante 7 días. El mayor incremento en la actividad de SOD respecto al control se observó al primer día de experimentación, para la actividad de CAT se reportó a los 7 días, mientras que para la actividad de GPx se detectó a los 4 días y para la GST a los 2 días de experimentación. Se identificó una tendencia similar para el daño en las membranas celulares, los mayores efectos se encontraron a los dos días de experimentación a la concentración de 20 µg/L de los HBCD y fueron similares a los 4 y 7 días de experimentación entre los tratamientos de 20 y 200 µg/L de los HBCD (^{Dong et al., 2018}). Respecto a las proteínas de HSP70 se reportó inducción dependiente de la concentración en el intervalo de 0.5-10 mg/L en D. rerio a las 2 horas post fertilización expuesto por 96 horas (^{Hu et al., 2009}).

Solamente dos estudios han reportado efectos en los biomarcadores de estrés oxidativo y la defensa antioxidante en peces expuestos al EDPB y dos más para los nRFB. En ejemplares juveniles de bacalao del Atlántico, Gadus morhua, Linnaeus 1758, después de tres semanas de exposición a 5 ng/L de 2, 2´, 4, 4´-tetrabromodifenil éter (BDE-47), no se observó efecto en la expresión del gen que codifica para la GST isoforma π (gstπ) en el hígado (^{Olsvik et al., 2009}). El 2, 4, 4′-tribromodifenil éter (BDE-28) a 10 ppm indujo la actividad de GST en el pez cebra a las 120 horas post fertilización, este efecto no fue observado para el BDE-47, 2, 2´, 4, 4´, 5-pentabromodifenil éter (BDE-99) ni para el 2, 2′, 4, 4′, 6-pentabromodifenil éter (BDE-100) a la misma concentración (^{Usenko et al., 2015}).

Respecto a los nRFB, se reportó que 2.5 mg/L de 1, 2, 3, 4, 5-pentabromo-6-clorociclohexano (PBCH) por 120 horas post fertilización en D. rerio ocasionó incrementos en la actividad de GST (^{Usenko et al., 2016}). La actividad de SOD estuvo incrementada en embriones de D. rerio expuestos a 1 y 10 μM de DBECH a 3 horas post fertilización hasta los 6 días. Tanto la actividad de CAT como la expresión del gen cat fueron incrementadas y al parecer de manera dependiente de las concentraciones de los tratamientos. Fenómenos similares se encontraron en la expresión del gen gpx1 pero solamente a 0.1 y 10 μM. La concentración de GSH mostró una disminución a 1 y 10 μM dependiente de las concentraciones de prueba; mientras que el daño en membranas celulares estuvo inducido por DBECH a 0.1, 1 y 10 μM; así mismo, la inducción de genes relacionados con la apoptosis estuvo sobre expresada (^{Wang et al., 2019}). La tabla 1 presenta los estudios que reportan estrés oxidativo en peces expuestos a RFB en el agua en orden cronológico.

En la mayoría de los estudios revisados para este artículo, la vía de exposición de los RFB fue en el agua. No obstante, los RFB presentan alta hidrofobicidad lo que es un factor limitante en este tipo de diseño experimental haciendo imposible disolverlos a concentraciones mayores a la máxima solubilidad en agua. En el ambiente, los RFB tienden a encontrarse asociados a la materia particulada y solo una fracción muy pequeña se encuentra disuelta, como previamente se ha mencionado en las revisiones de ^{Iqbal et al. (2017)} y ^{Xionget al. (2019)}. Los embriones y larvas de Danio rerio han sido expuestos a TBBFA disuelto en el agua en un intervalo de 0.002 a 5.43 mg/L y ejemplares adultos de 0.4 a 0.8 mg/L. Se ha reportado que este RFB es capaz de incrementar los daños en membranas celulares, la actividad de SOD y el contenido de la proteína HSP70 por 96 horas (^{Hu et al., 2009}). No obstante, por tiempos más prolongados de exposiciones hasta 5 y 8 días post fertilización, provocan disminuciones en la actividad y en la expresión de genes de SOD, CAT y GPx (^{Wu et al., 2016}). Estos hallazgos denotan que existe un valor umbral en la respuesta antioxidante; en adición, las diferencias entre las actividades enzimáticas y la expresión de genes se debe a que los mecanismos de activación de genes ocurren en mucho menor tiempo en comparación la actividad enzimática la cual, en algunas ocasiones implica modificaciones postranscripcionales como han mencionado ^{Wu et al., (2016)}. Por otra parte, tanto en adultos como en larvas de Danio rerio en exposiciones prolongadas de 7 y 14 días, el TBBFA incrementa la actividad y expresión del gen gst (^{De Wit et al., 2008}; ^{Usenko et al., 2016}), denotando procesos de conjugación por este compuesto, un hecho similar se observó en bioensayos con el pez Carassius auruatus tratado a 0.5 y 2 mg/L hasta por 64 días, a pesar que la actividad de GR sufrió modulación y reducciones, que fueron observadas a las 18, 32 y 64 días en hígado y suero (^{Yang et al., 2013}). La mayor concentración de TBBFA se probó sobre ejemplares adultos de Channa punctata y fue 5.09 mg/L por 96 horas que ocasionaron daños en el ADN de la sangre (^{Sharma et al., 2019}).

^{Hu et al. (2009)} emplearon el intervalo de concentraciones más amplio para los tratamientos en el agua de HBCD que fueron de 0.002 a 10 mg/L, el resto de estudios en este aspecto estudiaron las respuestas de estrés oxidativo en peces dentro de este intervalo tanto para embriones, larvas y peces adultos (^{Zhang et al., 2008}; ^{Deng et al., 2009}; ^{Hong et al., 2014}; ^{Usenko et al., 2016}; ^{Dong et al., 2018}). Se ha encontrado que los HBCD son capaces de incrementar las ROS, dañar proteínas, membranas celulares y al ADN, así como disminuir la actividad de la SOD en embriones y larvas de Danio rerio y Oryzias melastigma y en ejemplares adultos de Gobiocypris rarus por exposiciones que van desde los 2 hasta los 42 días (^{Zhang et al., 2008}; ^{Hu et al., 2009}; ^{Deng et al., 2009}; ^{Hong et al., 2014}; ^{Usenko et al., 2016}). De manera interesante los HBCD, causaron incrementos en el metabolismo de la GST en embriones y larvas de Danio rerio (en concentración de 5 mg/L) y en ejemplares juveniles de Carassius carassius expuestos a 0.002, 0.02 y 0.2 mg/L por 7 días (^{Usenko et al., 2016}; ^{Dong et al., 2018}). A pesar de que está documentado que los HBCD causan daños en las membranas celulares, proteínas y el ADN, así como abatimientos en la actividad de SOD, ^{Dong et al. (2018)} reportaron incrementos en la actividad de SOD, CAT y GPx en hígado de ejemplares juveniles de C. carassius expuesto a 0.002, 0.02 y 0.2 mg/L por 7 días. Las diferencias entre estos estudios pueden deberse al estadio de los especímenes, donde la activación de estas defensas antioxidantes ocurre en juveniles mientras que el abatimiento se notó en embriones y larvas de D. rerio (^{Hu et al., 2009}). No obstante, en adultos de Gobiocypris rarus también se observaron reducciones en la actividad de SOD, por lo que estas diferencias pueden deberse al tiempo, ya que en el modelo experimental de G. rarus se consideraron tiempos más prolongados (14, 28 y 42 días) con respecto al estudio de ^{Dong et al. (2018)}. Con relación a los EDPB solo hubo dos estudios, en peces expuestos en el agua a estos RFB, en G. morhua, 5 ng/L de BDE-47 por 3 semanas no causaron cambios en la expresión hepática del gen gstπ (^{Olsvik et al., 2009}), mientras que el BDE-28 a 10,000 ng/L incrementó la actividad de GST en embriones-larvas del pez cebra a 120 horas post fertilización (^{Usenko et al., 2015}). Estas diferencias pueden explicarse a la discrepancia entre las concentraciones y a los tiempos de prueba.

Administración intraperitoneal

Aunque la vía de exposición de peces a contaminantes en el ambiente no ocurre por vía intraperitoneal, esta vía de exposición ofrece la posibilidad de reportar efectos con base en el peso del organismo, facilita la extrapolación con mamíferos terrestres y permite realizar pruebas toxicológicas con compuestos que presentan una reducida solubilidad en el agua como el caso de los RFB (^{Ardeshir et al., 2017}). De manera similar con la sección anterior, inicialmente, se abordarán los estudios realizado con el TBBFA, los HBCD, los EDPB y posteriormente los estudios que emplearon los nRFB. En la trucha arcoíris, Oncorhynchus mykiss, Walbaum 1792, dosificada con TBBFA a 1, 10, 50 y 100 mg/kg por 4 días se encontró que la actividad hepática de GR fue proporcional con las dosis. Las truchas fueron dosificadas con 100 mg/kg por 1, 4, 14 y 28 días y se encontró que la actividad de GR mostró una disminución a un día de administrada la dosis, mientras a los 4, 14 y 28 días la actividad de esta enzima fue mayor. La actividad de GST, GR y CAT fue similar en el hígado de ejemplares de la trucha arcoíris dosificada a TBBFA a 50 mg/kg por 4 días, y la actividad de CAT fue mayor en las truchas dosificas con los HBCD a 50 y >500 mg/kg después de 4 días de tratamiento (^{Ronisz et al., 2004}). Una administración intraperitoneal de TBBFA a 100 mg/kg en Carassius auratus provocó incrementos en la producción de ROS en el hígado a las 12 horas, 1, 3, 5, 7 y 14 días. En una prueba con peces de esta misma especie a los que se le aplicaron dosis de TBBFA de 10, 50, 100, 200 y 300 mg/kg por 24 horas, se observó que la producción de ROS en el hígado y en la vesícula biliar fue mayor que el control y proporcional con las dosis de 100 a 300 mg/kg. La oxidación de proteínas en el hígado fue mayor a los 1, 3, 5, 7 y 14 días después de una administración de TBBFA a 100 mg/kg; para el caso del daño en las membranas celulares, se observaron efectos notables a los 3, 5 y 7 días. Además, se encontraron reducciones en los niveles de ROS, daño en las proteínas y en las membranas después de 28 días de exposición (^{Shi et al., 2005}).

En bioensayos donde se probaron concentraciones de 10, 50 y 100 mg/kg por 7, 14 y 30, las dosis individuales de 2, 2’, 3, 3’, 4, 4’, 5, 5’, 6, 6’-decabromodifenil éter (BDE-209) y DBDFE a los 7 y 14 días posteriores a la dosificación, no causaron incrementos en la actividad de SOD en el hígado de C. auratus; sin embargo, la mezcla (1:1) provocó reducciones en la actividad de esta enzima, y en la actividad de CAT en la mayoría de los casos. En general, la actividad de GR y las concentraciones de GSH en el hígado de los peces tratados fue similar o menor al control. La mezcla de BDE-209 y DBDFE (1:1) a las mismas dosis de prueba, 10, 50 y 100 mg/kg, causó una disminución dependiente de la dosis en la actividad de GPx a los 4 y 7 días; la actividad de la GST se redujo a los 14 y 30 días debido a los tres tratamientos y solo la mezcla de los RFB indujo esta respuesta a los 7 días. El daño en membranas celulares fue proporcional con la concentración de las dosis con la mezcla de RFB a los 14 y 30 días y por el DBDFE a los 30 días; en general, la mayor evidencia de estrés oxidativo se observó a los 30 días (^{Feng et al., 2013a}). En otro trabajo se encontró que la actividad hepática de GST estuvo significativamente incrementada por tres mezclas: BDE-209/BDE-47 y BDE-209/BDE-99 y BDE-209/BDE-47/BDE-99 en proporciones 1:1 y 1:1:1, con dosis de 0.2, 1 y 5 mg/kg por 4 días en C. auratus. En contraste, la actividad de CAT sufrió reducciones a las concentraciones de 1 y 5 mg/kg de las tres mezclas (^{Xie et al., 2014}). La administración de BDE-209, TBBFA, HBCD, DBDFE, HBB y PBT a 10 y 100 mg/kg de manera individual por 7, 14 y 30 días provocaron reducciones en la actividad de SOD, CAT, GPx y en los niveles de GSH en el hígado de C. auratus a los 30 días, siendo que los mayores efectos observados fueron ocasionados por el HBB y PBT. Así mismo se detectaron daños en las membranas celulares del hígado al mayor periodo de tratamiento (30 días), en varios de los casos, dichos incrementos fueron dependientes del tiempo. La integración de los biomarcadores determinó el efecto de los RFB encontrando la siguiente tendencia: PBT > HBB > HBCD > TBBFA > BDE-209 > DBDFE; sugiriendo que el PTB es el RFB de mayor toxicidad (^{Feng et al. 2013b}).

En C.auratus dosificado con HBB a 10, 150 y 300 mg/kg por 7, 14 y 25 días se encontró que la actividad de SOD, CAT, GPx, GR y GST fue mayor en el hígado respecto a la branquia. La actividad de la SOD hepática mostró una inhibición relacionada con las dosis a los 25 días de tratamiento mientras que la SOD de la branquia mostró esta tendencia a los 14 días después de la dosis. La CAT del hígado mostró una tendencia irregular respecto al tiempo y dosis, la actividad de esta enzima en la branquia fue inhibida a los 14 y 25 días de manera dependiente de la dosis (^{Feng et al., 2014}). Las actividades de GPx y GR hepáticas y de la branquia fueron inhibidas de manera dependiente a la dosis y del tiempo de tratamiento. Las branquias fueron más susceptibles a la inhibición de la actividad de la GST debida al HBB y las menores actividades de esta enzima se registraron a los 14 y 25 días de experimentación en 300 mg/kg de HBB; en el hígado, solo hasta los 25 días se observó una disminución proporcional con las dosis. En las branquias el daño a las membranas celulares fue mayor respecto al observado en el hígado. La respuesta integrada de los biomarcadores en el hígado y en las branquias de los peces dosificados con 300 mg/kg de HBB por 25 días de tratamiento fueron mayores respecto a los otros tratamientos (^{Feng et al., 2014}). En la tabla 2, se muestra un resumen de los resultados de estudios que reportan estrés oxidativo en peces dosificados por vía intraperitoneal con RFB en orden cronológico.

En peces se encontró que entre 100 y 300 mg/kg de RFB son capaces de producir estrés oxidativo, mientras que estos efectos pueden observarse en roedores en dosis que van desde 0.6 hasta 500 mg/kg de RFB en ratas y ratones (^{Albina et al., 2010}; ^{Costa et al., 2015}; ^{Milovanovic et al., 2018}). Dentro de los estudios que reportaron el efecto de los RFB en el estrés oxidativo por vía intraperitoneal, solamente tres de ellos documentaron las secuelas del TBBFA en dos especies de peces, O. mykiss y C. auratus. En O. mykiss se encontró que 1, 10, 50 y 100 mg/kg de TBBFA por 4 días causaron modulación en la actividad hepática de GR (^{Ronisz et al., 2004}); mientras que en C. auratus se probó un amplio espectro de dosis (100-300 mg/kg de TBBFA) y tiempo (0.5-30 días), se encontró inducción de ROS, daños en membranas celulares y proteínas en hígado, así como abatimientos en la actividad de SOD, CAT y GPx (^{Shi et al., 2005}; ^{Feng et al., 2013b}). Respecto a los estudios con los HBCD, ^{Ronisz et al. (2004)} reportaron que son capaces de estimular la actividad del hígado de CAT a 50 y 500 mg/kg de HBCD por 4 días y ^{Feng et al. (2013b)}, reducciones en la actividad de SOD, CAT, GPx y niveles de GSH e incrementos en los daños de las membranas celulares en el hígado por 10 y 100 mg HBCD/kg por 7, 14 y 30 días. Estas diferencias, pueden deberse a la alta dosis que emplearon ^{Ronisz et al. (2004)} comparadas con las dosis empleadas por ^{Feng et al. (2013b)}. Los estudios por tratamiento intraperitoneal de los EDPB mostraron evidencias de estrés oxidativo en el hígado de C. auratus debido a abatimientos en la actividad de SOD, CAT y GPx y aumentos en los daños de membranas celulares (^{Feng et al., 2013a}; ^{Xie et al., 2014}). La excepción en esta tendencia, estuvo representada por los aumentos en la actividad de GST debida a mezclas binarias y ternarias de tres congéneres de EDPB (-47, -99 y -209) a 0.04, 0.2, 1 y 5 mg/kg por 4 días (^{Xieet al., 2014}); probablemente, esta diferencia pueda deberse a la dosis y al tiempo, ya que el estimuló en la actividad de GST estuvo relacionado a dosis y tiempo menores que en el reporte de ^{Feng et al. (2013a)}. ^{Feng et al. (2013b)} emplearon la respuesta integrada de biomarcadores para una misma especie de pez, dosis y tiempo y dos nRFB, el PBT y el HBB, fueron más tóxicos que los HBCD, el TBBFA y un EDPB.

Administración a través del alimento

Los experimentos toxicológicos que se realizan a través de la dieta son relevantes porque en el ambiente muchas especies de peces se alimentan en el fondo, el cual es un reservorio importante para varios contaminantes como los orgánicos persistentes entre los que se encuentran los RFB (^{WSDOH, 2021}). En esta sección, la presentación de los hallazgos se realizará por orden cronológico debido a que en la mayoría de estos contemplan mezclas de RFB. Se realizó un análisis proteómico en el hígado del pez cebra expuesto por 21 días a una mezcla de 11 RFB (que incluyeron a BDE-28, -183, -209, HBCD, TBBFA y TBBFA-DBPE) a dos dosis, 10 y 100 nmol/g de alimento (quironómidos liofilizados). Se observó que en los machos se incrementó la expresión de una proteína con actividad de peroxidasa, así como de la peroxirredoxina 6. En ambos sexos se observó una sobre expresión de dos proteínas relacionadas con la producción de GSH (^{Kling et al., 2008}). En la carpita cabezona, Pimephales promelas, Rafinesque 1820, que fue tratada por 56 días en el alimento con dos retardantes de flama comerciales, Firemaster® 550 (FM-550) y Firemaster® BZ-54 (FM-BZ-54) cuyos componentes principales son el TBFT y el TBB, se halló que el daño en el ADN hepático fue mayor que el daño al ADN sanguíneo. FM-550 causó incrementos significativos en el daño de ADN de manera dependiente con respecto al tiempo (14, 28 y 56 días), mientras que el FM-BZ-54 los causó solamente a los 28 y 56 días (^{Bearr et al., 2010}).

En pruebas con especímenes del austrobacalao esmeralda,Trematomus bernacchii, Boulenger 1902, alimentados en condiciones de laboratorio con cápsulas de gelatina conteniendo una mezcla a partes iguales de ocho congéneres de EDPB (BDE-28, -47, -99 -100, 2, 2’ ,4 ,4’ ,5 ,5′-hexabromodifenil éter (BDE-153), 2, 2′, 4, 4′, 5, 6′-hexabromodifenil éter (BDE-154), 2, 2’, 3, 4, 4’, 5’, 6-heptabromodifenil éter (BDE-183) y -209) en dos dosis: 320 ng y 32 ng, suministrados a los 14, 28, 42 y 56 días de haber iniciado el ensayo, se obtuvieron los siguientes resultados: la peroxidación lipídica hepática a los 14 y 56 días fue mayor en los peces tratados con respecto a los controles, la oxidación de proteínas fue mayor en los peces alimentados con la baja y la alta dosis de la mezcla en comparación con el control en todos los tiempos de evaluación y esta alteración se vio reducida de manera proporcional durante las evaluaciones a los 14, 28, 42 y 56 días. Asimismo, la actividad de enzimática de SOD, CAT, GPx y GST se incrementó de manera proporcional con los tratamientos (^{Ghosh et al., 2013}). En ejemplares de la trucha arcoíris que fueron alimentadas con BTBFE a una concentración de 51.7±17.9 µg/g en el alimento en peso húmedo por 48 horas y por 28 días, se observó que, en el hígado de los peces tratados por 28 días, el gen txnip (que codifica a una proteína que participa en la inhibición de la tiorredoxina con función antioxidante) estuvo sobre expresada, lo que permite sugerir que bajo esta condición probablemente se generó una situación de estrés oxidativo (^{Giraudo et al., 2017}). En la tabla 3, se muestra una síntesis de los estudios que reportan estrés oxidativo en peces inducidos por vía del alimento con RFB en orden cronológico.

Existen diferencias en los hábitos alimenticios de los peces entre especies y esto puede llevar a diferencias en la asimilación de los RFB en el ambiente (^{Iqbal et al., 2017}); no obstante, esta vía de administración es relevante porque simula una vía de exposición que ocurre en el ambiente (^{WSDOH, 2021}). La mayoría de los estudios en este tema emplearon mezclas de RFB (^{Kling et al., 2008}; ^{Bearr et al., 2010}; ^{Ghosh et al., 2013}). A pesar de las diferencias en las concentraciones de RFB en el alimento empleadas en este conjunto de estudios, se encontró que en un mínimo de 21 días se observan efectos significativos respecto a la expresión de proteínas con actividad antioxidante como la peroxidasa, peroxirredoxina 6 y otras relacionadas con la generación del GSH, así como la sobre expresión del gen txnip que participa en inhibición de tiorredoxina (^{Kling et al., 2008}; ^{Giraudo et al., 2017}). Respecto a al daño oxidativo, dos nRFB (TBFT y TBB) en mezcla indujeron daños en el ADN hepático después de su administración de 28 y 56 días (^{Bearr et al., 2010}).

Estudios in vitro

Los estudios in vitro permiten observar los efectos tóxicos de ciertos compuestos en líneas celulares y permiten identificar posibles mecanismos involucrados en estos procesos. En esta sección se presentarán primero los estudios que probaron la toxicidad de los EDPB y posteriormente los que usaron al TBBFA y los HBCD. Se observó que el BDE-47 a una concentración de 12.5 y 50 µM por 30 minutos de incubación es capaz de incrementar ROS en una línea celular obtenida del hígado de la trucha arcoíris (RTL-W1), y en otra línea celular obtenida de las branquias de esta especie (RTgill-W1) a 50 µM por los mismos 30 minutos, así mismo se encontró reducción en la viabilidad celular (^{Shao et al., 2008}). En la línea celular de fibroblastos SAF-1, obtenida de la dorada, Sparus aurata, Linnaeus 1758, tratada con BDE-47 y con BDE-99 en experimentos independientes a 1, 10, 50, 75 y 100 μmol/L por 72 horas, la inducción de ROS en los fibroblastos expuestos a 10 y 100 μmol/L de BDE-47 fue mayor que el control (~50% y ~100%, respectivamente), por otro lado, estos incrementos fueron observados después del tratamiento con 50, 75 y 100 μmol/L de BDE-99. Esta misma línea celular tratada de manera independiente con BDE-47 y BDE-99 a una concentración de 1 μmol/L y a una mezcla de ambos compuestos a la misma concentración por 7 y 15 días, mostró que la expresión de la proteína de factor nuclear eritroide 2 (NRF-2) se incrementó, la cual se sabe está relacionada con la activación de defensas antioxidantes enzimáticas (^{Espinosa-Ruiz et al., 2019a}). La respuesta de esta misma línea, SAF-1 de Sparus aurata, tratada con BDE-209 a 0.25, 0.5, 0.75, 1 y 2 μmol/L por 72 horas, fue un aumento en las concentraciones de ROS con 0.75, 1 y 2 μmol/L de BDE-209; mientras que con 1 μmol/L por 7 y 15 días se hallaron incrementos significativos en la expresión de la proteína NRF-2 (^{Espinosa-Ruiz et al., 2019b}).

En la línea celular comercial de gónadas, RTG-2 (mezcla de testículo y ovario) de la trucha arcoíris tratadas con BDE-47 con 6, 12.5 y 25 μM por 4 horas y con 6 y 12.5 μM por 6 horas hubo una inducción de ROS; también se observaron disminuciones en el potencial de membrana mitocondrial como un daño en este organelo e inducción del proceso apoptótico (^{Zhou et al., 2019}). Recientemente, ^{Espinosa-Ruiz et al. (2020)} reportaron que la expresión de genes nrf2, cat y sod en la línea celular SAF-1 de la dorada tratada con BDE-47 con 1 μmol/L por 72 horas, fueron similares al control.

En una línea celular de hepatocitos de Danio rerio tratada con los HBCD (5 µM), TBBFA (5 µM) y en una mezcla de cada uno (1:1) por 72 horas, se observó que estas concentraciones y su mezcla indujeron notablemente la producción de proteínas (betaína homocisteína metiltransferasa y trasncelotasa) relacionadas indirectamente con la producción de GSH (^{Kling & Förlin, 2009}). Por otro lado, en espermatozoides del esturión de Siberia, Acipen serruthenus, Linnaeus 1758, tratados con TBBFA a concentraciones de 0.5, 1.75, 2.5, 5, y 10 µg/L por dos horas se determinó que el daño en el ADN fue proporcional con los tratamientos; así mismo el daño en las membranas celulares fue mayor en los tratamientos de 5 y 10 µg/L y el daño en las proteínas totales se detectó en todos los tratamientos; por otro lado, la actividad de SOD se incrementó proporcionalmente con la concentración del TBBFA, con estos datos se estableció que hay una correlación lineal entre la oxidación de proteínas y los daños al ADN (^{Linhartova et al., 2015}).

En la tabla 4 se muestra una síntesis de los estudios realizados in vitro en orden cronológico.

En líneas celulares de humanos y una de ratón se ha demostrado que una vía de generación de ROS por exposición a RFB ocurre a través de alteraciones en la función mitocondrial (^{Yan et al., 2011}; ^{Pereira et al., 2013}; ^{Chen et al., 2016}; ^{Wu et al., 2018}; ^{Zhang et al., 2019}; ^{Cho et al., 2020}). En los estudios en los cuales se evaluó el estrés oxidativo en líneas celulares de peces sobresale la carencia de estudios realizados con nRFB, solamente se han probado los EDPB, los HBCD y el TBBFA, todos ellos de manera individual con excepción del estudio de ^{Kling & Förlin (2009)} quienes ensayaron una combinación de los HBCD y TBBFA (1:1) a 5 µM por 72 horas y también de manera individual en hepatocitos de D. rerio, encontrando incrementos en proteínas relacionadas con generación de GSH y de NADPH. ^{Linhartova et al. (2015)} encontraron daños en membranas celulares, proteínas y ADN, así como en la actividad de SOD en espermatozoides del esturión por efecto del TBBFA (0.5-10 µg/L por 2 horas). Respecto a los EDPB, se encontró que los congéneres BDE-47, -99 y -209 fueron capaces de incrementar las concentraciones de ROS, disminuir el potencial de membrana mitocondrial e incrementar la expresión de la proteína NRF-2 que se encuentra relacionada con la activación de las defensas antioxidantes enzimáticas (^{Shao et al., 2008}; ^{Espinosa-Ruiz et al., 2019a}; ^{Espinosa-Ruiz et al., 2019b}; ^{Zhou et al., 2019}; ^{Espinosa-Ruiz et al., 2020}). Estos estudios son sumamente relevantes ya que permiten identificar posibles mecanismos de producción de ROS a nivel celular. La evidencia presentada en esta revisión permite sugerir que los daños en la actividad mitocondrial son una fuente de ROS a nivel celular que se favorece la activación de las defensas antioxidantes.

Nuevas propuestas de investigación

No existen estudios sobre el estrés oxidativo en peces inducido por los BFPB, a pesar de que estos compuestos están prohibidos desde el siglo pasado, su presencia ha sido detectada en lodos de depuración, en sedimentos, ríos y en peces (^{Luross et al., 2002}; ^{Clarke et al., 2008}; ^{Yun et al., 2008}; ^{Pohl et al., 2004}; ^{Daso et al., 2013}). Es notable que el número de reportes dedicados a estudiar los efectos de los EDPB, los HBCD y el TBBFA en el estrés oxidativo de los peces destaque sobre los nRFB. A pesar de esta observación, resulta altamente probable que el TBBFA y los nRFB incrementen su relevancia en este campo de la investigación debido a que no existe legislación que prohíba la producción y uso del TBBFA, el cual ha sido incluido en lista REACH de la Unión Europea. No hay esquemas de monitoreo ni de reducción de emisión en China; sin embargo, ha prohibido la importación de basura electrónica (^{Malkoske et al., 2016}). Respecto a los Estados Unidos de América, se ha construido una base de datos de los efectos tóxicos de TBBPA en el ser humano y en el ambiente desde los años sesenta del siglo pasado y desde los años ochenta ha sido objeto de programas de monitoreo de toxicológico en ambientes acuáticos (^{Pittinger & Pecquet, 2018}). También se prevé que en los próximos años los estudios toxicológicos sobre los nRFB se verán incrementados por dos razones principales: su síntesis es reciente y la normatividad ambiental sobre los nRFB es casi inexistente, ya que estos compuestos solo han sido objeto de vigilancia por autoridades ambientales de la Unión Europea y de los Estados Unidos de América, mientras que en la mayoría de los países no existen leyes para el monitoreo de estas sustancias (^{Zuiderveen et al., 2020}). En adición, no existe normatividad en México respecto a estos productos.

Recientemente ha habido un incremento en los estudios en condiciones de laboratorio que reportan los efectos tóxicos de algunas mezclas de estos compuestos en peces y en organismos acuáticos. Estos estudios pueden ofrecer un enfoque aproximado a lo que ocurre en los organismos en su ambiente, donde la exposición a un único contaminante es sumamente improbable, dado que los ambientes acuáticos son impactados por mezclas complejas de contaminantes (^{Celander, 2011}). Sin embargo, cuando un organismo es tratado a una mezcla de contaminantes, pueden existir dificultades para atribuir una respuesta biológica a algún factor en particular, como ampliamente ha sido descrito en las respuestas de biomarcadores en peces silvestres (^{Celander, 2011}); no obstante, los estudios que consideran mezclas de contaminantes permiten realizar aproximaciones a los fenómenos que ocurren en el ambiente, lo que representa una importante ventaja de este enfoque. En los estudios in vivo que reportaron el estrés oxidativo de peces por efecto de los RFB en mezcla, solamente fueron realizados por vía intraperitoneal y a través del alimento (^{Feng et al. 2013a}; ^{Xie et al. 2014}; ^{Kling et al. 2008}; ^{Bearr et al. 2010}; ^{Ghosh et al. 2013}). Este grupo de estudios denota que las mezclas que contienen a los EDPB han sido las más evaluadas. Es destacable notar que solamente dos estudios, el de ^{Kling et al. (2008)} y ^{Kling & Förlin (2009)} incluyeron al TBBFA en sus mezclas; en adición, existe un creciente interés por conocer la toxicidad de los nRFB dado que hay un reducido número de estudios comparados con el resto de los RFB. Considerando lo anterior, resulta muy importante evaluar el estrés oxidativo en peces con mezclas que contengan TBBFA y nRFB en concentraciones que se presentan en el ambiente, por lo que realizar más estudios in vivo en peces sobre bioacumulación, biotransformación, estrés oxidativo, disrupción endocrina y neurotoxicidad, ayudarían para establecer criterios y límites de concentración en ambientes acuáticos.

En este tema de revisión se ha observado que el pez cebra fue la especie que más se ha evaluado y en su mayoría en etapa de embrión o larva (^{Hu et al., 2009}; ^{Deng et al., 2009}; ^{Usenko et al., 2015}; ²⁰¹⁶; ^{Wu et al., 2016}; ^{Wang et al., 2019}). Los estadios tempranos de cualquier especie de pez, son particularmente sensibles a los efectos tóxicos, por ser un estadio clave en el desarrollo ya que alteraciones fisiológicas y/o morfológicas pueden desencadenar daños irreversibles y provocar la muerte. Adicionalmente otra de las especies de peces más estudiadas fue el pez dorado (C. auratus), particularmente en los peces que fueron dosificados por vía intraperitoneal (^{Shi et al., 2005}; ^{Feng et al., 2013a}; ^2013b; ^{Yang et al., 2013}; ^{Feng et al., 2014}; ^{Xie et al., 2014}; ^{Dong et al., 2018}). Con menor frecuencia se estudiaron otras especies de peces con fines comerciales como la trucha arcoíris, el bacalao, y la dorada (^{Ronisz et al., 2004}; ^{Olsvik et al., 2009}; ^{Giraudo et al., 2017}; ^{Espinosa-Ruiz et al., 2019a}; ^2019b; ²⁰²⁰) y otras de especies de peces de origen asiático, con una sola mención como Gobiocypris rarus, Oryzias melastigma y Channa punctata (^{Zhang et al., 2008}; ^{Hong et al., 2014}; ^{Sharma et al., 2019}). Las especies endémicas han sido de particular interés para la ecotoxicología dado que son más susceptibles a los cambios ambientales respecto a otras con amplia distribución geográfica. Existe una carencia de estudios sobre las especies endémicas y especies con reducida distribución geográfica, situación que resulta de interés dado que los RFB se han encontrado en una gran diversidad de ambientes acuáticos, siendo su presencia mayor en las zonas de reciclaje de residuos sólidos que contienen a estos compuestos (^{Malkoske et al., 2016}; ^{Sun et al., 2016}; ^{Iqbal et al., 2017}; ^{Orisakwe et al., 2019}; ^{Wu et al., 2019}).

La mayoría de los reportes presentados en esta revisión han documentado el estrés oxidativo en el hígado de los peces expuestos a RFB en el agua, por vía intraperitoneal y por el alimento, seguido de la sangre, y solo con una mención cada una, en cerebro y branquias. Solamente tres estudios del total de los revisados realizaron evaluaciones de biomarcadores relacionados con el estrés oxidativo en más de un tejido (^{Zhang et al., 2008}; ^{Yang et al., 2013}; ^{Feng et al., 2014}). Esta observación denota que es necesario incrementar los estudios que realizan comparaciones entre tejidos para determinar la susceptibilidad de los mismos al estrés oxidativo ocasionado por los RFB. Por ejemplo, se carecen de reportes que documenten la asimilación de estos compuestos en intestino de los peces. Tampoco se conoce de estos efectos en varios tejidos como los ojos, el corazón, el riñón, el timo y el músculo, cada uno con fisiología relevante para la salud de estos organismos. En adición, no todos los estudios presentados en esta revisión evaluaron tanto el daño oxidativo como a las defensas antioxidantes, lo que manifiesta la pertinencia de incrementar estudios que evalúen ambos aspectos.

Respecto a los estudios en los que se trataron los peces a través de mezclas en los alimentos, se destaca que todas las investigaciones en este tema emplearon mezclas de RFB con excepción del estudio de ^{Giraudo et al. (2017)} quienes solo emplearon al BTBFE en O. mykiss. También sobresale que el TBBFA y los HBCD solamente fueron usados por ^{Kling et al. (2008)} en una mezcla en conjunto con otros nueve RFB (BDE-28, -183, -209, TBBFA-DBPE, HBB,DBECH,4,4′-isopropilidenbis [2- (2,6-dibromofenoxil) etanol],2,4,6-tribromofenol y 2-bromoestireno); y en otro estudio, una mezcla con 8 congéneres de EDPB indujo la actividad de SOD, CAT y GPx en el hígado de T.bernacchii (^{Ghosh et al., 2013}). Solamente, ^{Bearr et al. (2010)} reportaron daños en el ADN en el hígado y en la sangre de P.promelas alimentado con los componentes de FM-500 y FM- BZ-54 (TBFT y TBB) como evidencia de daño oxidativo. No obstante, cuando se trata con mezclas y por vía de alimentación puede resultar difícil identificar el rol de cada componente de la mezcla en las respuestas biológicas observadas.

Los RFB son capaces de inducir estrés oxidativo en peces evidenciado a través de incrementos en las ROS, daños en proteínas, membranas celulares y en el ADN. También se observaron cambios en la actividad de las defensas antioxidantes enzimáticas, como respuestas a diferentes grados de daño oxidativo. Estos fenómenos fueron dependientes de las variables involucradas en el diseño experimental tal como los compuestos de prueba, concentración, dosis y duración. Resulta complicado determinar al más toxico de los RFB en la inducción de estrés oxidativo en peces, dada la diversidad de modelos experimentales que se emplearon en los estudios revisados. Es necesario incrementar los ensayos con los nRFB y probar mezclas con el TBBFA que tienen pocas restricciones normativas. Es necesario conocer los efectos tóxicos de los RFB en especies de peces con reducida distribución geográfica debido a muchas de ellas son consideradas como frágiles. También es importante conocer los efectos en el estrés oxidativo y la defensa antioxidante de los RFB en otros tejidos de especies de peces además del hígado que es el principal tejido evaluado en estos estudios, particularmente en los que presentan un alto contenido lipídico dada la naturaleza de los RFB. Por otro lado, es deseable que futuros estudios continúen incluyendo la evaluación de biomarcadores relacionados con el daño oxidativo y con la actividad de defensas antioxidantes en conjunto para obtener un mejor panorama de los efectos de los RFB. Dado lo anterior, existe una gran cantidad de enfoques que pueden ser abordados para incrementar los conocimientos sobre los efectos de los RFB en la inducción de estrés oxidativo en especies de peces.