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INTRODUCCIÓN
Desde el punto de vista económico, el chile (Capsicum annuum L.) es una de las hortalizas más importantes a nivel mundial y uno de los principales condimentos, sus frutos se consumen en fresco, deshidratados o procesados (Bosland y Votava, 2012; López, 2003). También posee importancia nutracéutica por su alto contenido de vitaminas C y A; además, los capsaicinoides, propios del género Capsicum, se han utilizado en la industria farmacéutica y los frutos maduros para la extracción de pigmentos utilizados en la industria de los alimentos procesados (Aguirre y Muñoz, 2015; Bosland y Votava, 2012; Reyes-Escogido et al., 2011). El chile en México constituye uno de los principales productos de exportación, siendo este país el segundo productor y principal exportador de chile verde a nivel mundial (Caro et al., 2014; FAO, 2021).
De las distintas especies del género Capsicum, C. annuum es la de mayor importancia económica, y México cuenta con la más alta diversidad de esta especie (Aguilar, et al., 2010; Kraft et al., 2014). No obstante, el cultivo de esta hortaliza se enfrenta a una serie de problemas que afectan su rendimiento, dentro de los cuales se encuentran los daños por insectos plaga y enfermedades; entre estas últimas, la de mayor importancia es “la marchitez del chile” causada por el oomiceto Phytophthora capsici, que produce pérdidas que pueden alcanzar hasta el 100 % (Barchenger et al., 2018). Para el control de este fitopatógeno se recurre con frecuencia al uso de fungicidas sintéticos, que resultan ser poco efectivos, altamente nocivos para la salud humana y para el ambiente (Barchenger et al., 2018; Majid et al., 2016), y si bien, se han intentado desarrollar nuevas estrategias de manejo, en la actualidad no se cuenta con medidas eficaces para su control (Castro et al., 2012); por tanto, una alternativa a largo plazo, competitiva, redituable y ambientalmente amigable para el control de fitopatógenos es el uso de genotipos con resistencia genética (Barchenger et al., 2019; Castro et al., 2012; Majid et al., 2016).
La resistencia genética se encuentra principalmente en las variedades nativas, especies afines, mutantes y parientes silvestres (Khan et al., 2020; Steuernagel et al., 2016). En el caso del chile, se han detectado diversas fuentes de resistencia genética a P. capsici (Barksdale et al., 1984; Candole et al., 2010; Gómez-Rodríguez et al., 2017; Guerrero y Laborde, 1980; Kim et al., 2010; Mo et al., 2014; Morán-Bañuelos et al., 2010; Pochard et al., 1983; Retes-Manjarrez et al., 2020; Wartono et al., 2019), algunas de ellas han mostrado una resistencia poco efectiva, y en el caso de la variedad resistente Criollo de Morelos 334 (CM334), considerada como la fuente de resistencia más importante a nivel mundial, su resistencia ha resultado compleja (Oelke et al., 2003; Sy et al., 2008), dado que los estudios de su genética han arrojado diferentes resultados, que van desde genes recesivos (Guerrero y Laborde, 1980), diferentes genes dominantes (Gil et al., 1991; Monroy-Barbosa y Bosland, 2008; Reifschneider, et al., 1992; Walker y Bosland, 1999; Sy et al. 2005), hasta un carácter poligénico con efectos epistáticos (Bonnet et al., 2007; Chunthawodtiporn et al., 2019; Lefebvre y Palloix, 1996; Siddique et al., 2019); esta complejidad ha limitado su uso en programas de mejoramiento (Thabuis et al., 2003).
Se ha demostrado que esta resistencia depende de diferentes QTLs (Quantitative Trait Loci) presentes en distintos cromosomas (Bartual et al., 1993; Bonnet et al., 2007; Chunthawodtiporn et al., 2019; Lefebvre y Palloix, 1996; Reifschneider, et al., 1992; Siddique et al., 2019). De estos QTLs, el que se ubica en el cromosoma 5 aporta el mayor efecto a la resistencia en esta línea, de ahí el interés para usarlo en mejoramiento genético a través de selección asistida por marcadores moleculares (Barka et al., 2020; Chunthawodtiporn et al., 2019; Kim et al., 2019; Lozada et al., 2021; Minamiyama et al., 2007; Ogundiwin et al., 2005; Quirin et al., 2005; Siddique et al., 2019; Sugita et al., 2006; Truong et al., 2012).
Recientemente se ha detectado a la línea de chile tipo Serrano 41-1 como una nueva fuente de resistencia a P. capsici, que además presenta resistencia contra los nematodos agalladores Meloidogyne incognita y Nacobbus aberrans, (Gómez-Rodríguez et al., 2017). Determinar la genética de la resistencia de esta línea es de gran importancia para utilizarla eficientemente en programas de mejoramiento genético de chile. El objetivo de la presente investigación fue determinar la herencia de la resistencia a P. capsici de la línea de chile Serrano 41-1.
MATERIALES Y MÉTODOS
Material vegetal e incremento de inóculo
Se utilizó la línea de chile nativo tipo Serrano 41-1 como progenitor resistente (P2), producto de tres autofecundaciones de una planta resistente de la recolecta 41, realizada en el estado de Puebla, y la variedad comercial tipo Serrano Tampiqueño 74 (T-74) como progenitor susceptible (P1). Para el estudio de la herencia de la resistencia se realizaron cruzas utilizando a la variedad T-74 (P1) como hembra y a la línea 41-1 (P2) como macho, y se desarrollaron las generaciones F1, F2, RCP1, RCP2 y F3 del año 2018 al 2020 bajo condiciones de invernadero, la generación F3 estuvo compuesta por 65 familias.
Por otra parte, se cultivó el aislado PCT-17 de P. capsici proporcionado por el Laboratorio de Patología Vegetal del Instituto de Investigaciones Agropecuarias y Forestales, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. El crecimiento del oomiceto se realizó en cajas de Petri con medio agar V8 durante 7 días a 28 °C, transcurrido este tiempo, a cada caja se le agregaron 10 mL de solución isotónica de NaCl 0.9 % durante 10 min; posteriormente, se decantó la solución y el medio de cada caja se dividió en cuatro partes, y se transfirieron a otras cajas de Petri estériles (dos partes por caja) agregando agua destilada estéril hasta cubrir completamente el medio; las cajas se incubaron bajo luz blanca a 24 °C por 48 h, y posteriormente en oscuridad a 28 °C por 24 h para favorecer la formación de esporangios. Para estimular la liberación de zoosporas se colocaron las cajas a 4 °C por 30 min y en seguida a temperatura ambiente por 30 min. La suspensión de zoosporas de cada caja se colectó en un matraz y se deteminó la concentración utilizando la cámara de Neubauer; posteriomente, se ajustó a una concentración de 1 × 105 zoosporas mL-1.
Evaluación de la resistencia a P. capsici de las generaciones P1, P2, F1, F2, RCP1, RCP2 y F 3
Se obtuvieron plántulas de las semillas germinadas en cámara húmeda de cada generación, las cuales se trasplantaron en recipientes plásticos de 25 mL que contenían arena estéril como sustrato, y se establecieron en una cámara de ambiente controlado (Warren Sherer ® , Columbus, Georgia, EUA) a 27 ± 1 °C con un fotoperiodo de 13 h luz, y una intensidad luminosa de 6768 lux (luz fluorescente). En la evaluación de los progenitores se utilizaron 42 plántulas para P1, 38 plántulas para P2, 41 para la generación F1, 102 plántulas para las generaciones F2, RCP1 y RCP2 y 10 plántulas para cada una de las familias F3.
La inoculación se realizó con ayuda de una micropipeta, aplicando 1 mL de la suspensión de zoosporas a cada una de las plántulas cuando éstas presentaron de cuatro a seis hojas verdaderas. La variable de severidad en tallo se registró en cada una de las plántulas de cada generación a los 7 d después de la inoculación (ddi) cuando todas las plántulas del progenitor susceptible mostraron susceptibilidad, para lo cual se utilizó la escala de valores de 1 a 7 propuesta por Sanogo (2006), con las modificaciones propuestas por Gómez-Rodríguez et al. (2017) (Cuadro 1). Con base en las evaluaciones, las plántulas se agruparon en dos clases: resistentes, con valores ≤ 3 y susceptibles, con valores ≥ 4 (Cuadro 1). En el caso de las familias F3, éstas se clasificaron como resistentes, susceptibles y segregantes, la primera categoría con todas las plántulas resistentes, la segunda con todas susceptibles, y la última integrada por familias con plántulas de las dos clases.
Cuadro 1 Escala de severidad de la enfermedad causada por P. capsici en plantas de chile (Gómez-Rodríguez et al., 2017; Sanogo, 2006).
| Escala de severidad | Síntomas | Reacción a la enfermedad |
|---|---|---|
| 1 | Plantas completamente sanas, sin ningún síntoma de enfermedad | R |
| 2 | Necrosis en la base sin rodear al tallo | R |
| 3 | Necrosis en la base que rodea al tallo | R |
| 4 | Necrosis que rodea el tallo con ≤ 50 % de defoliación | S |
| 5 | Necrosis que rodea el tallo con > 50 % de defoliación | S |
| 6 | Planta marchita | S |
| 7 | Planta completamente muerta | S |
R: resistente, S: susceptible
Análisis estadístico
Para realizar el análisis de la resistencia de la línea 41-1 se consideró la severidad observada a los 7 ddi, ya que en esta fecha todas las plántulas del progenitor susceptible presentaron una severidad de 5 a 7. Con el número de plántulas resistentes y susceptibles de las generaciones P1, P2, F1, F2, RCP1 y RCP2 se determinó, a través de una prueba de chi-cuadrada (χ 2 ), el ajuste de las proporciones fenotípicas esperadas, con lo cual se definió el grado de dominancia y el número de genes de resistencia. Para el caso de las familias F3, la prueba de χ 2 se realizó con el número de familias resistentes, segregantes y susceptibles. Se utilizó para el análisis el software estadístico R Project 4.0.3. (R Core Team, 2020).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Las fuentes de resistencia a P. capsici en chile reportadas a la fecha son limitadas (Barksdale et al., 1984; Candole et al., 2010; Gómez-Rodríguez et al., 2017; Guerrero y Laborde, 1980; Kim et al., 2010; Mo et al., 2014; Morán-Bañuelos et al., 2010; Pochard et al., 1983; Retes-Manjarrez et al., 2020; Wartono et al., 2019); sin embargo, considerando que la diversidad de C. annuum es muy amplia, sobre todo en México (Aguilar et al., 2010; Kraft et al., 2014), existe la posibilidad de encontrar nuevas fuentes de resistencia a este fitopatógeno, mismas que puedan aprovecharse de una forma eficaz en programas de mejoramiento genético. La línea 41-1, obtenida de una colecta de chile nativo tipo Serrano, tiene el potencial para ser utilizada como fuente de resistencia por el comportamiento que presenta, de acuerdo con lo reportado por Gómez-Rodríguez et al. (2017) (Figura 1), y la determinación de la herencia de este carácter permitirá que sea utilizada de manera adecuada en un programa de mejoramiento.
Figura 1 Severidad de los progenitores (P1 y P2 ) y segregación de la resistencia a P. capsici en las generaciones F1 , RCP1 , RCP2 y F2 .
En el Cuadro 2 se muestran los resultados de la evaluación de la resistencia de las distintas generaciones, en éste se presentan el número de plantas resistentes y susceptibles en cada generación evaluada, con excepción de la F3, donde las clases analizadas fueron las familias resistentes, susceptibles y segregantes; además, se presentan los valores de la prueba de χ2 , según su ajuste a las proporciones estimadas correspondientes al número de genes de resistencia. Los valores de severidad de 1 a 3 que presentaron las plántulas del progenitor P2 confirmaron la resistencia observada por Gómez-Rodríguez et al. (2017) en la línea 41-1, y en el caso del progenitor P1, todas las plántulas fueron susceptibles, con valores de severidad de 5 a 7. En el caso de la generación F1, todas las plántulas fueron susceptibles, con una severidad de 4 a 7, lo que indica que el carácter de la resistencia es de herencia recesiva (Cuadro 2, Figura 1). Resultados similares han sido obtenidos con la variedad CM334 (Guerrero y Laborde, 1980). Por otro lado, en la generación F2, con valores de χ2 = 1.74 y P = 0.19, la segregación observada en plántulas resistentes y susceptibles se ajustó a la proporción 7:9, lo que corresponde a la presencia de dos genes recesivos duplicados. Los resultados en las generaciones RCP1 y RCP2 concuerdan con la presencia de dos genes recesivos, ya que, en el primer caso no hubo segregación, todas las plántulas fueron susceptibles, y en la RCP2 el número de plantas resistentes y susceptibles se ajustaron respectivamente a la proporción 3:1 con valores de χ2 = 0.11 y de probabilidad P = 0.73 (Cuadro 2, Figura 1). Estas generaciones segregantes han sido las más utilizadas para estudiar la genética de la resistencia a P. capsici (Lee et al., 2012; Reifschneider, et al., 1992; Soh et al., 2012; Sy et al., 2005; Walker y Bosland, 1999) para el caso de genes simples, en tanto que, para la determinación de QTLs de resistencia a este fitopatógeno se han utilizado generaciones más avanzadas como F5, F7 y F8 (Bonnet, et al., 2007; Chunthawodtiporn, et al., 2019; Ogundiwin et al., 2005; Siddique, et al., 2019).
Cuadro 2 Valores de χ2 y probabilidad de ajuste a las proporciones estimadas para dos genes recesivos en la resistencia a P. capsici de las generaciones F1 , F2 , RCP1 , RCP2 y F3 .
| Generación | n | Observados | Esperados | Proporción mendeliana | χ2 | P | ||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| R | Seg. | S | R | Seg. | S | |||||
| P1 | 42 | 0 | -- | 42 | 0 | -- | 42 | -- | -- | -- |
| P2 | 38 | 38 | -- | 0 | 38 | -- | 0 | -- | -- | -- |
| F1 | 41 | 0 | -- | 41 | 0 | -- | 41 | -- | -- | -- |
| F2 | 102 | 38 | -- | 64 | 44.6 | -- | 57.4 | 7:9 | 1.74 | 0.19 |
| RCP1 | 102 | 0 | -- | 102 | 0 | -- | 102 | -- | -- | -- |
| RCP2 | 102 | 78 | -- | 24 | 76.5 | -- | 25.5 | 3:1 | 0.11 | 0.73 |
| F3 (Familias) | 65 | 22 | 40 | 3 | 28.4 | 32.5 | 4.1 | 7:8:1 | 3.47 | 0.18 |
F1: primera generación filial, F2: segunda generación filial, F3: familias de la tercera generación filial, RCP1: retrocruza hacia el progenitor susceptible y RCP2: retrocruza hacia el progenitor resistente, n: número de individuos evaluados. R: resistente, Seg: segregante, S: susceptible, χ2: valor estimado de chi-cuadrado con 1 grado de libertad para las generaciones F1, F2, RCP1 y RCP2 y para la generación F3 2 grados de libertad, y P: probabilidad.
Para el análisis de la resistencia genética de la línea 41-1 también se utilizó la generación segregante F3, tal como se ha señalado en los análisis de la genética de la resistencia de genes simples en otras enfermedades (Aguilar-Rincón et al., 2000; Ashkani et al., 2015; Loladze et al., 2014). La utilización de familias F3 hace que los resultados sean más robustos; en este caso, la segregación de las familias F3 se ajustó a las proporciones 7:8:1 (resistentes, segregantes y susceptibles), con una χ 2 = 3.47 y una P = 0.18, lo que corresponde también a la segregación de dos genes recesivos duplicados (Cuadro 2).
Si bien existen diversos estudios de la genética de la resistencia a P. capsici en chile (Barksdale et al., 1984; Gil et al., 1990; 1991; Monroy-Barbosa y P. W. Bosland, 2008; Reifschneider, et al., 1992; Walker y Bosland, 1999; Zhang et al., 2011;), en el caso de la variedad resistente CM334, que por su efectividad ha sido considerada como un modelo de resistencia (Oelke et al., 2003; Sy et al., 2008), los resultados de la genética de la resistencia en ésta han sido variables, desde genes simples de herencia recesiva o dominante hasta una herencia poligénica con efectos epistáticos (Bonnet et al., 2007; Guerrero y Laborde, 1980; Gil et al., 1991; Lefebvre y Palloix, 1996; Ogundiwin et al., 2005; Reifschneider, et al., 1992; Sy et al., 2005; Walker y Bosland, 1999); una posible explicación de esto es la falta de uniformidad del material, ya que en algunos casos se ha considerado que la variedad CM334 estaba conformada por una población heterogénea, y en otros casos, lo que se usó fue una selección de esta población (Bosland y Lindsey, 1991; Reifschneider, et al., 1992). Otras explicaciones dadas a la variación de los resultados es la diversidad que puede existir en los distintos aislados de P. capsici (Barchenger et al., 2018; Palloix et al., 1988; Reifschneider et al., 1986).
Estas variaciones encontradas en CM334 posiblemente no se presenten en la línea 41-1, ya que ésta es una línea uniforme producto de la selección de una planta de una colecta, con la que se realizaron tres autofecundaciones, y que previamente ha sido evaluada con nueve aislados de P. capsici de diferentes regiones de México y una de Estados Unidos (Gómez-Rodríguez et al., 2017).
Lo anterior representa una clara ventaja de la línea 41-1 para emplearla en programas de mejoramiento genético, ya que el manejo de genes simples es más sencillo, y no tendría la misma complejidad que ha mostrado la variedad CM334, en la cual la presencia de varios QTLs en distintos cromosomas dificulta su manejo en los programas de mejoramiento (Bonnet et al., 2007; Chunthawodtiporn et al., 2019; Kim et al., 2019; Lozada et al., 2021; Minamiyama et al., 2007; Ogundiwin et al., 2005; Quirin et al., 2005; Sugita et al., 2006; Thabuis et al., 2003; Truong et al., 2012). Una ventaja adicional que presenta la línea 41-1 es que también cuenta con resistencia a los nematodos M. incognita y N. aberrans (Gómez-Rodríguez et al., 2017) que, para el caso de este último, hasta la fecha no se ha detectado alguna fuente de resistencia.
CONCLUSIONES
Las segregaciones en plántulas resistentes y susceptibles de las generaciones F1, F2, RCP1 y RCP2, y familias F3 en resistentes, segregantes y susceptibles indican que el carácter de resistencia a P. capsici de la línea 41-1 de chile Serrano está determinada por dos genes recesivos duplicados.
