SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.36 issue1Differential gene expression of avocado defense genes in response to avocado sunblotch viroid infectionSelection in vitro of mycoparasites with potential for biological control on Coffee Leaf Rust (Hemileia vastatrix) author indexsubject indexsearch form
Home Pagealphabetic serial listing  

Services on Demand

Journal

Article

Indicators

Related links

  • Have no similar articlesSimilars in SciELO

Share


Revista mexicana de fitopatología

On-line version ISSN 2007-8080Print version ISSN 0185-3309

Rev. mex. fitopatol vol.36 n.1 Texcoco Jan./Apr. 2018

http://dx.doi.org/10.18781/r.mex.fit.1708-3 

Notas fitopatológicas

Actividad antifúngica in vitro del aceite esencial de ajo (Allium sativum L.) contra Alternaria tenuissima

María Dolores Muy-Rangel1 

Jesús Rosario Osuna-Valle1 

Raymundo Saúl García-Estrada1 

Cesar San Martín-Hernández2 

Eber Addí Quintana-Obregón2  * 

1 Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo AC, unidad Culiacán, Carretera Eldorado Km 5.5, Colonia Campo El Diez, Culiacán, Sinaloa, CP 80110, México.

2 CONACYT-CIAD, Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C. Coordinación Culiacán, Carretera a Eldorado Km 5.5, Colonia Campo El Diez, Culiacán, Sinaloa, CP 80110 México.

Resumen:

Los problemas ambientales generados por el control químico de hongos fitopatógenos, requiere de la búsqueda de alternativas amigables con el medio ambiente para su control, como el aceite esencial de ajo (Allium sativum L.) para el control de Alternaria tenuissima. El objetivo del estudio fue caracterizar los volátiles del aceite esencial de ajo por cromatografía de gases acoplado a masas y evaluar el crecimiento radial y biomasa in vitro de A. tenuissima en presencia del aceite esencial. Se identificaron el dialil disulfuro y dialil sulfuro en un 23.64 y 20.33%, respectivamente, entre otros compuestos en menor proporción. Con la concentración de 1,000 ppm se inhibió el crecimiento radial y producción de biomasa en 100 y 86.20%, respectivamente, comparado con el testigo PDA-Tween® 80 sin aceite. Las concentraciones media y mínima inhibitorias obtenidas para A. tenuissima fueron 229 y 1,023 ppm, respectivamente. Se inhibió la germinación de esporas del hongo en 88.89 y 94.17% con las concentraciones media y mínima inhibitorias, respectivamente. El aceite esencial de ajo mostró capacidad antifúngica contra A. tenuissima inhibiendo la germinación de esporas, crecimiento radial y la producción de biomasa.

Palabras clave: control; germinación de esporas; biomasa fúngica

Alternaria tenuissima (Nees & T. Nees: Fr.) Wilshire es un hongo que causa pérdidas en la producción de cultivos como en manzano (Malus x domestica Borkh.), peral (Pyrus communis L.), brócoli (Brassica oleracea var. italica), entre otros, agudizándose el problema por la producción de toxinas (Jones y Aldwinckle, 2002; Fraire-Cordero et al., 2010; Agamy et al., 2013). Alternaria es un género ampliamente distribuido en zonas agrícolas y cuenta con especies saprofitas, endofíticas y fitopatógenas. Asimismo, como producto de su actividad, se han identificado alrededor de 70 metabolitos secundarios tóxicos para las plantas y algunos pueden afectar la salud humana relacionándose en casos de alergias y cáncer de esófago (Pavón-Moreno et al., 2012; Woudenberg et al., 2015).

Tradicionalmente, para prevenir y controlar la invasión de los hongos fitopatógenos en la agricultura se han utilizado fungicidas sintéticos (Campbell y López-Ortíz, 2014). Los más utilizados contra Alternaria son el azoxystrobin, difenoconazol, mancozeb, tebuconazole, entre otros (Malandrakis et al., 2015; Savitha y Ajithkumar, 2016). Sin embargo, estos fungicidas causan efectos adversos al ambiente y a la salud humana. Por lo que es necesario la búsqueda de alternativas amigables con el entorno para el control de hongos fitopatógenos (Blair et al., 2015).

Algunos compuestos de fuentes botánicas tienen potencial de ser usados para el control de fitopatógenos en cultivos de interés agrícola. Considerando que se han descrito alrededor de 374,000 especies de plantas, existe un amplio campo de oportunidad para el desarrollo de antifúngicos a partir de extractos de estas plantas (Cowan, 1999; Christenhusz y Byng, 2016). Entre los compuestos de las plantas con capacidad antifúngica destacan los aceites esenciales (Isman et al., 2011). Algunos de los cuales han mostrado capacidad antifúngica tales como los extractos a base de té de limón (Cymbopogon citratus (D.S.) Stapf.), eucalipto (Eucalyptus spp.), canela (Cinnamomum verum L.), clavo (Syzygium aromaticum L.), entre otros (Calo et al., 2015). El ajo (Allium sativum L.) contiene aceite esencial compuesto por aromáticos como el dialil disulfuro, dialil trisulfuro y otros compuestos azufrados con actividad antimicrobiana con potencial para ser utilizados en el control de hongos (Casella et al., 2013; Kocić-Tanackov et al., 2012). El objetivo del estudio fue evaluar la actividad antifúngica in vitro del aceite esencial de ajo contra de A. tenuissima.

El estudio se realizó en los laboratorios del Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, AC unidad Culiacán. La cepa de A. tenuissima fue proporcionada por el Departamento de Investigación y Posgrado en Alimentos de la Universidad de Sonora, previamente identificada por Quintana-Obregón et al. (2013), se reactivó y creció en medio papa dextrosa agar (PDA) a 25 °C con fotoperiodos de 12 h luz-oscuridad por siete días. Posteriormente, suspensiones de esporas con una solución de Tween® 20 al 0.1% (v/v) fueron preparadas y finalmente se determinó la concentración mediante un hematocitómetro (cámara de Neubauer, BRAND ® Alemania).

El aceite esencial de ajo utilizado fue grado analítico (Sigma-Aldrich® lote MKBB8390V). La identificación de volátiles del aceite se realizó mediante un cromatógrafo de gases GC-7890B (Agilent Technology®, EUA), acoplado a un detector selectivo de masas Agilent 240 (CG-MS) con un sistema de ionización eléctrico de 70 eV. La columna capilar utilizada fue DB-5 (50 m*0.25 mm) (J&C Scientific, Agilent Technologies®, Pennsylvania, EUA) y se acondicionó a 60 °C por 10 min. La temperatura se incrementó (20 °C/min) hasta 180 °C por 2 min y finalmente (4 °C/min) hasta 250 °C por 4.5 min. Gas acarreador helio fue utilizado a un flujo de 2 mL min-1. Las temperaturas de la cámara de ionización y de la línea de transferencia fueron de 220 y 280 ºC, respectivamente. Los constituyentes se identificaron por comparación de índices de retención lineales con base a una mezcla de n-alcanos y tiempos de retención de los espectros obtenidos con la base de datos NIST 98 (National Institute of Standard and Technology, Maryland, EUA).

Crecimiento Radial. El PDA con Tween® 80 (1% v/v) se esterilizó por 15 min a 15 psi, se enfrió a 45 °C y se mezcló con aceite esencial de ajo a diferentes concentraciones (0, 10, 100, 500, 1,000 y 10,000 ppm). Adicionalmente, se preparó PDA sin Tween® 80 bajo las mismas condiciones, pero sin mezclarlo con aceite esencial de ajo, cada mezcla se depositó a razón de 15 mL en cajas de Petri de 50 mm de diámetro. Posteriormente, con una pipeta Pasteur de vidrio esterilizada se realizó una perforación de 6 mm en el centro del medio de cultivo solidificado y se inoculó con 25 µl de la suspensión de esporas (105 esporas) de A. tenuissima. Finalmente, los cultivos se incubaron a 25 °C con fotoperiodos de 12 h luz-oscuridad y se midió el radio de la colonia fúngica cada 24 h hasta que cubrió el 95% del testigo (PDA sin Tween® 80) tomado como referencia. Las concentraciones mínimas inhibitoria (CMI) y media inhibitoria (CI50) se determinaron a las 120 h post-inoculación del hongo mediante análisis Probit con el programa estadístico NCSS 2000 (Number Cruncher Statistical Systems, Utah, EUA).

Producción de biomasa. Las cajas de Petri con las concentraciones de aceite previamente descritas se inocularon con 25 µL de la suspensión de esporas (105 esporas) de A. tenuissima en la parte central distribuyéndolas por medio de la técnica de difusión en superficie y se mantuvieron bajo las mismas condiciones descritas anteriormente. A las 120 h se cuantificó el peso seco de las colonias que crecieron en el medio de cultivo para lo cual el micelio se separó de la caja de Petri y se trasfirió a un vaso de precipitado con 50 mL de agua destilada, se esterilizó y se separó el micelio con papel filtro Whatman® # 2. El papel filtro junto con el micelio se secó en una estufa de convección de aire a 105 °C por 2 h y se enfrió en un desecador. El peso seco se expresó en mg caja-1 (Larralde-Corona et al., 1997; López-Insunza et al., 1997).

Germinación de esporas. Se evaluó el efecto de la CI50 y CMI del aceite esencial obtenidas por análisis Probit contra las esporas de A. tenuissima. Para ello, se distribuyeron 25 μL de la suspensión de esporas (105 esporas) sobre la superficie del medio de cultivo en la caja de Petri en testigos y tratamientos con aceite esencial. Las cajas de Petri se incubaron a 25 °C con fotoperiodo de 12 h luz-oscuridad hasta un tiempo máximo de 24 h. Se tomaron muestras aleatorias cada 4 h y se contó el número de esporas germinadas y no germinadas de un total de 200 esporas bajo un microscopio óptico. Se consideró como una espora germinada cuando la longitud del tubo germinativo fue de al menos el 50% de la longitud de la espora sin germinar (Dantigny et al., 2006).

Diseño experimental y análisis estadístico. En el experimento se utilizó un diseño completamente al azar donde los tratamientos fueron: PDA, PDA-Tween® 80 (testigos) y concentraciones de aceite esencial de ajo en PDA-Tween® 80 (10, 100, 250, 500 y 1,000 ppm). Los siete tratamientos se evaluaron contra A. tenuissima donde la unidad experimental fue una caja de Petri. Las variables respuesta fueron crecimiento radial y producción de biomasa. Las CI50 y CMI se evaluaron en la etapa de germinación de esporas. Todos los experimentos se realizaron por triplicado. Los datos fueron analizados utilizando el programa estadístico JMP versión 5.0 (SAS, 2002) para el análisis de varianza (ANVA) y las medias de los tratamientos se separaron por la prueba de Tukey (p≤0.05).

En el Cuadro 1 se muestran los principales componentes volátiles tentativos del extracto de ajo obtenidos por CG-MS con proporciones relativas ≥1%. Predominan compuestos con azufre en su estructura, entre los que destacan el dialil sulfuro y dialil disulfuro, los cuales son derivados de la actividad de la enzima alinasa al ser liberada por rompimiento del tejido durante la extracción de aceite (Kocić-Tanackov et al., 2012).

Cuadro 1 Principales compuestos del aceite esencial de ajo identificados por reconocimiento estructural mediante CG-MSx

Tiempo de Retención (min) Identificación Cantidad Relativa (%)
6.867 Dialil sulfuro 20.33
8.885 1,3-Ditiano 6.1
11.205 Ciclopentano, 1-acetil-1,2-epoxi 2.51
12.144 [1,3] Ditiano-2-ona 1.15
13.784 Dialil disulfuro 23.64
14.038 2-etileden [1,3] ditiano 3.54
14.6893 Hidroxiperóxido, 1,4-dioxan-2-il 6.89
15.314 3-Vinil-1, 2-dithiacyclohex-4-ene 2.02
19.526 Cyclopenteno, 3-metil-3-(trimethylsily) acetil- 1.94

x Con proporciones relativas ≥ 1%.

El crecimiento radial de A. tenuissima en el tratamiento con medio PDA solo cubrió el 95% de la caja de Petri a las 120 h alcanzando un radio de 22 mm. Entre los tratamientos PDA y PDA-Tween® 80 no hubo diferencias significativas en su crecimiento radial a las 120 h. El aceite esencial logró una disminución significativa del crecimiento radial de A. tenuissima con concentraciones iguales o superiores a 250 ppm logrando a 1,000 ppm una inhibición del 100% con respecto al testigo PDA-Tween® 80 (Cuadro 2).

Cuadro 2 Efecto antifúngico de aceite esencial de ajo a diferentes concentraciones sobre la producción de biomasa de Alternaria tenuissima a las 120 h. 

Aceite esencial de ajo (ppm) Crecimiento radial (mm) ±DE Biomasa (mg caja-1) ±DE
0 (PDA) 22±0.0ax 161.13±11.60cx
0 (PDA-Tween® 80) 22±0.0a 522.60±83.01b
10 22±0.0a 692.35±16.47a
100 20±2.17a 148.10±19.74cd
250 9.67±0.76b 101.00±1.13cde
500 2.83±0.56c 68.03±1.86e
1000 0±0.0d 72.10±7.23de

xLetras distintas entre columnas indican diferencias estadísticas de acuerdo con la prueba de Tukey (p≤0.05). Valores promedio de al menos tres replicas

En la producción de biomasa, el medio PDA-Tween® 80 con 10 ppm de aceite esencial mostró un incremento significativo con respecto al PDA solo. Sin embargo, al incrementar la concentración de aceite esencial a 500 y 1,000 ppm hubo diferencias significativas con respecto a los testigos, evidenciándose inhibición sobre el crecimiento de A. tenuissima a estas concentraciones, siendo la inhibición de producción de biomasa de 86.20% a 1,000 ppm de aceite con respecto al testigo PDA-Tween® 80 (Cuadro 2). El incremento en biomasa en medio de cultivo con Tween® 80 a 10 ppm pudo deberse a la interacción entre el Tween® 80 y el aceite esencial. Se ha reportado que el Tween® 80 puede incrementar la permeabilidad celular favoreciendo la absorción de nutrientes, en Aspergillus fumigatus se ha sugerido que el compuesto es utilizado como fuente de carbono (Inouye et al., 2001; Taoka et al., 2011). Al ser mayor la concentración de Tween® 80 con respecto al aceite esencial (10 ppm) la superficie de contacto del micelio es competida por el Tween® 80 disminuyendo la actividad antifúngica del aceite solo (Inouye et al., 2001). Al incrementar la concentración de aceite esencial (500 y 1,000 ppm) la interacción de aceite-micelio se incrementa favoreciendo su bioactividad, evidenciado por la disminución significativa de biomasa a las 500 y 1,000 ppm con respecto al testigo PDA-Tween® 80 (Cuadro 2).

A partir del crecimiento radial se obtuvo la CI50 y CMI de 229 ppm y 1,023 ppm, respectivamente. La cinética de germinación de esporas de A. tenussima expuestas a las CI50 y CMI de aceite esencial de ajo (Figura 1) mostró diferencias significativas con respecto a los medios testigo (PDA y PDA-Tween® 80) con inhibiciones de germinación de esporas del 88.89 y 94.17% para CI50 y CMI, respectivamente. De acuerdo con Inouye et al. (2001) la capacidad inhibitoria de los compuestos volátiles de aceites esenciales se destaca por afectar tres etapas del desarrollo fúngico, la germinación de esporas, micelio vegetativo y micelio reproductor. Este efecto del aceite esencial de ajo ha sido reportado en etapas de crecimiento de Aspergillus versicolor y Penicillium funiculosum (Kocić-Tanackov et al. 2012; Li et al., 2014). Al evaluar la CMI del aceite esencial contra A. tenuissima se observó un efecto fungistático. Es posible que el aceite esencial del ajo interactúe con la membrana celular y al disminuir su concentración a través del tiempo por la volatilidad de sus componentes la interacción disminuye y el hongo regulariza su metabolismo. Tian et al. (2012) encontraron alteraciones en la membrana celular de Aspergillus flavus, particularmente ergosterol al ser tratadas con eneldo (Anethum graveolens). El mecanismo de acción antimicrobiana de los compuestos azufrados se ha asociado la interacción con proteínas con grupos sulfhídricos de la célula y a los enlaces disulfuro que puedan formarse (El-Sayed et al., 2017), es posible que la inhibición en A. tenuissima se deba a este tipo de interacciones químicas. No obstante, son necesarios estudios adicionales para elucidar mecanismos de interacción del aceite esencial de ajo sobre el crecimiento in vitro de A. tenuissima.

Figura 1 Cinética de germinación de esporas de A. tenuissima a 25 °C y fotoperiodos de 12 h en PDA, PDA-Tween® 80, CI50 y CMI de aceite esencial de ajo. 

Conclusión

Los aceites esenciales de ajo contienen principalmente dialil sulfuro y dialil disulfuro, compuestos con capacidad antifúngica in vitro contra A. tenuissima. La CI50 de 229 ppm y CMI de 1,023 ppm pueden ser consideradas para evaluar su pertinencia en el control del hongo.

Literatura citada

Agamy R, Alamri S, Moustafa MFM and Hashem M. 2013. Management of tomato leaf spot caused by Alternaria tenuissima Wiltshire using salicylic acid and agrileen. International Journal of Agriculture and Biology 15: 266-272. Disponible en línea: https://www.researchgate.net/profile/M_Hashem/publication/286315953_Management_of_Tomato_Leaf_Spot_Caused_by_Alternaria_tenuissima_Wiltshire_using_Salicylic_Acid_and_Agrileen/links/570e369408aec783ddd1ba7b.pdfLinks ]

Blair A, Ritz B, Wesseling C and Freeman LB. 2015. Pesticides and human health. Occupational and Environmental Medicine 72:81-82. http://dx.doi.org/10.1136/oe-med-2014-102454 [ Links ]

Calo JR, Crandall PG, O’Bryan CA, and Ricke SC. 2015. Essential oils as antimicrobials in food systems-A review. Food Control 54: 111-119. http://dx.doi.org/10.1016/j.fo-odcont.2014.12.040 [ Links ]

Campbell WB and López-Ortiz S. 2014. Sustainable Food Production Includes Human and Environmental Health, Issues in Agroecology -Present Status and Future Prospectus (vol.3). Springer Science and Business Media, New York London. 232p. [ Links ]

Casella S, Leonardi M, Melai B, Fratini F and Pistelli L. 2013. The role of diallyl sulfides and dipropyl sulfides in the in vitro antimicrobial activity of the essential oil of garlic, Allium sativum L., and leek, Allium porrum L. Phytotherapy Research 27: 380-383. http://dx.doi.org/10.1002/ptr.4725 [ Links ]

Christenhusz MJ and Byng JW. 2016. The number of known plants species in the world and its annual increase. Phytotaxa 261: 201-217. http://dx.doi.org/10.11646/phyto-taxa.261.3.1 [ Links ]

Cowan MM. 1999. Plant products as antimicrobial agents. Clinical Microbiology Reviews 12: 564-582. Disponible en línea: http://cmr.asm.org/content/12/4/564.longLinks ]

Dantigny P, Bensoussan M, Vasseur V, Lebrihi A, Buchet C, Ismaili-Alaoui M. and Roussos S. 2006. Standardisation of methods for assessing mould germination: A workshop report. International Journal of Food Microbiology 108: 286-291. https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2005.12.005 [ Links ]

El-Sayed HS, Chizzola R, Ramadan AA, and Edris AE. 2017. Chemical composition and antimicrobial activity of garlic essential oils evaluated in organic solvent, emulsifying, and self-micro emulsifying water based delivery systems. Food Chemistry 221: 196-204. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2016.10.052 [ Links ]

Fraire-Cordero ML, Nieto-Ángel D, Cárdenas-Soriano E, Gutiérrez-Alonso G, Bujanos-Muñiz R.L. y Vaquera-Huerta H. 2010. Alternaria tenuissima, A. alternata y Fusarium oxysporum hongos causantes de la pudrición del florete de brócoli. Revista Mexicana de Fitopatología 28: 25-33. Disponible en línea: http://www.scielo.org.mx/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0185-33092010000100003Links ]

Inouye S, Tsuruoka T, Uchida K and Yamaguchi H. 2001. Effect of sealing and Tween 80 on the antifungal susceptibility testing of essential oils. Microbiology and Immunology 45: 201-208. http://dx.doi.org/10.1111/j.1348-0421.2001.tb02608.x [ Links ]

Isman MB, Miresmailli S and Machial C. 2011. Commercial opportunities for pesticides based on plant essential oils in agriculture, industry and consumer products. Phytochemistry Reviews 10: 197-204. https://doi.org/10.1007/s11101-010-9170-4 [ Links ]

Jones AL and Aldwinckle HS. 2002. Plagas y enfermedades del manzano y del peral. APS - Ediciones Mundi-Prensa, Madrid, España. 99 p. [ Links ]

Kocić-Tanackov S, Dimić G, Lević J, Tanackov I, Tepić A, Vujičić B and Gvozdanović-Varga J. 2012. Effects of onion (Allium cepa L.) and garlic (Allium sativum L.) essential oils on the Aspergillus versicolor growth and sterigma-tocystin production. Journal of Food Science 77: M278-M284. https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2012.02662.x [ Links ]

Larralde-Corona C, López-Insunza F, and Viniegra-González G. 1997. Morphometric evaluation of the specific growth in agar plates at high glucose levels. Biotechnology Bioengineering 56: 287-294. https://doi.org/10.1002/(SICI)1097-0290(19971105)56:3<287::AID-BIT6>3.0.CO;2-F [ Links ]

Li WR, Shi QS, Liang Q, Huang XM and Chen YB. 2014. Antifungal effect and mechanism of garlic oil on Penicillium funiculosum. Applied Microbiology and Biotechnology 98: 8337-8346. https://doi.org/10.1007/s00253-014-5919-9 [ Links ]

López-Insunza F, Larralde-Corona CP, Viniegra-González G. 1997. Mass transfer and growth kinetics in filamentous fungi. Chemical Engineering Science 52: 2629-2639. https://doi.org/10.1016/S0009-2509(97)00078-X [ Links ]

Malandrakis A, Apostolidou ZA, Markoglou A, and Flouri F. 2015. Fitness and cross-resistance of Alternaria alternata field isolates with specific or multiple resistance to single site inhibitors and mancozeb. European Journal of Plant Patholology 142: 489-499. https://doi.org/10.1007/s10658-015-0628-5 [ Links ]

Pavón-Moreno MÁ, González-Alonso I, Martín-de Santos R. y García-Lacarra T. 2012. Importancia del género Alternaria como productor de micotoxinas y agente causal de enfermedades humanas. Nutrición Hospitalaria 27: 1772-1781. http://dx.doi.org/10.3305/nh.2012.27.6.6017 [ Links ]

Quintana-Obregón EA, Plascencia-Jatomea M, Burgos-Hernández A, Figueroa-López P and Cortez-Rocha MO. 2013. Isolation and identification of fungi from leaves infected with false mildew on safflower crops in the Yaqui Valley, Mexico. Revista Mexicana de Micología 37:19-27. Disponible en línea: http://www.scielo.org.mx/pdf/rmm/v37/v37a4.pdfLinks ]

SAS. 2002. JMP Scripting Guide V.5. SAS Institute Inc. North Carolina, USA. 456p. [ Links ]

Savitha AS, and Ajithkumar K. 2016. Evaluation of Newer Combination of Azoxystrobin and Tebuconazole for the Management of Purple Blotch of Onion. Madras Agricultural Journal 103: 233-236. Disponible en línea: http://web.a.ebscohost.com/ehost/pdfviewer/pdfviewer?vid=0&sid=a17e817e-fded-4696-801c-92182ad395fb%40sessionmgr4008Links ]

Taoka Y, Nagano N, Okita Y, Izumida H, Sugimoto S and Hayashi M. 2011. Effect of Tween 80 on the growth, lipid accumulation and fatty acid composition of Thraustochytrium aureum ATCC 34304. Journal of Bioscience and Bioengineering 111: 420-424. https://doi.org/10.1016/j. jbiosc.2010.12.010 [ Links ]

Tian J, Ban X, Zeng H, He J, Chen Y and Wang Y. 2012. The mechanism of antifungal action of essential oil from dill (Anethum graveolens L.) on Aspergillus flavus. PloS One 7: e30147. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0030147 [ Links ]

Woudenberg JHC, Seidl MF, Groenewald JZ, de Vries M, Stielow JB, Thomma BPHJ and Crous PW. 2015. Alternaria section Alternaria: Species, formae speciales or pathotypes?. Studies in Mycology 82: 1-21. https://doi.org/10.1016/j.simyco.2015.07.001 [ Links ]

Recibido: 12 de Agosto de 2017; Aprobado: 06 de Octubre de 2017

* Autor para correspondencia: eber.quintana@ciad.mx.

Creative Commons License Este es un artículo publicado en acceso abierto bajo una licencia Creative Commons