INTRODUCCIÓN
Los cambios frecuentes en el ambiente (variación climática) pueden ser desfavorables y estresantes para el desarrollo de las plantas al alterar la disponibilidad de recursos y su nicho ecológico. Etterson et al. (2016) mencionaron que a medida que el clima cambia, es posible que algunas especies vegetales no se adapten a los nuevos escenarios ambientales, a menos que desarrollen mecanismos que les permitan su supervivencia.
El cambio climático global altera el ciclo hidrológico terrestre y la función de los ecosistemas (Duan et al., 2017); asimismo, está incrementando la frecuencia y duración de las sequías (Dai, 2013). La disponibilidad de agua es uno de los factores principales que determinan la distribución de las especies en nuestro planeta. Existen especies que presentan resistencia o tolerancia a la falta de agua en el suelo (Basu et al., 2016). Las investigaciones acerca del impacto del estrés hídrico en las plantas se han enfocado principalmente en plantas de interés económico (Mahmood et al., 2020; Zhu et al., 2020), y muy poca investigación se ha llevado a cabo en plantas silvestres. Recientemente en A. ochroleuca se han realizado estudios principalmente para determinar la asignación de recursos a los órganos en ambientes con diferente disponibilidad de agua en el suelo (Assaeed et al., 2020).
Dentro de las plantas silvestres se encuentran las invasoras, que con frecuencia se han considerado pioneras indicadoras del cambio climático, debido a su capacidad de adaptación y provocar afectaciones económicas y ecológicas; sin embargo, para anticipar estos cambios y diseñar estrategias de gestión es necesario conocer las características y hábitat de las plantas invasoras, ya que se prevé que, con el cambio climático, muchas especies de plantas invasoras desarrollarán adaptaciones que puedan llevar a un crecimiento y expansión poblacional (Chauhan et al., 2017; Ramesh et al., 2017); por lo tanto, es de gran trascendencia evaluar los caracteres que permitan a las plantas invasoras adaptarse a las alteraciones ambientales que trae consigo el cambio climático.
Argemone ochroleuca Sweet es una planta nativa de Norteamérica; sin embargo, se ha adaptado a diferentes ambientes a nivel global. En algunos países como Sudáfrica, Australia y Arabia Saudita es considerada una planta invasora, que habita en zonas de disturbio como zanjas, ruinas, terrenos perturbados y de cultivo, así como jardines (Heard y Segura, 2012; Maema et al., 2016; Moussa et al., 2012).
El interés en esta especie se basa en su flexibilidad de adaptación a condiciones de humedad restringida, además de su potencial químico y medicinal (Hernández-Ruiz et al., 2020; Moustafa et al., 2013). Los estudios de esta especie aún son escasos y no se encontró información en la literatura acerca de las características fisiológicas o morfológicas que le permiten sobrevivir en ambientes adversos. El objetivo de esta investigación fue identificar los efectos morfológicos y fisiológicos que causa el déficit hídrico en A. ochroleuca durante la fase vegetativa.
MATERIALES Y MÉTODOS
Material genético
Se obtuvieron semillas de A. ochroleuca de frutos maduros recolectados de una población silvestre en un terreno agrícola en barbecho en la localidad de Santiago Cuautlalpan, Texcoco, Estado de México (19° 26’ 12’’ N, 98° 54’ 23’’ O, 2253 msnm) en la primavera de 2019.
Condiciones experimentales
La etapa experimental se realizó en una cámara de ambiente controlado (CELL 511-38, Kysor Industrial Corporation, Marshall, Michigan, EUA) y en el laboratorio de Biofísica y Fisiología Vegetal Ambiental del Posgrado en Botánica, Campus Montecillo, Colegio de Postgraduados, México. Semillas de A. ochroleuca se pusieron a germinar en una solución de ácido giberélico 10-3 M. Cuatro días después de la germinación, semillas con la radícula visible se trasplantaron en tubos de policloruro de vinilo (PVC) de 100 cm de altura y 7.5 cm de diámetro, los cuales fueron cortados longitudinalmente y posteriormente se unieron con cinta adherible para facilitar la extracción de la raíz del cepellón del suelo y la toma de muestra para determinar el potencial hídrico. En la base se colocó malla mosquitera de nylon, pegada con la misma cinta. Los tubos se llenaron con suelo extraído de una parcela dentro del Campus Montecillo y se regaron a capacidad de campo (CC, determinada por el método gravimétrico) y se colocaron en la cámara de ambiente controlado a temperatura de 26/22 ± 2 oC y fotoperiodo de 12/12 h luz/oscuridad. El suelo de los tubos se mantuvo a CC durante 30 días para favorecer el establecimiento de las plántulas; posteriormente, se aplicaron los tratamientos.
Tratamientos, diseño y unidad experimental
Los tratamientos consistieron en dos condiciones de humedad en el suelo: 1) riego frecuente con suelo cercano a CC (testigo) y 2) déficit hídrico. El testigo se regó a CC cada cuatro días. El tratamiento de déficit hídrico consistió en suspender permanentemente el suministro de agua. Los tratamientos se distribuyeron en un diseño completamente al azar. La unidad experimental estuvo representada por una planta. Se realizaron seis muestreos destructivos, con cinco repeticiones cada uno, el primero fue cuando se aplicaron los tratamientos (tiempo cero) y los posteriores espaciados a intervalos de siete días.
Variables evaluadas
El potencial de agua en el suelo (ΨAs) se determinó en aproximadamente 5 g de suelo de tres estratos en el tubo, superior (0-15 cm), medio (45-60 cm) e inferior (85-100 cm), mediante un psicrómetro de punto de rocío (Dewpoint PotentiaMeter, Decagon Devices, Inc., Pullman, Washington, EUA). El potencial hídrico en la planta se midió en el muñón del vástago con una bomba de Scholander (Modelo 615D, PMS Instruments, Albany, Oregon, EUA); enseguida, el vástago se envolvió con papel aluminio, se sumergió en nitrógeno líquido para posteriormente medir el potencial osmótico. A los 2 d, las muestras se descongelaron y se extrajo la savia del vástago. Se colocaron 10 μL de savia en un osmómetro de presión de vapor (Vapor Pressure Osmometer 5520, Wescor, Inc., Logan, Utah, EUA) y con la lectura se calculó el potencial osmótico con la ecuación de Van’t Hoff. El potencial de turgencia se obtuvo de la diferencia entre el potencial hídrico (ψA) y osmótico (ψπ). La conductancia estomática (mmol m-2 s-1) se determinó con un porómetro (AP4, Delta-T Devices, Burwell, Cambridge, UK) en la hoja más joven completamente expandida, un día antes del inicio de los tratamientos y cada dos días durante el desarrollo del experimento.
Los azúcares solubles (glucosa, fructosa y sacarosa) fueron determinados en 25 mg de hoja y 15 mg de raíz triturada con etanol 80 %, calentada a 80 oC por 30 min y centrifugada a 10,000 × g durante 10 min. Los niveles de cada azúcar fueron enzimáticamente cuantificados con 800 µL de sobrenadante, de acuerdo con Bernal et al. (2005). El almidón se determinó con la técnica de Boehlein et al. (2018) utilizando el mismo material vegetal que en la cuantificación de los azúcares solubles. La cuantificación de prolina se realizó en tejido liofilizado con la técnica de Bates et al. (1973), las muestras se leyeron en un espectrofotómetro (Evolution 300, Thermo Electron Corporation, Waltham, Massachusetts, EUA) a 520 nm; la concentración de prolina se calculó a partir de una curva de calibración. El peso fresco y seco se obtuvo al disectar la planta y pesar los órganos en una balanza analítica (SA 120, Scientech, Boulder, Colorado, EUA); después de secar dichos órganos en una estufa (Blue M, Electric Company, Blue Island, Illinois, EUA) a 80 °C durante 72 h se volvieron a pesar. El fenotipado de la raíz se realizó después de abrir los tubos y extraerla del cepellón con agua corriente; las raíces se colocaron en charolas para ser procesadas en un escáner (Epson perfection V750 Pro, Suwa, Nagano, Japón) y analizadas con el software WinRHIZO Pro (Régent Instrument Inc., Quebec City, Quebec, Canadá).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En el potencial hídrico del suelo se observaron diferencias significativas (P ≤ 0.05) entre tratamientos dentro de los estratos del suelo. En el estrato superior en el testigo, el potencial de agua del suelo (ΨAs) se mantuvo entre -0.008 y -0.028 MPa, mientras que en el tratamiento con déficit hídrico varió desde -0.008 hasta -5.8 MPa a los 35 días después de la suspensión del riego (DDSR), se observó diferencia a partir de los ocho DDSR. En el estrato medio, el ΨAs del testigo fue de -0.008 a -0.124 MPa, en el tratamiento de déficit hídrico éste fue de -0.008 a -0.50; en ambos tratamientos se observaron diferencias significativas después de 22 DDSR. En el estrato inferior, el testigo alcanzó un ΨAs de -0.28 MPa y en el tratamiento con déficit hídrico tuvo -0.9 MPa, con diferencias significativas a partir de los 22 DDSR.
El estrato superior del suelo, al que se le suspendió el riego, presentó un ΨAs menor debido a que perdió agua por evapotranspiración y ésta no se repuso, caso contrario al testigo, en donde el agua se reponía mediante el riego; asimismo, la disminución del ΨAs en las capas inferiores fue debido principalmente a la extracción de agua por las raíces. Huntenburg et al. (2021) encontraron que la raíz de papa en condiciones de déficit hídrico extraía agua a mayor profundidad, mientras que las plantas en riego absorbían a menor profundidad.
En el testigo, el potencial de agua del vástago (ΨAv) tuvo un promedio de -0.18 MPa, mientras que en el tratamiento con déficit hídrico fue de -0.25 MPa (Figura 1A). El potencial osmótico del vástago (Ψπv) del testigo fue en promedio de -0.9 MPa, mientras que en el tratamiento con déficit hídrico fue de -1.3 MPa (Figura 1B). En ambos tratamientos, el ΨAv y Ψπv fueron diferentes estadísticamente (P ≤ 0.05).
En el potencial de turgencia del vástago (ΨTv) sólo se registraron diferencias significativas a partir de los 22 DDSR (Figura 1C). Este resultado está determinado por la disminución del Ψπv y el aumento del potencial de turgencia, como consecuencia del aumento de osmolitos como la prolina y azúcares solubles, que ayudaron a que el balance hídrico de la planta se mantuviera, evitando la deshidratación de las células y conservación de la turgencia del tejido foliar (Oraee y Tehranifar, 2020). Debido a que el ajuste osmótico mantiene el flujo de agua de la raíz hacia los otros órganos, la turgencia de las células se preserva, y por lo tanto, la conductancia estomática, la fijación de CO2 para la fotosíntesis y el crecimiento se mantienen durante un tiempo mayor (Blum, 2017).
El ajuste osmótico es un mecanismo fisiológico ampliamente demostrado en diferentes especies de plantas cultivadas y silvestres; consiste principalmente en la acumulación de osmolitos compatibles (prolina, glicina, betaína, azúcares solubles y cationes orgánicos e inorgánicos) dentro del citoplasma para disminuir el potencial osmótico y provocar un flujo de agua de las células cuando las plantas se encuentran en condiciones de estrés hídrico, y de esta forma mantener la turgencia celular, el crecimiento y el rendimiento en los cultivos; y en ocasiones, el aumento de este último (Blum, 2017; Turner, 2018).
La conductancia estomática de las plantas en riego varió de 80.1 a 111.4 mmol H2O m-2 s-1, mientras que en las plantas en déficit hídrico ésta disminuyó de 111.4 a 33.62 mmol H2O m-2 s-1, representando una disminución de 74 % a los 35 DDSR, la proporción de la disminución fue mayor de los 9 a los 17 DDSR; posteriormente, la proporción de la disminución se estabilizó. La determinación de valores muy bajos de conductancia estomática en el porómetro es una indicación de que los estomas están parcialmente abiertos, y por lo tanto, se continúa llevando a cabo el intercambio de gases y también se asume que la fijación de CO2 para la fotosíntesis es menos afectada que la pérdida de agua por transpiración. Estadísticamente hubo diferencias significativas entre tratamientos a partir de los 9 DDSR (P ≤ 0.05).
Las plantas pueden disminuir la pérdida de agua por transpiración mediante el cierre parcial de estomas, la reducción del tamaño de las hojas, la disminución del número y tamaño de estomas, además de adaptaciones en la anatomía de la hoja (Basu et al., 2016); asimismo, la apertura y cierre de estomas puede estar regulada no sólo por la presión de turgencia en las células oclusivas, sino también por las condiciones ambientales y la producción de ácido abscísico (Osakabe et al., 2014), aunque en este estudio no se determinaron las variables mencionadas por Basu et al. (2016), probablemente sí fueron afectadas por el déficit hídrico, al igual que la conductancia estomática, regulada por el cierre parcial de los estomas; asimismo, se ha relacionado la elongación de las raíces a estratos más profundos del suelo para abastecer de agua a la planta y así mantener la actividad fisiológica estable (Salehi-Lisar y Bakhshayeshan-Agdam, 2016).
La glucosa y la fructosa en las plantas en estrés hídrico tuvieron un aumento desde los 8 DDSR en comparación con el testigo en ambos órganos, excepto a partir de los 15 DDSR en la raíz (Figuras 2A, B, D y E). Estadísticamente hubo diferencias significativas (P ≤ 0.05) en ambos azúcares. La concentración de la sacarosa en el vástago fue menor en comparación con los otros dos azúcares solubles; sin embargo, en la raíz fue mayor (Figuras 2C y F). No se encontraron diferencias significativas entre tratamientos (P ≤ 0.05).
Los niveles bajos de sacarosa pueden deberse a la hidrólisis de este compuesto, lo que explicaría el aumento en la concentración de glucosa y fructosa (Du et al., 2020), lo cual sugiere que estos monosacáridos son los principales azúcares involucrados en el ajuste osmótico; además, la baja concentración de sacarosa también puede deberse a su utilización para la síntesis de otros compuestos o actividades metabólicas (Du et al., 2020).
El ajuste osmótico en la raíz permite a las plantas en estrés mantener la absorción de agua y el crecimiento de raíces. La glucosa, fructosa y sacarosa, además de mantener la integridad de la membrana, estabilizan la estructura de las proteínas y antioxidantes mediante el rol de osmoprotectores (Königshofer y Löppert, 2015). Estos resultados se observan en el estudio de Velázquez-Márquez et al. (2015) en la raíz de maíz en estrés hídrico, donde la acumulación de glucosa, fructosa y sacarosa se observó 24 horas después del inicio del estrés. La acumulación de sacarosa en las raíces de plantas en estrés hídrico se ha relacionado con el crecimiento de la raíz por medio de la asignación de más carbono a este órgano (Durand et al., 2016).
La acumulación de almidón en el vástago en estrés hídrico fue casi 6 veces mayor (P ≤ 0.05) que en el vástago en riego (417 vs. 61 µmoles g-1 de peso seco). La acumulación promedio de almidón en las raíces en plantas en déficit hídrico fue de 157.3 µmoles g-1 de peso seco, cantidad similar al de las plantas testigo (P ≤ 0.05).
La acumulación de almidón puede ser transitoria, debido a un desequilibrio temporal; así mismo, puede deberse a una alteración enzimática causada por el estrés (Du et al., 2020). Thalmann et al. (2016) indicaron que los mutantes de Arabidopsis que expresan α-amilasa y β-amilasa degradan el almidón a una velocidad óptima; sin embargo, la ausencia de las dos enzimas mantiene al almidón en las hojas. Por otro lado, debido a que la raíz es un órgano de demanda, el almidón es metabolizado a sacarosa, la cual es usada para el crecimiento y elongación de la misma, así como para mantener la absorción de agua (Durand et al., 2016); también se ha relacionado la acumulación de almidón con los cambios anatómicos en la raíz inducidos por el estrés hídrico, específicamente en la corteza de la raíz, debido a que se ha observado que algunas especies resistentes al déficit hídrico poseen un aerénquima más denso en comparación con plantas susceptibles (Singh et al., 2013).
El contenido de prolina en los vástagos en riego estuvo entre 0.920 y 2.015 μmol g-1 de peso seco, mientras que en vástagos en déficit hídrico éste aumentó hasta 9.18 μmol g-1 de peso seco, siendo 3.5 veces mayor a los 35 DDSR (P ≤ 0.05). La acumulación de prolina en raíces sin déficit estuvo entre 0.368 y 0.879 μmol g-1 de peso seco. En las raíces en déficit hídrico, la prolina aumentó 2.6 veces a los 35 DDSR, alcanzando el valor de 3.22 μmol g-1 de peso seco.
La prolina puede encontrarse en pequeñas cantidades en plantas que se desarrollan en estado óptimo; sin embargo, cuando la planta está en condiciones de estrés, la prolina al igual que la sacarosa, fructosa, glucosa y almidón, actúa como osmoprotector, evitando la deshidratación de las células, manteniendo la turgencia del tejido foliar y el metabolismo celular (Blum, 2017; Oraee y Tehranifar, 2020). Ghaffari et al. (2021) reportaron en Beta vulgaris un incremento de prolina tanto en hojas como en raíces en plantas bajo estrés hídrico severo.
El peso fresco del vástago de las plantas en déficit hídrico disminuyó 25 % con respecto al del testigo a los 35 DDSR, dicha diminución fue constante en los otros muestreos; sin embargo, el peso seco del vástago de las plantas en déficit hídrico disminuyó 11 %. En ambos pesos se observaron diferencias significativas (P ≤ 0.05). Oraee y Tehranifar (2020) consignaron en Viola × wittrockiana Swiss Giants Rhinegold que el estrés hídrico severo disminuyó considerablemente el peso seco de la planta.
El peso seco de la raíz en déficit hídrico fue 83 % mayor a los 35 DDSR con respecto al del testigo. El crecimiento, longitud, densidad y grosor de raíces es una característica importante para el aprovechamiento del agua disponible (Shao et al., 2008). En la presente investigación, es probable que las raíces del tratamiento de déficit hídrico, por su diferencia tan grande en peso seco, sea un resultado de una densidad mayor o grosor de las raíces, aunque la diferencia en longitud no fue significativa, lo cual explicaría la razón de que el potencial de agua del suelo en el tratamiento de déficit hídrico en la profundidad mayor haya presentado valores de potencial de agua menores. Lo anterior concuerda con los resultados de Lima et al. (2016) en Crotalaria retusa, Waltheria indica y Commelina benghalensis, que tuvieron mayor acumulación de materia seca radical en déficit hídrico en comparación con el tratamiento sin restricción hídrica.
La raíz principal de las plantas en déficit hídrico fue en promedio 16 % más larga que la de las plantas testigo; sin embargo, no se observaron diferencias significativas (P ≤ 0.05) (Figuras 3A y B); no obstante, el peso seco de la raíz en déficit hídrico fue mayor que el del testigo, lo que sugiere que hubo una mayor densidad de raíces. El déficit hídrico provoca que algunas especies modifiquen su sistema radical, ésto se ve reflejado en el grosor y longitud de la raíz principal, así como en la aparición o disminución de las raíces laterales (Bao et al., 2014). Esta respuesta se debe a que la planta concentra su energía y recursos en el desarrollo del sistema radical, lo que permite la absorción de agua en capas subterráneas, en detrimento del crecimiento del vástago (Lima et al., 2016). El engrosamiento de las raíces puede deberse al aumento de fibrosidad; es decir, a un mayor desarrollo en el parénquima o aerénquima cortical de la raíz, lo que aumenta su rigidez, lo que a su vez se relaciona con la capacidad para penetrar capas más profundas y duras del suelo (Chimungu et al., 2015); así mismo, se ha documentado que las raíces laterales pueden seguir un patrón de desarrollo a partir de la disponibilidad de agua, como es el caso en Arabidopsis y arroz (Bao et al., 2014).
Faye et al. (2019) encontraron que el crecimiento de la raíz de Pennisetum glaucum L. depende de la disponibilidad de agua, reduciendo el crecimiento de raíces laterales en las capas superficiales secas del suelo y alargando la raíz a estratos más profundos; así mismo, reportaron que los cambios significativos en longitud y diámetro se observaron hasta después de 31 días de estrés hídrico.
CONCLUSIONES
Las respuestas fisiológicas de Argemone ochroleuca Sweet durante la etapa vegetativa indicaron que el estrés hídrico disminuyó la conductancia estomática, el potencial de agua y el potencial osmótico del vástago ocho días después de la suspensión del riego; asimismo, la acumulación de osmoprotectores como azúcares y prolina aumentó en relación con la prolongación y severidad del estrés. Dentro de las respuestas morfológicas de A. ochroleuca, la elongación y el peso seco de la raíz indicaron que el déficit conduce a una reasignación de carbono, priorizando el crecimiento de raíces.