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Introducción
En México, el maíz es el principal componente de la alimentación de la población; aunado a su valor nutricional, destaca su importancia histórica, cultural y económica (Cázares et al. 2015). Sin embargo, este cultivo demanda grandes cantidades de fertilizantes, principalmente nitrógeno y pesticidas químicos para el control de plagas y enfermedades; y con ello obtener altos rendimientos para satisfacer la demanda alimentaria de los mexicanos y de la población a nivel mundial (López-Valenzuela et al. 2019, SADER 2020). Si bien, el uso indiscriminado de agroquímicos ha generado diversos problemas en el medio ambiente; como la degradación de los suelos, alterando sus propiedades físicas, químicas y biológicas, debido a que la mayoría son altamente tóxicos; también, han alterado las comunidades microbianas del suelo limitando su productividad, además de la resistencia generada por parte de patógenos y su incremento en los costos de producción (Prashar y Shah 2016).
En este sentido, los productos biológicos o biofertilizantes a base de microorganismos son una alternativa de producción amigable con el medio ambiente y pueden mitigar o coadyuvar los impactos negativos provocados por los agroquímicos, debido a sus diferentes mecanismos de acción tales como antagonismo, micoparasitismo, antibiosis contra patógenos: además de promover el crecimiento e inducir el sistema de defensa de las plantas (De-los-Santos et al. 2018). Entre los elementos más valiosos en la producción de estos biofertilizantes están los microorganismos endófitos aislados de ambientes diversos, con la habilidad potencial de estimular el crecimiento de las plantas (Baron y Rigobelo 2021). Por su parte, los hongos del género Trichoderma spp., y bacterias del género Bacillus spp., favorecen el desarrollo radicular, la fijación de nitrógeno atmosférico, solubilizan el fósforo del suelo, producen ácidos orgánicos y metabolitos secundarios que actúan análogamente a las fitohormonas, por lo que influyen directamente en la disponibilidad de nutrientes y en la estimulación del crecimiento vegetal (Longoria-Espinoza et al. 2024). Se ha reportado que Trichoderma es capaz de mejorar la arquitectura radicular, favorece la elongación del tallo, incrementa la biomasa del follaje y estimula la germinación de las semillas de maíz. También, es una alternativa para la formulación de inoculantes y el desarrollo de biofertilizantes, ya que induce cambios morfológicos, fisiológicos y bioquímicos que ayudan a las plantas a adaptarse a condiciones ambientales limitantes (Caravantes-Pérez et al. 2025). Sobre lo mismo, Rivero-Herrada et al. (2024) reportaron que el empleo de productos biológicos a base de Azotobacter chroococcum y Paenibacillus polymyxa mostraron potencial para incrementar el nitrógeno en las plantas, contribuyendo al crecimiento, diámetro e inserción de la mazorca en maíz. En este sentido, es fundamental avanzar hacia una agricultura más sustentable y eficiente, por lo que la investigación sobre microorganismos nativos para su aplicación como biofertilizantes tienen el potencial de reducir el uso de fertilizantes sintéticos, disminuyendo así el impacto ambiental asociado a su producción y aplicación, por lo que la identificación y optimización de estas especies puede mejorar la calidad del suelo, promover la biodiversidad microbiana y contribuir a la resiliencia de los sistemas agrícolas ante el cambio climático, es así que continuar con estos estudios permitirá un uso más racional y adaptado de los recursos biológicos locales, favoreciendo una agricultura sostenible que potencie tanto la productividad como la salud del ecosistema (Cruz-Cárdenas et al. 2021). Por lo tanto, el objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto biofertilizante de especies endófitos de café Trichoderma y Bacillus en el cultivo del maíz (Zea mays).
Materiales y métodos
Campo experimental
El ensayo se llevó a cabo en un suelo franco-arcilloso con materia orgánica de 2.14%, fertilidad media, pH 5.6 moderadamente ácido, en el campo experimental de la Universidad de Ciencias y Artes de Chiapas (UNICACH), Villa Corzo, Chiapas, con fecha de siembra 07 de julio, durante el ciclo primavera-verano del 2022 (latitud N 16° 09' 49", longitud O -93° 16' 29", 580 msnm).
Experimento en campo
Los microorganismos utilizados fueron Trichoderma longibrachiatum (C1Ca), T. asperellum (C3Moa), T. hamatum (C10AOa), T. reesei (C11M), Bacillus amyloliquefaciens (B49) y Bacillus subtilis (B17) donados por el Laboratorio de Biofertilizantes y Bioinsecticidas de la UNICACH, Sede Villa Corzo, endófitos aislados de raíces de café cultivadas bajo sistemas agroforestales. Las cepas de Trichoderma fueron esporuladas en PDA y Bacillus crecidas en LB, ambos géneros fueron cosechados y cuantificados en una cámara Neubauer (Isolab) y un microscopio Axiolab (Carl Zeiss), las concentraciones de inoculación se ajustaron a 50 mL de 1x106 esporas/ml para Trichoderma y 1x108 UFC mL-1 para Bacillus.
Las semillas de maíz (Pioneer 4039) fueron inoculadas al momento de la siembra por inmersión durante 60 min y sembradas en una superficie de 29 m × 31 m a una distancia entre surcos 60 cm y distancia entre plantas 25 cm divididas en subpacerlas de 3 m x 3 m para cada tratamiento; se realizaron dos inoculaciones más, aplicando a la base tallo de cada planta 10 mL de solución de microorganismos a concentraciones de 1x106 esporas mL-1 para Trichoderma y 1x108 UFC mL-1 para Bacillus, tres días antes de cada fertilización a los 15 y 30 días después de la siembra. Se utilizó un diseño en bloques al azar con cuatro repeticiones. El cultivo fue fertilizado con la fórmula 142 N- 50 P- 110 K kg ha-1 (100% de fertilización química (FQ)) y con 71 N- 25 P- 55 K kg ha-1 (50% FQ) con base a un análisis de suelo previo a la siembra; se utilizaron los siguientes tratamientos: Testigo absoluto (1), 100 % FQ (2), T. longibrachiatum (C1Ca) + B. amyloliquefaciens (B49) +100% FQ (3), T. longibrachiatum (C1Ca) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ (4), T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 100% FQ (5), T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 50% FQ (6), T. asperellum (C3Moa) + B. amyloliquefaciens (B49) +100% FQ (7), T. asperellum (C3Moa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ (8), T. asperellum (C3Moa) + B. subtilis (B17) + 100% FQ (9), T. asperellum (C3Moa) + B. subtilis (B17) + 50% FQ (10), T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) +100% FQ (11), T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ (12), T. hamatum (C10AOa) + B. subtilis (B17) + 100% FQ (13), T. hamatum (C10AOa) + B. subtilis (B17) + 50% FQ (14), T. reesei (C11M) + B. amyloliquefaciens (B49) +100% FQ (15), T. reesei (C11M) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50 % FQ (16), T. reesei (C11M) + B. subtilis (B17) + 100 % FQ (17), y T. reesei (C11M) + B. subtilis (B17) + 50 % FQ (18). Correspondiendo FQ fertilización química 100% a 142 N - 50 P - 110 K kg ha-1 y FQ Fertilización química 50% (71 N- 25 P- 55 K kg ha-1).
Las variables que se midieron fueron altura de planta, considerando la base del tallo hasta la espiga (cm), peso seco de raíces, tallos y hojas (g). Para el rendimiento de grano se realizó en la fase final del cultivo siguiendo la metodología propuesta por CIMMYT (2012); donde se registró el rendimiento de grano (t ha-1) y el peso de mil granos (g), el rendimiento del grano se ajustó al 12% de nivel de humedad con un determinador (Motomco 919) con un peso de muestra de 250 g. Las mediciones se realizaron en la etapa vegetativa, 40 días después de la siembra (dds) y reproductiva R6 (120 dds) del cultivo de maíz, mediante un análisis destructivo en el que se midieron ocho plantas por tratamiento. Las variables evaluadas de peso seco total fueron secados en una estufa de aire forzado (Thermoscientific Heratherm-OGS60) durante 72 horas a una temperatura constante de 70 °C y pesadas en una balanza analítica (Velab VE-204) con una precisión de 0.01 g. Los datos obtenidos se analizaron usando Minitab Statistical Software versión 19, para el análisis de varianza (ANOVA) y las medias fueron clasificadas con la prueba de Tukey (P ≤ 0.05).
Resultados y discusión
Los resultados obtenidos en la etapa vegetativa mostraron que en la variable altura de planta de maíz la mayoría de los tratamientos presentaron mayor altura con valores entre 106 a 133 cm, con respecto al testigo absoluto 96 cm (Tabla 1); sin embargo, el tratamiento T12 (Trichoderma hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ presentó el valor más alto con una media de 133 cm comparado con el testigo absoluto 96 cm y el T2 100 % FQ , 116 cm (Tabla 2). Para la variable peso seco de raíces, los tratamientos T7 (T. asperellum (C3Moa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 100% FQ), T5 (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 100% FQ), T6 (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 50% FQ), T4 (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) y T12 (Trichoderma hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) presentaron los valores de media mas altos de 12, 10, 8, 7 y 9 g respectivamente, siendo estadísticamente igual al T2 (100% de FQ) pero superiores al testigo absoluto 5 g (Tabla 1). En la variable peso seco de tallos en la etapa vegetativa no se presentaron diferencias significativas entre el testigo absoluto y los tratamientos (Tabla 2). En la variable peso seco de hojas se encontró diferencias significativas entre tratamientos con respecto al testigo absoluto, los tratamientos que presentaron mejores resultados fueron T12 (T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ), T16 (T. reesei (C11M) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) con una media de 41 g y 35 g, respectivamente, siendo estadísticamente iguales al T2 (100% FQ) con un valor de 34 g, mientras que el testigo absoluto tuvo una media de 26 g (Tabla 1).
Tabla 1 Efecto de Trichoderma spp y Bacillus spp., sobre el crecimiento vegetativo del cultivo de maíz (40 días después de la siembra).
| Tratamientos | Altura de planta (cm) | Peso seco de raíz (g) | Peso seco de tallo (g) | Peso seco hojas (g) |
|---|---|---|---|---|
| 1. Testigo absoluto | 96 ± 3.4f | 5 ± 0.1 cde | 23 ± 0.03 ab | 26 ± 0.01 b |
| 2. 100% FQ | 116 ± 4.3 bcde | 8 ± 0.1 abcde | 26 ± 0.04 ab | 34 ± 0.04 ab |
| 3. (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. amyloliquefaciens (B49) + 100% FQ) | 124 ± 2.8 ab | 6 ± 0.8 bcde | 26 ± 0.05 ab | 30 ± 0.03 ab |
| 4. (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) | 108 ± 5.7 def | 7 ± 0.2 abcde | 25 ± 0.02 ab | 26 ± 0.08 b |
| 5. (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) | 119 ± 5.8 bcde | 10 ± 0.2 ab | 29 ± 0.03 ab | 32 ± 0.03 ab |
| 6. (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) | 112 ± 6.6 bcde | 8 ± 0.2 abcd | 25 ± 0.02 ab | 29 ± 0.05 ab |
| 7. T. asperellum (C3Moa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 100% FQ) | 122 ± 7.9 abcd | 12 ± 0.2 a | 29 ± 0.03 ab | 33 ± 0.06 ab |
| 8. T. asperellum (C3Moa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) | 107 ± 4.1 ef | 3 ± 0.1 e | 23 ± 0.2 ab | 27 ± 0.08 b |
| 9. T. asperellum (C3Moa) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) | 108 ± 9.8 def | 6 ± 0.1 bcde | 22 ± 0.05 b | 24 ± 0.07 b |
| 10. T. asperellum (C3Moa) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) | 111 ± 5.2 bcde | 7 ± 0.1 abcde | 26 ± 0.02 ab | 31 ± 0.01 ab |
| 11. T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) +100% FQ) | 113 ± 10.07 bcde | 7 ± 0.2 bcde | 27 ± 0.03 ab | 28 ± 0.010 ab |
| 12. T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) | 133 ± 5.1 a | 9 ± 0.2 abc | 29 ± 0.01 ab | 41 ± 0.03 a |
| 13. T. hamatum (C10AOa) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) | 110 ± 6.cde | 4 ± 0.2 de | 25 ± 0.02 ab | 29 ± 0.010 ab |
| 14. T. hamatum (C10AOa) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) | 109 ± 10.3 def | 5 ± 0.1 cde | 25 ± 0.03 ab | 31 ± 0.07 ab |
| 15. T. reesei (C11M) + B. amyloliquefaciens (B49) +100% FQ) | 114 ± 2.06 bcde | 5 ± 0.3 cde | 30 ± 0.04 a | 31 ± 0.03 ab |
| 16. T. reesei (C11M) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) | 123 ± 5.3 abc | 6 ± 0.3 bcde | 28 ± 0.02 ab | 35 ± 0.03 ab |
| 17. T. reesei (C11M) + B. subtilis B (17) + 100% FQ) | 119 ± 8.5 bcde | 6 ± 0.4 bcde | 25 ± 0.2 ab | 31 ± 0.06 ab |
| 18. T. reesei (C11M) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) | 106 ± 4.7 ef | 3 ± 0.1 de | 25 ± 0.03 ab | 30 ± 0.02 ab |
*Medias con misma letra dentro de la misma columna son significativamente iguales, según la prueba de Tukey (p ≤ 0.05).
Tabla 2 Efecto de Trichoderma spp y Bacillus spp., sobre el crecimiento vegetativo en la fase reproductiva 120 dds y rendimiento del grano del cultivo de maíz.
| Tratamientos | Altura de planta (cm) | Peso seco de raíz (g) | Peso seco de tallo (g) | Peso seco de hojas (g) | t ha-1 |
|---|---|---|---|---|---|
| 1. Testigo absoluto | 185 ± 3.4 e | 60 ± 2 g | 88 ± 2.0 f | 56 ± 0.1 ab | 6.3 ± 0.1 f |
| 2. 100% FQ | 227 ± 10.5 abc | 61 ± 1.0 fg | 119 ± 1 ab | 58 ± 1.2 ab | 7.7 ± 0.4 bc |
| 3. (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. amyloliquefaciens (B49) + 100% FQ) | 233 ± 7.4 abc | 74 ± 2.0 bcd | 115 ± 2 bc | 56 ± 1.2 ab | 7.8 ± 0.1 b |
| 4. (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) | 221 ± 4.8 abcd | 76 ± 3 bc | 123 ± 2 a | 60 ± 0.4 a | 7.6 ± 2 c |
| 5. (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) | 217 ± 8.4 bcd | 59 ± 4 g | 109 ± 2 cde | 55 ± 3.2 ab | 7.6 ± 2 c |
| 6. (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) | 229 ± 7.9 abc | 85 ± 3 a | 112 ± 2 bcd | 58 ± 2.2 ab | 7.7 ± 0.4 bc |
| 7. T. asperellum (C3Moa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 100% FQ) | 216 ± 8.5 bcd | 34 ± 4 i | 111 ± 1 cd | 60 ± 1.8 a | 7.7 ± 0.4 bc |
| 8. T. asperellum (C3Moa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) | 211 ± 12 cd | 68 ± 3 def | 79 ± 4 gh | 52 ± 1.2 ab | 7.2 ± 3 d |
| 9. T. asperellum (C3Moa) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) | 222 ± 8.2 abcd | 49 ± 2 h | 125 ± 3 a | 58 ± 2.1 ab | 7.5 ± 4 cd |
| 10. T. asperellum (C3Moa) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) | 219 ± 5.6 bcd | 40 ± 2 i | 86 ± 1 fg | 47 ± 2.4 ab | 7.7 ± 0.4 bc |
| 11. T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 100% FQ) | 216 ± 4.5 bcd | 88 ± 2 a | 108 ± 2 cde | 59 ± 1.1 ab | 7.7 ± 0.4 bc |
| 12. T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) | 242 ± 6.4 a | 66 ± 1.0 efg | 125 ± 3 a | 58 ± 1.2 ab | 8.1 ± 1 a |
| 13. T. hamatum (C10AOa) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) | 220 ± 6.4 abcd | 81 ± 1.0 ab | 106 ± 1 de | 54 ± 1.6 ab | 7.2 ± 2.1 d |
| 14. T. hamatum (C10AOa) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) | 219 ± 8.4 abcd | 49 ± 2 h | 110 ± 2 cd | 63 ± 1.8 a | 7.1 ± 3.1 de |
| 15. T. reesei (C11M) + B. amyloliquefaciens (B49) + 100% FQ) | 219 ± 6.2 bcd | 66 ± 1 efg | 102 ± 2 e | 62 ± 1.4 a | 7.6 ± 3 c |
| 16. T. reesei (C11M) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) | 225 ± 2.7 abcd | 76 ± 3 bc | 112 ± 2 bcd | 57 ± 2.2 ab | 7.5 ± 4 cd |
| 17. T. reesei (C11M) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) | 234 ± 17 ab | 72 ± 2 cde | 124 ± 4 a | 58 ± 2.6 ab | 7.9 ± 1.2 ab |
| 18. T. reesei (C11M) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) | 203 ± 14 de | 50 ± 1 h | 76 ± 3 h | 40 ± 3.1 b | 6.6 ± 4.1 e |
*Medias con misma letra dentro de la misma columna son significativamente iguales, según la prueba de Tukey (p ≤ 0.05).
Los resultados encontrados en esta investigación son de gran transcendencia y determinantes en el cultivo de maíz, demostrando que la utilización de microorganismos endófitos de café, Trichoderma combinado con Bacillus tiene el potencial biofertilizante, promoviendo el crecimiento vegetal, disminuyendo hasta un 50% la aplicación de NPK. En este sentido se ha reportado que la interacción de las plantas con hongos endófitos mejora la absorción de macronutrientes (fósforo, nitrógeno, potasio y magnesio) y micronutrientes, (zinc, hierro y cobre) del suelo y la materia orgánica (Rana et al. 2020), aumentando la producción de biomasa, expansión del sistema radicular, altura de las plantas, el peso, la reproducción y el rendimiento (Bamisile et al. 2018). Asimismo, se ha reportado que la aplicación de Trichoderma asperellum en el cultivo de cebolla puede reducir la fertilización química hasta en 50% (Ortega-García et al. 2015) y la aplicación de Bacillus circulans y Azotobacter chrocoocum promueven el crecimiento y mejoran el rendimiento del cultivo de maíz, reduciendo hasta un 50% la aplicación de NPK (Gao et al. 2020).
En los resultados de la etapa reproductiva (Tabla 2), se encontró que en la variable altura de planta de maíz, la mayoría de los tratamientos a base de Trichoderma y Bacillus incluyendo los de 50% FQ presentaron diferencia significativa con respecto al testigo absoluto y fueron estadísticamente iguales al T2 (100% FQ). Sin embargo, el tratamiento T12 (Trichoderma hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) presentó el valor más alto con una media de 242 cm comparado con el testigo absoluto y el T2 (100% FQ) que exhibieron valores de 185 y 227 cm respectivamente. En la variable peso seco de raíz, se registró que los tratamientos T6 (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 50% FQ), T11 (T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 100% FQ) y T13 (T. hamatum (C10AOa) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) presentaron los mayores valores de 85, 88, 81 g comparado con el testigo absoluto y el T2 (100% FQ) que presentaron valores de 60 y 61 g, respectivamente (Tabla 2).
En la variable peso seco de tallos, se observó que el testigo absoluto presentó una media de 88 g, superado por 14 de los tratamientos evaluados; donde T4 (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ), T9 (T. asperellum (C3Moa) + B. subtilis (B17) + 100% FQ), T12 (T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) y T17 (T. reesei (C11M) + B. subtilis (B17) + 100% FQ) presentaron los valores más altos 123, 125 y 124 g respectivamente, comparado con el T2 (100% FQ) que presento una media de 119 g (Tabla 2). Para la variable peso seco de hojas no se presentaron diferencias significativas entre el testigo absoluto y los tratamientos (Tabla 2).
En la variable rendimiento del grano se presentaron diferencias significativas entre los tratamientos, donde el T12 (T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) + 50% FQ) presentó el rendimiento más alto de 8.1 t ha-1, comparado con el testigo absoluto y el T2 (100% FQ), que presentaron 5.3 y 7.7 t ha-1, respectivamente. Además, es importante resaltar que otros tratamientos con 100 % de fertilización; T5 (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 100% FQ), T11 T. hamatum (C10AOa) + B. amyloliquefaciens (B49) +100% FQ) y T17 T. reesei (C11M) + B. subtilis B (17) + 100% FQ) y con 50% de FQ; T6 (T. longibrachiatum (C1Ca) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) y T10 (T. asperellum (C3Moa) + B. subtilis (B17) + 50% FQ) fueron estadísticamente iguales al tratamiento dos (100% FQ).
En este sentido se ha reportado que el aumento del peso seco en las plantas de maíz por la combinación de microorganismos se debe a una absorción equilibrada de nutrientes, lo que conduce a una mayor división y agrandamiento de las células, lo que genera el crecimiento en las plantas (Mtaita et al. 2019). También se ha demostrado que la aplicación de Trichoderma y Bacillus combinado con polvo de roca, aumentaron el peso seco del maíz disminuyendo hasta un 50% de fertilización química (Silva et al. 2023). Así también, la aplicación de Trichoderma y sustancias húmicas en el cultivo de maíz aumentaron la biomasa total seca con respecto al control, de un 16 a 32% (Kurniawan 2017). Y la aplicación Trichoderma viride y Pseudomonas fluorescens aumentan la biomasa y el rendimiento del grano en un 15% utilizando un 50% de fertilización química NPK (Nepalí et al. 2020).
Por lo que los microorganismos endófitos favorecen el crecimiento de las plantas, al producir ácido indolacético, solubilizan fosfatos, así también, tienen la capacidad de producir sideróforos (García-Latorre et al. 2023, Longoria-Espinoza et al. 2024) y para el caso específico del cultivo de maíz, la aplicación de microorganismos endófitos de raíces de café como hongos del género Trichoderma y bacterias del género Bacillus, reducen la aplicación de fertilizantes químicos hasta en un 50%, promueven el crecimiento vegetal, aumentan el rendimiento del cultivo y posiblemente contribuyen en la disminución de contaminación ambiental.
Las aplicaciones de cepas endófitas de raíces de café de Trichoderma y Bacillus pueden ser integradas en el paquete tecnológico del cultivo de maíz, ya que incrementan el rendimiento grano y disminuyen la dosis de fertilizantes NPK hasta en un 50%.
