Introducción
La provincia biogeográfica tamaulipeca en la zona de la costa del Golfo de México, se distribuye en aproximadamente 200 000 km2 desde el norte de México hasta el sur de Texas, en Estados Unidos de América (Conabio, 2021), y está conformada por matorrales de varios tipos (González, 2003). El matorral espinoso tiene especies de plantas de 1-4 m de altura que crecen en altitudes de 100-650 m. El matorral submontano alberga árboles subinermes de 4 a 6 m de altura, se ubica en las partes bajas de la Sierra Madre Oriental en dirección este-oeste, en altitudes entre 650 y 700 m. Ambos tipos de matorral incluyen plantas multipropósito que se aprovechan en comunidades rurales (Alanís, 2006; Estrada et al., 2014). Las personas las usan como madera en rollo para la construcción de casas y cercas, así como para la fabricación de muebles domésticos, herramientas agrícolas, como carbón o leña, además de consumir los frutos de algunas especies silvestres (Alanís, 2006).
La tala de matorrales para la introducción de pasto y ganado con fines agrícolas o para la producción de naranjos es una práctica común que causa una pérdida dramática de la biodiversidad (Pando et al., 2014), la cual desaparece sin ser conocida científicamente. Tal es el caso de muchos macro y microhongos que reciclan la materia orgánica.
Algunos estudios en los que se han registrado especies de macrohongos en matorrales del norte de México, por ejemplo: Favolus brasiliensis (Fr.) Fr., Polyporus alveolaris (DC.) Bondartsev & Singer, Montagnea arenaria (DC.) Zeller, Podaxis pistillaris (L.) Fr., Phellorinia herculeana (Pers.) Kreisel y Tulostoma Pers. spp. son los de Castillo y Guzmán (1970), Esqueda-Valle et al. (1995) y Esqueda et al. (2012). A la fecha, se desconocen publicaciones de macromicetos asociados a matorrales sensu lato del Noreste de México. El objetivo del presente estudio fue generar información acerca de las especies de macromicetos que crecen en algunos matorrales del Noreste de México.
Materiales y Métodos
Los hongos se recolectaron durante los últimos 35 años en más de 100 localidades de los estados de Nuevo León y Tamaulipas. Se siguieron los protocolos clásicos para el estudio de los macrohongos que incluyen el registro de sus características macroscópicas in situ en especímenes frescos (Largent et al., 1973; Villarreal y Gómez, 1995; Lodge et al., 2004; Bessette et al., 2016). Igualmente, se anotaron las características de los sitios de colecta en campo: altitud, condición de la vegetación, especies de árboles, arbustivas y herbáceas. Se tomaron fotografías (cámara Nikon ® modelo D3300, lente macro 40mm) de los especímenes tanto a una distancia de 1 m, como con macrofotografía a fin de tener los máximos detalles de los esporomas.
Para la visualización microscópica de las distintas estructuras que caracterizan a las especies, de forma manual se hicieron cortes finos a navaja. Estos se montaron en reactivo de KOH (5 %) y Melzer a fin de observar el contraste de las estructuras con mayor claridad (Largent et al., 1977).
La terminología del color se basó en el manual Methuen Handbook of Colour (Kornerup y Wanscher, 1978). Se midieron al menos 30 estructuras microscópicas (basidiosporas, basidios y pileipellis) con un microscopio óptico Axiostar Carl Zeiss ® (Quiñónez et al., 2008). La relación Q, la longitud media (L) y la anchura media (W) se obtuvieron para las basidiosporas según lo descrito por Frank et al. (2020).
La identificación de los hospederos posibles con los que se observaron las especies, tanto saprobias como parásitas y micorrícicas se realizó en el herbario CFNL de la Facultad de Ciencias Forestales, Universidad Autónoma de Nuevo León en Linares, Nuevo León. El material estudiado se depositó en las colecciones micológicas de los herbarios “José Castillo Tovar” (ITCV) del Instituto Tecnológico de Ciudad Victoria y en el CFNL. Las especies se ordenaron de acuerdo con Kirk et al. (2008), y para la clasificación de las especies se utilizó Index Fungorum (2023).
Resultados
En la presente investigación se documenta solo una parte de la diversidad de especies de macromicetos que se han determinado asociados a los matorrales del Noreste de Mexico (Figura 1). Los registros correspondieron a 210 especies de Ascomicetes y Basidiomicetes representados en 138 géneros de 57 familias, además de ocho especies de Mixomicetes en siete géneros pertenecientes a cinco familias, en los estados de Nuevo León y Tamaulipas. En ambos estados se distribuyeron 186 especies, 23 solo en Tamaulipas y nueve únicamente en Nuevo León. De ellos, 34 taxa son nuevos registros para el Noreste de México (Cuadro 1).
Especies frecuentes: A = Ganoderma lobatum (Cooke) G. F. Atk.; B = Trametes versicolor (L.) Lloyd; C = Lysurus periphragmoides (Klotzsch ex Hook.) Dring; D = Heliocybe sulcata (Berk.) Redhead & Ginns. Especies poco frecuentes: E = Agaricus deserticola G. Moreno, Esqueda & Lizárraga; F = Pluteus petasatus (Fr.) Gillet; G = Phellodon fibulatus K. A. Harrison.
Grupos taxonómicos | Especies | Hábito/ Altitud | Comestibilidad | Distribución por estado |
---|---|---|---|---|
EUMYCOTA | ||||
ASCOMYCOTINA | ||||
Sordariomycetes | ||||
Hypocreales | ||||
Cordycipitaceae | ||||
Cordyceps militaris (L.) Fr. | P | NC | NL* | |
Xylariales | ||||
Graphostromataceae | ||||
Biscogniauxia fuscella (Rehm) F. San Martín & J. D. Rogers | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Hypoxylaceae | ||||
Daldinia concentrica (Bolton) Ces. & De Not. | P | NC | NL/TAM | |
Xylariaceae | ||||
Hypocreodendron sanguineum Henn. | S1 | NC | NL/TAM | |
Kretzschmaria pavimentosa (Ces.) P. M. D. Martin | P | NC | TAM | |
Poronia oedipus (Mont.) Mont. | S1 | NC | NL*/TAM | |
Xylaria arbuscula Sacc. | S3/A2 | NC | TAM | |
X. corniformis (Fr.) Fr. | S3/A2 | NC | TAM | |
X. cubensis (Mont.) Fr. | S3 | NC | TAM | |
X. curta Fr. | S3 | NC | TAM | |
X. enterogena Mont. | S3 | NC | TAM | |
X. enteroleuca (J. H. Mill.) P. M. D. Martin | S3 | NC | TAM | |
X. feejeensis (Berk.) Fr. | S3 | NC | NL/TAM | |
X. multiplex (Kunze) Fr. | S3 | NC | NL/TAM | |
X. polymorpha (Pers.) Grev. | S3 | NC | NL/TAM | |
X. protea Fr. | S3 | NC | NL/TAM | |
Xylosphaera ianthinovelutina (Mont.) Dennis | S3 | NC | TAM | |
Pezizomycetes | ||||
Pezizales | ||||
Pezizaceae | ||||
Hydnobolites cerebriformis Tul. & C. Tul. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Pachyphlodes citrina (Berk. & Broome) Doweld | M/A2 | NC | NL/TAM | |
P. virescens (Gilkey) Doweld | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Sarcoscyphaceae | ||||
Phillipsia domingensis (Berk.) Berk. ex Denison | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Sarcoscypha coccinea (Jacq.) Lambotte | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Tuberaceae | ||||
Tuber nitidum Vittad. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
BASIDIOMYCOTINA | ||||
Agaricomycetes | ||||
Agaricales | ||||
Cyathus olla (Batsch) Pers. | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
C. stercoreus (Schwein.) De Toni | S2 | NC | NL/TAM | |
C. striatus Willd. | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Agaricaceae | ||||
Agaricus aridicola Geml, Geiser & Royse ex Mateos, J. Morales, J. A. Muñoz, Rey & C. Tovar | S1 | NC | NL*/TAM | |
A. campestris L. | S1 | C | NL/TAM | |
A. xanthodermus Genev. | S1 | NC | NL/TAM | |
A. placomyces Peck | S1/A2 | NC | NL*/TAM | |
Battarrea phalloides (Dicks.) Pers. | S1 | NC | NL | |
Battarreoides diguetii (Pat. & Har.) R. Heim & T. Herrera | S1 | NC | NL | |
Chlorophyllum molybdites (G. Mey.) Massee | S1 | NC | NL/NL | |
Coprinus comatus (O. F. Müll.) Pers. | S1 | NC | NL/TAM | |
Disciseda bovista (Klotzsch) Henn. | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
Lepiota besseyi H. V. Sm. & N. S. Weber | S1 | NC | TAM | |
L. cristata (Bolton) P. Kumm. | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
L. erythrosticta (Berk. & Broome) Sacc. | S1 | NC | NL/TAM | |
Leucoagaricus rubrotinctus (Peck) Singer | S1 | NC | NL*/TAM | |
Leucocoprinus birnbaumii (Corda) Singer | S3 | NC | NL/TAM | |
Leucocoprinus cepistipes var. pseudofarinosus Raithelh. | S1 | T | NL/TAM | |
L. ianthinus (Sacc.) P. Mohr | S1 | T | NL/TAM | |
L. sulphurellus Pegler | S1 | T | TAM | |
Montagnea arenaria (DC.) Zeller | S1 | NC | NL/TAM | |
Phellorinia herculeana (Pers.) Kreisel | S1 | NC | NL | |
Podaxis pistillaris (L.) Fr. | S1 | NC | NL/TAM | |
Tulostoma albicans V. S. White | S1 | NC | NL | |
Amanitaceae | ||||
Amanita caesarea (Scop.) Pers. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
A. flavorubens (Berk. & Mont.) Sacc. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
A. fulva Fr. | M/A2 | T | NL/TAM | |
A. jacksonii Pomerl. | M/A2 | C | NL*/TAM | |
A. pantherina (DC.) Krombh. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
A. rubescens Pers. | M/A2 | T | NL/TAM | |
A. vaginata (Bull.) Lam. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
A. amerivirosa Tulloss, L. V. Kudzma & M. Tulloss | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Limacella alachuana (Murrill) Pegler | M | NC | NL*/TAM | |
Zhuliangomyces illinitus (Fr.) Redhead | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Bolbitiaceae | ||||
Bolbitius mexicanus (Murrill) Murrill | S1 | NC | TAM | |
Conocybe apala (Fr.) Arnolds | S1 | NC | NL*/TAM | |
C. deliquescens Hauskn. & Krisai | S1 | NC | NL/TAM | |
Cortinariaceae | ||||
Cortinarius iodes Berk. & M. A. Curtis | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Cyphellaceae | ||||
Chondrostereum purpureum (Pers.) Pouzar | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Entolomataceae | ||||
Clitopilus azalearum (Murrill) Noordel. & Co-David | S1 | NC | TAM | |
Entoloma permutatum E. Horak | S1 | NC | TAM | |
E. pseudopapillatum (Pegler) Courtec. & Fiard | S1 | NC | TAM | |
Galeropsidaceae | ||||
Panaeolus antillarum (Fr.) Dennis | S2 | NC | NL/TAM | |
P. cyanescens Sacc. | S2 | NC | NL*/TAM | |
Panaeolina foenisecii (Pers.) Maire | S2 | NC | NL* | |
Hygrophoraceae | ||||
Hygrocybe erinacea (Pat.) Singer | S1/A2 | T | NL/TAM | |
Hygrophorus buccinulus (Speg.) Dennis | S1 | NC | NL/TAM | |
Lycoperdaceae | ||||
Calvatia cyathiformis (Bosc) Morgan | S1 | C | NL/TAM | |
Lyophyllaceae | ||||
Calocybe cyanea Singer ex Redhead & Singer | S1/A2 | T | NL*/TAM | |
Marasmiaceae | ||||
Crinipellis eggersii Pat. | S3 | NC | NL*/TAM | |
C. septotricha Singer | S3 | NC | NL/TAM | |
Tetrapyrgos nigripes (Fr.) E. Horak | S3 | NC | NL*/TAM | |
Mycenaceae | ||||
Mycena pura (Pers.) P. Kumm. | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
Panellus pusillus (Pers. ex Lév.) Burds. & O. K. Mill. | S3/A2 | T | NL*/TAM | |
Trogia cantharelloides (Mont.) Pat. | S1/A2 | T | TAM | |
T. icterina (Singer) Corner | S1/A2 | T | NL* | |
Omphalotaceae | ||||
Clitocybula familia (Peck) Singer | S1 | T | NL*/TAM | |
Collybiopsis confluens (Pers.) R. H. Petersen | S1/A2 | T | NL/TAM | |
Gymnopus dryophilus (Bull.) Murrill | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
Omphalotus subilludens (Murrill) H. E. Bigelow | S3/A2 | T | NL*/TAM | |
Paxillaceae | ||||
Neopaxillus dominicanus Angelini & Vizzini | S1 | NC | NL | |
Physalacriaceae | ||||
Dactylosporina steffenii (Rick) Dörfelt | S2 | NC | NL/TAM | |
Desarmillaria tabescens (Scop.) R. A. Koch & Aime | P/A2 | T | NL/TAM | |
Hymenopellis radicata (Relhan) R. H. Petersen | S1 | T | NL/TAM | |
Xerula pudens (Pers.) Singer | S3/A2 | T | NL*/TAM | |
Pleurotaceae | ||||
Hohenbuehelia petaloides (Bull.) Schulzer | S1/A2 | T | NL/TAM | |
H. atrocaerulea (Fr.) Singer | S1/A2 | T | TAM | |
Lepista nuda (Bull.) Cooke | S1/A2 | C | NL*/TAM | |
Pleurotus djamor (Rumph. ex Fr.) Boedijn | S3 | C | NL/TAM | |
Resupinatus applicatus (Batsch) Gray | S3 | NC | NL*/TAM | |
Pluteaceae | ||||
Volvariella hypopithys (Fr.) Shaffer | S3 | C | NL*/TAM | |
V. villosovolva (Lloyd) Singer | S3 | NC | NL*/TAM | |
Psathyrellaceae | ||||
Parasola plicatilis (Curtis) Redhead, Vilgalys & Hopple | S1 | NC | NL/TAM | |
Candolleomyces candolleanus (Fr.) D. Wächt. & A. Melzer | S1 | NC | NL/TAM | |
Schizophyllaceae | ||||
Schizophyllum commune Fr. | S3/A2 | C | NL/TAM | |
S. umbrinum Berk. | S3/A2 | NC | NL* | |
Strophariaceae | ||||
Deconica coprophila (Bull.) P. Karst. | S2 | NC | NL/TAM | |
Tricholomataceae | ||||
Leucopaxillus albissimus (Peck) Singer | M/A2 | T | NL*/TAM | |
L. gracillimus Singer & A. H. Sm. | M | T | NL*/TAM | |
Auriculariales | ||||
Auriculariaceae | ||||
Auricularia mesenterica (Dicks.) Pers. | S3/A2 | C | NL/TAM | |
A. nigricans (Sw.) Birkebak, Looney & Sánchez-García | S3/A2 | C | NL/TAM | |
Elmerina berkeleyi (Sacc. & Cub.) Petch | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Boletales | ||||
Boletaceae | ||||
Aureoboletus auriporus (Peck) Pouzar | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Austroboletus gracilis (Peck) Wolfe | M/A2 | NC | NL/TAM | |
A. neotropicalis Singer, J. García & L. D. Gómez | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Boletus luridellus (Murrill) Murrill | M/A2 | NC | TAM | |
B. miniato-olivaceus Frost | M/A2 | NC | NL/TAM | |
B. subvelutipes Peck | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Boletellus coccineus (Sacc.) Singer | M/A2 | C | NL/TAM | |
Caloboletus inedulis (Murrill) Vizzini | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Cyanoboletus pulverulentus (Opat.) Gelardi, Vizzini & Simonini | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Exsudoporus floridanus (Singer) Vizzini, Simonini & Gelardi | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Hortiboletus rubellus (Krombh.) Simonini, Vizzini & Gelardi | M/A2 | C | NL/TAM | |
Phylloboletellus chloephorus Singer | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Porphyrellus cyaneotinctus (A. H. Sm. & Thiers) Singer | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Suillellus luridus (Schaeff.) Murrill | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Strobilomyces confusus Singer | M/A2 | NC | NL/TAM | |
S. strobilaceus (Scop.) Berk. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Tylopilus ferrugineus (Kuntze) Singer | M/A2 | NC | NL/TAM | |
T. griseocarneus Wolfe & Halling | M/A2 | NC | TAM | |
T. plumbeoviolaceus (Snell & E. A. Dick) Snell & E. A. Dick | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Xerocomellus intermedius (A. H. Sm. & Thiers) Svetash., Simonini & Vizzini | M/A2 | NC | NL*/TAM | |
Xerocomus truncatus Singer, Snell & E. A. Dick | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Boletinellaceae | ||||
Boletinellus rompelii (Pat. & Rick) Watling | M | NC | NL/TAM | |
Phlebopus portentosus (Berk. & Broome) Boedijn | M | NC | NL*/TAM | |
Diplocystidiaceae | ||||
Astraeus hygrometricus (Pers.) Morgan | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Gyroporaceae | ||||
Gyroporus castaneus (Bull.) Quél. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
G. subalbellus Murrill | M/A2 | NC | NL*/TAM | |
Sclerodermataceae | ||||
Pisolithus tinctorius (Mont.) E. Fisch. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Scleroderma areolatum Ehrenb. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
S. cepa Pers. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
S. verrucosum (Bull.) Pers. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
Cantharellales | ||||
Hydnaceae | ||||
Cantharellus cibarius Fr. | M/A2 | C | NL/TAM | |
C. lateritius (Berk.) Singer | M/A2 | C | NL/TAM | |
Craterellus cornucopioides (L.) Pers. | M/A2 | C | NL/TAM | |
Hydnum repandum L. | M/A2 | C | NL/TAM | |
Geastrales | ||||
Geastraceae | ||||
Geastrum minimum Schwein. | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
G. quadrifidum Pers. | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
G. saccatum Fr. | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
G. triplex Jungh. | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
Myriostoma coliforme (Dicks.) Corda | S1/A2 | NC | NL | |
Sphaerobolus stellatus Tode | S2 | NC | NL/TAM | |
Gloeophyllales | ||||
Gloeophyllaceae | ||||
Gloeophyllum striatum (Fr.) Murrill | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Hymenochaetales | ||||
Hymenochaetaceae | ||||
Coltricia perennis (L.) Murrill | M | T | NL/TAM | |
Fuscoporia licnoides (Mont.) Oliveira-Filho & Gibertoni | P/A2 | NC | TAM | |
Fomitiporia robusta (P. Karst.) Fiasson & Niemelä | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Inonotus calcitratus (Berk. & M. A. Curtis) Gomes-Silva & Gibertoni | P | NC | NL/TAM | |
I. hispidus (Bull.) P. Karst. | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Phellinus badius (Cooke) G. Cunn. | P | NC | NL/TAM | |
P. fastuosus (Lév.) S. Ahmad | P | NC | NL/TAM | |
P. gilvus (Schwein.) Pat. | P | NC | NL/TAM | |
P. robiniae (Murrill) A. Ames | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Phylloporia fruticum (Berk. & M. A. Curtis) Ryvarden | P/A2 | NC | NL/TAM | |
P. spathulata (Hook.) Ryvarden | M | NC | TAM | |
Tropicoporus linteus (Berk. & M. A. Curtis) L. W. Zhou & Y. C. Dai | P | NC | NL/TAM | |
Nigrofomitaceae | ||||
Nigrofomes melanoporus (Mont.) Murrill | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Phallales | ||||
Phallaceae | ||||
Clathrus crispus Turpin | S1 | NC | NL/TAM | |
Lysurus periphragmoides (Klotzsch ex Hook.) Dring | S1 | NC | NL/TAM | |
Phallus indusiatus Vent. | S1 | NC | TAM | |
P. ravenelii Berk. & M. A. Curtis | S1/A2 | NC | NL/TAM | |
Polyporales | ||||
Cerrenaceae | ||||
Cerrena hydnoides (Sw.) Zmitr. | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Fomitopsidaceae | ||||
Daedalea quercina (L.) Pers. | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Phaeodaedalea incerta (Curr.) Ţura, Zmitr., Wasser & Spirin | P/A2 | NC | TAM | |
Rhodofomes roseus (Alb. & Schwein.) Kotl. & Pouzar | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Ganodermataceae | ||||
Cristataspora coffeata (Berk.) Robledo, Costa-Rezende & de Madrignac Bonzi | S1 | NC | NL/TAM | |
Incrustoporiaceae | ||||
Tyromyces lacteus (Fr.) Murrill | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Irpicaceae | ||||
Byssomerulius incarnatus (Schwein.) Gilb. | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Meripilaceae | ||||
Rigidoporus ulmarius (Sowerby) Imazeki | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Panaceae | ||||
Cymatoderma caperatum (Berk. & Mont.) D. A. Reid | S3/A2 | NC | NL*/TAM | |
Panus conchatus (Bull.) Fr. | S3/A2 | T | NL/TAM | |
Phanerochaetaceae | ||||
Phlebiopsis crassa (Lév.) Floudas & Hibbett | P | NC | NL/TAM | |
Podoscyphaceae | ||||
Abortiporus biennis (Bull.) Singer | P | NC | NL*/TAM | |
Polyporaceae | ||||
Diacanthodes novoguineensis (Henn.) O. Fidalgo | P | NC | NL7TAM | |
Daedaleopsis confragosa (Bolton) J. Schröt. | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Fabisporus sanguineus (L.) Zmitr. | S3 | NC | NL/TAM | |
Favolus tenuiculus P. Beauv. | S3/A2 | NC | NL*/TAM | |
Funalia floccosa (Jungh.) Zmitr. & Malysheva | P/A2 | NC | NL/TAM | |
Ganoderma applanatum (Pers.) Pat. | P/A2 | NC | NL/TAM | |
G. curtisii (Berk.) Murrill | P | NC | NL/TAM | |
G. lobatum (Cooke) G. F. Atk. | P | NC | NL/TAM | |
G. resinaceum Boud. | P | NC | NL*/TAM | |
Hexagonia cucullata (Mont.) Murrill | S3/A2 | T | NL/TAM | |
Lentinus arcularius (Batsch) Zmitr. | S3 | NC | NL/TAM | |
L. badius (Berk.) Berk. | S3 | T | NL/TAM | |
L. crinitus (L.) Fr. | S3/A2 | T | NL/TAM | |
L. levis (Berk. & M. A. Curtis) Murrill | S3/A2 | C | NL/TAM | |
L. tigrinus (Bull.) Fr. | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
L. tricholoma Berk. & Cooke | S3 | NC | NL/TAM | |
Trametes elegans (Spreng.) Fr. | P/A2 | NC | NL/TAM | |
T. maxima (Mont.) A. David & Rajchenb. | P | NC | NL/TAM | |
T. variegata (Berk.) Zmitr., Wasser & Ezhov | S3 | NC | NL/TAM | |
T. villosa (Sw.) Kreisel | S3 | NC | NL/TAM | |
Truncospora livida (Kalchbr.) Zmitr. | P/A2 | NC | NL*/TAM | |
Russulales | ||||
Albatrellaceae | ||||
Albatrellus pilosus (Petch) Ryvarden | M/A2 | NC | NL*/TAM | |
Peniophoraceae | ||||
Peniophora albobadia (Schwein.) Boidin | P | NC | NL/TAM | |
Russulaceae | ||||
Lactarius subpalustris Hesler & A. H. Sm. | M/A2 | NC | NL/TAM | |
L. fuliginellus A. H. Sm. & Hesler | M/A2 | NC | TAM | |
L. indigo (Schwein.) Fr. | M/A2 | C | NL/TAM | |
L. romagnesii Bon | M/A2 | NC | NL/TAM | |
L. strigosipes Montoya & Bandala | M/A2 | NC | NL/TAM | |
L. volemus (Fr.) Fr. | M/A2 | C | NL/TAM | |
Russula cyanoxantha (Schaeff.) Fr. | M/A2 | C | NL/TAM | |
Stereaceae | ||||
Stereum ostrea (Blume & T. Nees) Fr. | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Sebacinales | ||||
Sebacinaceae | ||||
Helvellosebacina concrescens (Schwein.) Oberw., Garnica & K. Riess | S3 | NC | TAM | |
Sebacina schweinitzii (Peck) Oberw. | S3 | NC | NL/TAM | |
Thelephorales | ||||
Thelephoraceae | ||||
Thelephora palmata (Scop.) Fr. | M | NC | NL/TAM | |
Dacrymycetes | ||||
Dacrymycetales | ||||
Dacrymycetaceae | ||||
Dacryopinax spathularia (Schwein.) G. W. Martin | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Tremellomycetes | ||||
Tremellales | ||||
Tremellaceae | ||||
Tremella lutescens Lloyd | S3/A2 | NC | NL/TAM | |
Protozoa | ||||
Myxogastrea | ||||
Cribrariida | ||||
Cribrariidae | ||||
Cribraria violacea Rex | F/A2 | NC | NL/TAM | |
Liceida | ||||
Reticulariidae | ||||
Lycogala epidendrum (J. C. Buxb. ex L.) Fr. | F/A2 | NC | NL/TAM | |
Trichiida | ||||
Trichidae | ||||
Arcyria denudata (L.) Wettst. | F | NC | NL/TAM | |
Hemitrichia calyculata (Speg.) M. L. Farr | F/A2 | NC | NL/TAM | |
Physarida | ||||
Physarridae | ||||
Fuligo intermedia T. Macbr. | F/A2 | NC | NL/TAM | |
F. septica (L.) F. H. Wigg. | F | NC | NL/TAM | |
Physarum pusillum (Berk. & M. A. Curtis) G. Lister | F | NC | NL/TAM | |
Stemonitales | ||||
Stemonitaceae | ||||
Stemonitis fusca Roth | F/A2 | NC | NL/TAM |
S1 = Saprobio en suelo; S2 = Fimícola; S3 = Saprobio en madera; M = Micorrícico; P = Parásito; F = Fagotrófico; T = Tóxico; C = Comestible; NC = No comestible; NL = Nuevo León; TAM = Tamaulipas; NL/TAM = Ambos estados; A2 = Especies que crecen en altitudes de 500-700 m, el resto de las especies crecen en altitudes de 100-500 m. * Nuevos reportes para la región.
Los basidiomicetos fueron los más diversos, con 187 especies de 125 géneros y 50 familias. Le siguieron los ascomicetos con 23 especies, 13 géneros y siete familias; y los mixomicetos (antes considerados como hongos) estuvieron representados por cinco familias, siete géneros y ocho especies. Las familias Boletaceae, Agaricaceae, Polyporaceae e Hymenochaetaceae presentaron 14, 13, 10 y ocho géneros, respectivamente, y el resto menos de 10. Las familias con mayor riqueza fueron: Agaricaceae con 24, Boletaceae con 21, Polyporaceae con 21, Xylariaceae 14, Hymenochaetaceae 12, Amanitaceae 10, el resto con menos de 10. De los géneros, Xylaria Hill ex Schrank tuvo 14 taxones, Amanita Dill. ex Boehm. 10, Lactarius Pers. y Lentinus Fr. seis, Ganoderma P. Karst., Phellinus Quél. y Geastrum Pers. cuatro, Boletus Tourn. tres, y el resto menos de tres.
Hábito, comestibilidad, y distribución geográfica y altitudinal de las especies
Se registraron 62 especies (28.44 %) micorrícicas, 117 saprobias (53.66 %), 31 parásitas (14.22 %) y ocho fimícolas (3.66 %). Asimismo, se reconocieron 175 especies no comestibles (80.27 %), 18 comestibles (8.25 %) y 25 tóxicas (11.46 %).
Por otro lado, sobre su distribución se observó que 107 taxones (49.08 %) fueron comunes en los estados del Noreste, 71 especies (32.56 %) se localizaron solo en Tamaulipas y 43 (19.72 %) únicamente en Nuevo León. Además, sobre su distribución altitudinal, 94 especies (43.11 %) crecen en intervalos de 100 a 500 m y 124 (56.88 %) entre 500 y 700 msnm.
Principales probables hospederos de los hongos
Se identificaron 41 hospederos probables para las especies de hongos, 33 en altitudes de 100 a 500 m, 18 en intervalos de 500 a 700 m y 10 en todo el espectro altitudinal; es decir, de 100 a 700 m.
Las principales especies de plantas hospederas de los hongos parásitos fueron: Vachellia farnesiana (L.) Wight & Arn., Bumelia celastrina Kunth, Cordia boissieri A. DC., Ebenopsis ebano (Berland.) Barneby & J. W. Grimes, Ehretia anacua (Terán & Berland.) I. M. Johnst., Cylindropuntia leptocaulis (DC.) F. M. Knuth y Parkinsonia aculeata L.
En cuanto a los hongos micorrícicos, es probable que algunas especies se asocien con Quercus virginiana Mill., Q. canbyi Trel. o con Carya illinoinensis (Wangenh.) K. Koch.
Discusión
En México, son pocos los estudios sobre especies de macrohongos que se han publicado de Matorral Espinoso. El presente estudio es el primero que intenta mostrar la gran diversidad de especies de macromicetos que habitan en los matorrales del norte de México. Uno de ellos es el realizado en la zona Noroeste del país en los estados de Sonora y Chihuahua donde se registraron algunas especies de macromicetos gasteroides (macromicetos con cuerpos fructíferos con formas intermedias de epigeos a hipogeos); por ejemplo, que crecen asociados a la vegetación nativa (Esqueda et al., 2006, 2012; Moreno et al., 2007, 2010).
En el presente estudio se consignan por primera ocasión 218 especies de macrohongos asociados a los matorrales del Noreste de México. De ellos, 34 taxa son nuevos registros para el Noreste de México. Algunos de los taxones concuerdan con los citados de bosques templados al pie de la montaña por Garza et al. (2019). Asimismo, algunas de las especies aquí estudiadas fueron señaladas por su comestibilidad o hábito de crecimiento por diversos autores (Castillo y Guzmán, 1970; García et al., 1986; García, 1993; Garza-Ocañas, 1993).
Con respecto al potencial medicinal de algunas de las especies estudiadas (Ganoderma spp.) existe coincidencia con las citadas por González et al. (2009). Hortiboletus rubellus (Krombh.) Simonini, Vizzini & Gelardi, Pisolithus tinctorius (Mont.) E. Fisch. y Scleroderma cepa Pers. taxones documentados en el presente estudio, tienen potencial forestal para inocular encinos en vivero y posteriormente plantarlos en áreas urbanas, ya que rápidamente forman abundantes micorrizas; lo anterior concuerda con lo descrito por Garza et al. (2022) para Boletus luridellus (Murrill) Murrill. En esta investigación se consideran algunas plantas que pudiesen formar ectomicorrizas con especies de hongos, pero no existen registros previos de tales asociaciones. Por lo anterior, se requiere llevar a cabo la síntesis de micorrizas en condiciones controladas para verificarlo como parte de otra investigación más precisa al respecto. Phlebopus brasiliensis Singer es uno de los hongos que posiblemente forme micorrizas con plantas como Cordia boissieri.
Dada la diversidad de plantas con las que se asocian las especies de hongos parásitos o las posibles micorrícicas se decidió incluir solo a las principales. Cabe mencionar que la diversidad de macromicetos es alta en esta región y se pretende publicar en varios artículos científicos. Lo anterior debido a la gran extensión que ocupan los matorrales, los pocos micólogos en la región y la incertidumbre de la ocurrencia de lluvias en la región debido al cambio climático.
Otros estudios de diversidad de especies de macrohongos de distintas regiones y tipos de vegetación del país destacan su importancia ecológica y funcional, así como su comestibilidad, propiedades medicinales o potencial biotecnológico (Quiñónez et al., 2008; Pérez-López et al., 2015).
El cambio de uso de suelo conlleva disturbios y fragmentación del hábitat del matorral, esto se refiere como uno de los principales problemas que afronta la diversidad de macrohongos en el Noreste de México (Alanís, 2006; Pando et al. 2014). Esqueda-Valle et al. (1995) y Esqueda et al. (2006, 2012) refieren algunas especies de hongos gasteroides de matorrales espinosos en el Noroeste de México; destacan los géneros: Battarrea Pers., Cyathus Haller, Chlorophyllum Massee, Disciseda Czern., Montagnea Fr., Podaxis Desv., Phellorinia Berk., Tulostoma Pers.; los cuales coinciden con los del presente estudio. Algunas de las especies gasteroides que registran Moreno et al. (2010) y Esqueda et al. (2012) también crecen en zonas áridas del Noreste de México, donde hay matorrales.
Conclusiones
Los resultados demuestran una gran diversidad de macrohongos en los matorrales sensu lato del Noreste de México; sin embargo, aunque existen muchas más especies que han sido estudiadas, aquí solo se listan algunas. Igualmente, existen más especies por estudiar que están asociadas a este ecosistema, por lo que se requieren más investigaciones que en el futuro se incluyan las áreas de regeneración posagricultura y posganadería para generar mayor información acerca de las especies pioneras en este tipo de vegetación.