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Introducción
El tomate (Solanum lycopersicum L.) es una hortaliza con gran aportación nutricional en la dieta humana. México es uno de los principales productores de esta hortaliza, con una producción de 3 636 927 t (SIAP, 2024; Tamburino et al., 2020). Sin embargo, la producción se ve limitada por el cambio climático (Mutale-joan et al., 2020), lo que ha permitido la aparición de plagas y enfermedades que limitan el rendimiento y la eventual pérdida de la producción (Liu y Wang, 2020).
El psílido del tomate Bactericera cockerelli Sulc. (Hemiptera: Triozidae) es una de las plagas de mayor importancia económica y más destructivas en solanáceas (Tang et al., 2020). B. cockerelli es nativa de norteamérica, se distribuye desde Canadá, Estados Unidos de América y México, pero también se encuentra en varios países de Centroamérica y cuenta con reportes en Nueva Zelanda y Australia (Walker et al., 2015; Olaniyan et al., 2020).
B. cockerelli se encuentra establecida y distribuida en las principales zonas agrícolas de México, excepto en los estados de Colima, Yucatán, Campeche, Tabasco, Quintana Roo y Guerrero (Cadena, 1993; Vega et al., 2008; Swisher et al., 2013; Cerna et al., 2021). B. cockerelli es el responsable de la disminución de la producción de tomate en un 60% (Rivera-Martínez et al., 2018); ya que, a través de su alimentación inyecta toxinas que causan amarillamiento de las hojas, entrenudos cortos y engrosados, retraso del crecimiento de las plantas y reducción en el tamaño del fruto.
Altas poblaciones de B. cockerelli secretan azúcares en las heces, donde se presenta el desarrollo de fumagina. Además, es el principal transmisor de Candidatus Liberibacter solanacearum y otros fitoplasmas (Prager et al., 2018; Swisher et al., 2018; Sumner et al., 2020; Gutiérrez-Ramírez et al., 2021). La principal estrategia de control del insecto se basa en el uso de insecticidas químicos, lo que ha llevado a la necesidad de realizar hasta 30 aplicaciones en el cultivo de papa para el manejo de esta plaga (Cerna et al., 2012; Tucuch-Haas et al., 2020).
Esta práctica ha generado resistencia en poblaciones de B. cockerelli, la eliminación de enemigos naturales y fitotoxicidad (Cerna et al., 2015; Kolomiiets et al., 2019), así como pérdidas económicas por el manejo del insecto y las enfermedades que provoca en la planta (Gudmestad y Secor, 2007; Greenway y Rondon, 2018). Una alternativa biorracional a esta problemática es el uso de extractos botánicos con propiedades insecticidas, estos son más seguros y tienen un espectro de actividad más amplio en comparación con los pesticidas sintéticos (Barrios-Díaz et al., 2016; Venkatesh y Arivudainambi, 2024).
El género Crotalaria cuenta con alrededor de 600 especies distribuidas en las regiones tropicales y subtropicales del mundo. Las especies de este género contienen alcaloides, saponinas, flavonoides y alcaloides pirrolizidínicos a los que se les atribuye alguna actividad biológica (Morton, 1994; Thoden et al., 2009; Miranda-Granados et al., 2018). En este género se han identificado un elevado contenido de alcaloides pirrolizidínicos, como la monocrotalina, que es un compuesto que inhibe las proteasas de los herbívoros generalistas asociados con cultivos agrícolas (Rech et al., 2022). Estos alcaloides pirrolizidínicos han presentado diversas actividades biológicas en nematodos como nematicidas, ovicidas o repelentes (Thoden et al., 2009).
En años recientes se ha documentado el efecto insecticida del extracto metanólico crudo de C. longirostrata en ninfas de B. cockerelli (López-López et al., 2022), así como del extracto acetónico de C. paniculata que presenta una potente actividad insecticida (60–73.33% de mortalidad) y actividad antialimentaria contra Spodoptera litura, donde se atribuye el efecto insecticida a la presencia de flavonoides (Venkatesh y Arivudainambi, 2024). La especie C. retusa tiene efecto insecticida en Callosobruchus maculatus con mortalidades de 54% y reducción de la emergencia de adultos hasta de 62% (Obembe y Kayode, 2013). El extracto en diclorometano de semillas de C. pallida, presenta actividad insecticida sobre pupas y larvas de Drosophila melanogaster asociado al contenido de usaramina (Peñaloza y Peláez, 2014).
El objetivo del presente trabajo fue evaluar el efecto insecticida del extracto metanólico de C. longirostrata y la fracción del alcaloide pirrolizidínico (1β, 2β-Epoxy-1α-methoxymethyl-8α-pyrrolizidina) suministrados en dietas líquidas a B. corekerelli.
Materiales y métodos
Colonia de B. cockerelli
Los insectos se recolectaron en la Universidad Autónoma Aguascalientes (UAA) en marzo de 2024, en Jesús María, Aguascalientes. El mantenimiento, desarrollo e incremento de la colonia de insectos se llevó a cabo en jaulas entomológicas con plantas de tomate variedad Río Grande, con un fotoperiodo de 14:10 h (luz/oscuridad) y 25 ±1 °C (Roque-Enríquez et al., 2021).
Recolección y elaboración del extracto de C. longirostrata
La recolección de C. longirostrata se realizó en julio de 2023 en Chiapa de Corzo, Chiapas, México, según lo descrito por Miranda-Granados et al. (2018), donde se recolectaron tallos con hojas, de las cuales, se seleccionaron únicamente las hojas para dejarlas secar a la sombra durante siete días. Las hojas deshidratadas se pulverizaron en una licuadora de laboratorio (Waring Commercial, modelo 7011s) y el polvo obtenido se macero en metanol al 96% a una proporción de 0.2 g de materia seca ml de solvente durante 30 días. Pasados los 30 días, el macerado se filtró al vacío con papel Whatman N° 1 y se almacenó a 4 °C hasta su uso (López-López et al., 2022).
Cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas (GC-MS)
La determinación de los metabolitos en el extracto metanólico, fue realizada por el laboratorio de Biogeoquímica (UBIPRO) de la Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM), Facultad de Estudios Superiores Iztacala (FES), México, donde los metabolitos presentes en el extracto se identificaron en un cromatógrafo de gases modelo 6850 (Agilent Technologies, USA) empleando una columna HP-5MS (Agilent) (30 mm, Ø= 25 mm) con película de 0.25 μm. El horno se programó a 150 °C por 2 min, en seguida, se incrementó 10 °C min hasta 300 °C por 4 min. En la fase móvil se utilizó Helio con un flujo de 1 ml min-1. El detector de espectrometría de masas 5975C (Agilent Technologies, USA) se acondicionó a un barrido completo a un rango de masas de 35 a 400 m z-1, con una ionización de 70 eV, a 230 °C como temperatura de la fuente de ionización y 150 °C en la temperatura del cuadrupolo. La identificación de los compuestos se realizó con la base de datos del Instituto Nacional de Estándares y Tecnología (NIST) versión 08 MS.
Fraccionado de alcaloide
El extracto metanólico se deshidrató en un horno de secado a 50 °C hasta que mantuvo un peso estable. La oleorresina obtenida se colocó en una columna de vidrio de borosilicato de (Ø= 30 mm; 60 cm de longitud) en alícuotas de 30 g adicionada con 20 g de sílica gruesa de poro 60-200 (Davisil® grado 22, Sigma-Aldrich) para formar la cabeza de la columna, se añadieron 200 ml de eluente diclorometano:metanol (4:6) y a estas fracciones se les realizaron las pruebas de Dragendorff, Wagner y Mayer (Hernández et al., 2017) para corroborar la presencia de alcaloides. La determinación del alcaloide pirrolizidínico en el fraccionado se corroboró con la metodología GC-MS antes mencionada.
Densidad relativa del extracto
La densidad relativa del extracto metanólico se realizó según lo descrito por López-López et al. (2022) con un picnómetro Gay-Lussac (Glascco). La densidad relativa del extracto fue calculada con la fórmula 1:
1). Donde: m= masa del picnómetro vacío (g); m1= masa del picnómetro con la muestra (g); m2= masa del picnómetro con agua (g); y d24t= es la densidad del agua a 24 °C (0.997299 g cm-3). La densidad relativa se expresó en mg ml-1.
Bioensayos de alimentación
Los bioensayos de alimentación se realizaron en el Laboratorio de Toxicología, del Departamento de Parasitología de la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro, México. La dieta líquida estuvo compuesta por sacarosa al 15% y buffer de fosfato [1x] (Oh y Tamborindeguy, 2023), suplementada con 5, 10, 15, 20, 30, 40 y 50 mg ml-1 del extracto de C. longirostrata, preparando las mismas concentraciones para la fracción del alcaloide pirrolizidínico (López-López et al., 2022), se incluyó un control solo con la dieta líquida.
Para el bioensayo se tomaron hembras adultas recién eclosionadas de las colonias establecidas y se colocaron en cámaras de plástico (altura= 5 cm, Ø= 3 cm) que facilitaran su alimentación. Las cámaras fueron cubiertas con una lámina de parafilm en la cuales se colocaron 60 ml de la dieta líquida descrita anteriormente, esta fue reemplazada según fuese requerido. Los bioensayos de alimentación se realizaron por triplicado con 22-25 individuos por repetición por tratamiento, donde la mortandad del insecto se contabilizó cada 24 h.
Análisis de datos
La mortalidad se corrigió con la fórmula de Henderson y Tilton (1955). El análisis Probit se efectuó con la mortalidad corregida para curva de concentración-mortalidad (CL50). Los datos de mortalidad se analizaron con un análisis de varianza (Anova) y la comparación de medias mediante Tukey (p= 0.05), bajo un diseño completamente al azar, mediante el programa estadístico SAS versión 9.0.
Resultados y discusión
La detección de alcaloides en el fraccionado resultó positivo a las pruebas de Dragendorff, Wagner y Mayer. La cromatografía de gases indicó que el extracto contenía nueve compuestos principales: 1β,2β-Epoxy-1α-methoxymethyl-8α-pyrrolizidine; 11-Tridecen-1-ol; Phenol, 4-(1-phenylethyl); Phenol, 2,4-bis(1-phenylethyl); Hexadecanoic acid methyl ester; n-Hexadecanoic acid; 9,12,15-Octadecatrienoic acid, methyl ester (Z,Z,Z); 9,12,15-Octadecatrienoic acid, (Z,Z,Z) y Hexanedioic acid, bis (2-ethylhexyl) ester. Estos nueve compuestos representan el 65.91% de la composición del extracto; mientras que el alcaloide pirrolizidínico 1β,2β-Epoxy-1α-methoxymethyl-8α-pirrolizidina fue el más abundante con 10%.
La detección del alcaloide pirrolizidínico en el extracto y en la fracción presentaron un tiempo de retención de 4 793 min en el CG-MS. Los resultados del bioensayo de alimentación con dietas líquidas mostraron que después de cuatro días de que los psílidos se alimentaran en la dieta suplementada con el extracto de C. longirostrata, la mortalidad fue significativa (p< 0.0001) en la concentración de 50 mg ml-1 con una mortandad del 78.16% (Cuadro 1) y para el bioensayo con la fracción del alcaloide pirrolizidínico, se obtuvieron mortalidades superiores a 80% en la aplicación de 10-50 mg ml-1.
Cuadro 1 Mortalidad de B. cockerelli en bioensayos de alimentación.
| Concentración (mg ml-1) | Mortandad ± desviación estándar | |
|---|---|---|
| Extracto | Pirrolizidina | |
| 50 | 78.16 ±7.89 a | 91.85 ±7.69 a |
| 40 | 70.9 ±4.07 a | 90.1 ±8.89 a |
| 30 | 73.54 ±5.5 a | 88.38 ±6.72 a |
| 20 | 73.15 ±7.82 a | 87.58 ±11.98 a |
| 15 | 69.85 ±4.17 a | 84.95 ±6.42 a |
| 10 | 58.02 ±11.21 ab | 80.95 ±8.05 a |
| 5 | 42.17 ±11.33 bc | 68.8 ±26.17 a |
| 0 | 29.52 ±2.16 c | 19.89 ±8.73 b |
| p -valor | <0.0001 | |
Medias seguidas de la misma letra en cada columna no muestran diferencia estadística (Tukey, p> 0.05).
Las concentraciones letales medias (CL50) obtenidas en las evaluaciones de la dieta líquida tanto para el extracto metanólico como para el fraccionado fueron de 3.8 y 1.14 mg ml-1 respectivamente, presentando mayor toxicidad en los insectos que se alimentaron de la dieta líquida suplementada con la fracción del alcaloide (Cuadro 2).
Cuadro 2 Estimación de la CL50 en B. cockerelli en los bioensayos de alimentación.
| Tratamiento | CL50 | Límites fiduciales | Ecuación de predicción | Coeficiente de correlación | |
|---|---|---|---|---|---|
| Inferior | Superior | ||||
| Extracto | 3.77 | 3.09 | 8.56 | y= -0.675x +0.87 | 0.649 |
| Fracción | 1.14 | 0.19 | 2.53 | y= -0.50x +0.87 | 0.674 |
En investigaciones recientes, se han detectado otros alcaloides pirrolizidínicos como son la trachelanthamidina y 1β,2β-epoxy-1α-metoximetil-8α-pirrolizidina como compuesto de mayor abundancia en extractos acuosos, etanólicos y metanólico en hoja de C. longirostrata (López-López et al., 2022; Hernández-Reyes et al., 2024). El alcaloide 1β,2β-epoxy-1α-metoximetil-8α-pirrolizidina se clasifica como un iminoazúcar, que son compuestos hidrofílicos de fácil administración oral, el cual actúan como un inhibidor de enzimas glucosidasas modificadoras de carbohidratos, en la absorción y asimilación en el tracto digestivo y como inhibidores en la síntesis de polisacáridos (glucosiltransferasas). Estos inhibidores interfieren en los procesos de hidrolisis de los enlaces glicosídicos en humanos e insectos, por lo que su potencial como insecticidas es alto (Ramesh, 2020).
Los resultados obtenidos con la dieta líquida suplementada con el extracto metanólico fueron inferiores a los obtenidos por López-López et al. (2022), quienes reportaron una mortalidad desde 24-100% a concentraciones de 2-30 mg ml-1 a las 72 h de haber aplicado el extracto de chipilín, mientras que la fracción demostró una toxicidad similar a la reportada por de López-López et al. (2022), estos mismos autores establecieron una CL50 en los bioensayos de inmersión de hoja de 4.78 mg ml-1, mientras que, en esta investigación para la suministración del extracto de crudo la CL50 obtenida fue de 3.77 mg ml-1 y para la fracción fue 1.14 mg m-1 (Cuadro 2).
El efecto biocida de los alcaloides pirrolizidínicos como la monocrotalina en diversas especies de nematodos ha sido efectivo 0.01-10 mg ml-1 concentraciones con una MIC50 de 0.4-5.8 mg ml-1 (Thoden et al., 2009). De acuerdo con evaluaciones de Hernández-Reyes et al. (2024) quienes determinaron las curvas de dosis-respuesta en pez cebra (Danio rerio), donde el extracto en agua de hojas de C. longirostrata mostró toxicidad con una CL50 de 2.41 μg ml-1, seguido del extracto de EtOH-agua con una CL50 de 2.49 μg ml-1 y el extracto de EtOH con una CL50 de 3.41 μg ml-1, mientras que la oleorresina presentó la menor toxicidad en la evaluación con una CL50 de 4.99 μg ml-1. Estos autores han atribuido el efecto tóxico a la presencia del alcaloide pirrolizidínico trachelanthamidina. Las concentraciones letales obtenidas para el extracto etanólico son similares a las observadas en esta investigación.
El efecto insecticida de los extractos y fraccionados de C. longirostrata se atribuye a la capacidad de los alcaloides pirrolizidínicos para interactuar con los microorganismos del tracto digestivo de los insectos, causando que el intestino del insecto se alcalinice, matando al insecto (Fürstenberg-Hägg et al., 2013; Tlak Gajger y Dar, 2021). También se asocian con la capacidad de los alcaloides pirrolizidínicos para inhibir la enzima trehalasa en el intestino delgado del insecto, la cual puede provocar una disminución en la generación de energía a través de la hidrólisis de la trehalosa y afectar los procesos biológicos de crecimiento, síntesis de quitina, metamorfosis y energía para el vuelo; por lo que los alcaloides pirrolizidínicos pueden ser una opción promisoria como insecticidas o larvicidas (Shukla et al., 2015).
Conclusiones
La aplicación del extracto metanólico de C. longorostrata y la fracción del alcaloide pirrolizidínico (1β,2β-epoxy-1α-metoximetil-8α-pirrolizidina) en las dietas líquidas fueron eficientes en la mortalidad de B. cockerelli con 78.1 y 91.85%. Donde la mayor toxicidad se registró con la aplicación del fraccionado (CL50 de 1.14 mg ml-1) del alcaloide pirrolizidínico a través de los bioensayos de alimentación.
