Introducción

El ajo (Allium sativum) es una planta de la familia Amaryllidaceae y es un cultivo de importancia económica, valorada por sus propiedades medicinales y culinarias. A nivel mundial, en el año 2023, el cultivo de A. sativum alcanzó una producción de 28.6 millones de toneladas y un rendimiento de 17 t ha^-1 (FAOSTAT, 2024). Esta planta produce metabolitos secundarios con efectos antioxidantes, antiinflamatorios e hipolipemiantes, los cuales contribuyen a la salud humana (^{Ansary et al., 2020}). México ocupa un lugar importante en la producción mundial de A. sativum con una superficie establecida de 7,123 h y un rendimiento medio de 12.6 t ha^-1 (SIAP, 2023). Nuevo León ocupa el quinto lugar en producción de ajo con 289 ha y un rendimiento de 11.9 t ha^-1, donde el municipio de Aramberri concentra la mayor producción, generando empleos y una captación económica significativa (SEDAGRO, 2023).

La producción de ajo presenta pérdidas en postcosecha debido a la pudrición de los bulbos (^{Sholberg y Conway, 2016}). Diversos hongos han sido reportados como agentes causales: Sclerotium cepivorum (^{Burba, 2003}), Alternaria embellisia (syn. Embellisia allii), Botrytis porri, Aspergillus niger (^{Dugan et al., 2007}; ^{Khatoon et al., 2017}), A. ochraceus, Fusarium oxysporum, F. proliferatum, Penicillium hirsutum (Dugan et al., 2007), P. allii (^{Valdez et al., 2009}), F. solani y Stemphylium vesicarium (^{Gálvez y Palmero, 2021}).

En México existe poca información sobre hongos que atacan a A. sativum en condiciones de almacén. No obstante, se han reportado algunos hongos asociados a bulbos obtenidos directamente de campo: Fusarium verticilloides, F. acuminatum, F. solani y F. oxysporum (Ochoa-Fuentes et al., 2012). En bulbos almacenados se han reportado las especies P. hirsutum, P. citrinum (^{Hernández-Anguiano et al. (2006}), A. embellisia (^{Delgado-Ortiz et al., 2019}) y a los taxas Ulocladium sp., Curvularia sp. y Verticillium sp. (^{Velásquez-Valle et al., 2017}). Estos reportes se han generado en los estados de Aguascalientes, Guanajuato, Coahuila y Zacatecas, respectivamente. Algunas patologías de A. sativum inician su proceso infectivo durante el desarrollo de las plantas en campo y progresan durante el periodo de almacenamiento; además, algunos patógenos pueden permanecer latentes y desarrollarse durante postcosecha (^{Chrétien et al., 2020}). Así, el control efectivo requiere un sistema de control integrado del cultivo donde la elección y uso de productos fitosanitarios eficientes pueden contribuir a disminuir la incidencia de las enfermedades postcosechas.

En el estado de Nuevo León, síntomas de pudrición de bulbos fueron observados bajo condiciones de almacén, en diferentes parcelas de La Ascensión, Aramberri. Esta patología se observó a partir del año 2017 y los síntomas y signos incluyeron cancro en bulbos, manchas en catáfilas, hifas negras y moho verde; sin embargo, no se conoce el o los agentes causales de estas infecciones en los bulbos en condiciones de almacén. Por lo

anterior, el objetivo de este trabajo fue identificar los hongos asociados al deterioro postcosecha de bulbos de A. sativum en Aramberri, Nuevo León, México y evaluar in vitro su sensibilidad a fungicidas. El conocimiento del agente causal y de la eficiencia de fungicidas contribuirán a la toma de decisiones para el control de enfermedades en fase postcosechas de A. sativum.

Materiales y Métodos

Muestreo y aislamiento de los hongos. En enero de 2022 se obtuvieron cinco muestras de bulbos de ajo infestados, de la Variedad “Don Fermín”, provenientes de cuatro almacenes de productores de La Ascensión, Aramberri, Nuevo León, México. Los bulbos recolectados presentaron evidencias de deterioro y necrosis. Las muestras fueron colocadas en bolsas de polietileno herméticas y se transportaron en neveras al Laboratorio Fitopatología de la Facultad de Agronomía de la Universidad Autónoma de Nuevo León para su procesamiento.

Cinco bulbos infectados se lavaron con agua destilada estéril (ADE) y se desinfestaron de forma individual con alcohol al 70 % e hipoclorito de sodio al 1 % durante 1 min. Posteriormente se hicieron dos enjuagues de dos minutos cada uno, con ADE. Cinco fragmentos sintomáticos de cada bulbo se cortaron y colocaron en medio papa dextrosa agar (PDA). Las cajas Petri con los inóculos se incubaron a 25 ± 1 °C por 7 d en oscuridad. Un fragmento del medio de cultivo con micelio fue transferido a otra caja Petri con medio PDA. A partir de estos aislamientos poliespóricos se obtuvieron aislamientos monospóricos. Para ello, se preparó una suspensión de conidios a una concentración de 1x10³ conidios mL^-1 y se colocaron 50 µL en cajas con medio PDA. Las cajas con los conidios se incubaron a 25 °C y se observaron a partir de las 12 horas hasta localizar conidios germinados y aislados de otros conidios. La fracción de agar con el conidio se delimitó, se cortó y se transfirió a una nueva caja de con medio PDA para el desarrollo del aislamiento monospórico, según los procedimientos de SENASICA (2016).

Identificación morfológica. La identificación a nivel de género y especie morfológica se realizó con base en las características de las colonias y en la micromorfología, de acuerdo con ^{Vincent y Pitt (1989}), ^{Valdez et al. (2006}), ^{Lee et al. (2002}) y Woudenberg et al. (2013). Para tal efecto, se utilizaron aislamientos monospóricos de 7 d de crecimiento en medio PDA. El tamaño de la colonia, la forma y la producción de conidios fueron las características macroscópicas evaluadas. Adicionalmente se obtuvieron estructuras microscópicas inoculando una suspensión de esporas sobre fragmentos de medio PDA, al cual se le colocó un cubreobjeto estéril y se incubó en cámara húmeda. La morfología de conidióforos, fiálides, conidios, y clamidosporas se observó en un microscopio ZEISS Scope.A1 en 40X. La fotodocumentación de estructuras microscópicas y la micrometría se realizaron con el Software ZEN lite^®.

Identificación molecular. De cada especie identificada por morfología, se utilizó un aislamiento para la identificación molecular. La extracción de ADN se realizó por el método del CTAB, a partir de cultivos monospóricos de 7 d. La concentración de ADN se estimó por espectrofotometría (NanoDrop 2000, Thermo Scientific^®). Posteriormente, se obtuvieron secuencias de dos regiones, amplificadas por PCR: la región ITS1-5.8S- ITS2 del DNAr nuclear (ITS) para la especie morfológica A. embellisia, y la secuencia

parcial del gen ß-tubulina (B-TUB) para P. allii. La región ITS fue amplificada utilizando los cebadores ITS5 (5’-GCA AGT AAA AGT CGT AAC AAG G-3’) e ITS4 (5’-TCC

TCC GCT TAT TGA TAT GC-3’). La amplificación parcial del gen β-tubulina se llevó a cabo usando los cebadores Bt2a (5´-GGT AAC CAA ATC GGT GCT GCT TTC-3’) y Bt2b (5’-ACC CTC AGT GTA GTG ACC CTT GGC-3’). Ambos genes se amplificaron bajo las siguientes condiciones de PCR: Un ciclo de 94 °C por 2 min, 40 ciclos de 94 °C por 30 s 40 ciclos de 55 °C por 45 s, 40 ciclos de 72 °C por 90 s y un ciclo de extensión final de 72 °C durante 4 min. Las reacciones de amplificación fueron llevadas a cabo en volúmenes de 25 µL conteniendo amortiguador a 1X, MgCl2 1.5 mM, dNTP 0.2 mM, cebadores 0.4 µM de cada uno (IDT), enzima Taq DNA polimerasa 1 unidad (Promega) y 20 ng de ADN. Los amplicones se enviaron para su purificación y secuenciación a la compañía Psomagen (EUA). Las secuencias obtenidas se compararon con secuencias de la base de datos de secuencias no redundantes del National Center for Biotechnology Information (NCBI). Para el análisis filogenético, las secuencias se alinearon con MUSCLE (^{Edgar, 2004}) implementado en MEGA-X (^{Kumar et al., 2018}). Se utilizó jModelTest v2 (^{Darriba et al., 2012}) para identificar el modelo de evolución de nucleótidos más apropiado según el criterio de información Akaike. El análisis filogenético se realizó con IQ-TREE v2 (^{Minh et al., 2020}) que implementa el algoritmo de Máxima Verosimilitud en el portal CIPRES Science Gateway v3.3. (^{Miller et al., 2011}). El análisis utilizó el modelo de sustitución de nucleótidos de Hasegawa-kishino- Yano con un modelo Gamma discreto para la tasa de heterogeneidad (HKY + G). Los árboles filogenéticos fueron visualizados y editados con iTOL (^{Letunic et al., 2021}).

Pruebas de patogenicidad. Las pruebas de patogenicidad se llevaron a cabo de acuerdo con ^{Gálvez y Palmero (2021}), utilizándose dos aislamientos por cada especie. Para ello, se utilizaron bulbos libres de síntomas de la variedad “Don Fermín”. Los bulbos se deshojaron y los bulbillos se desinfestaron con hipoclorito de sodio al 1 % durante 1 min. A cada bulbillo se le realizó una herida removiendo un fragmento de 5 mm de diámetro con un sacabocado a una profundidad aproximada de 4 mm. Como inóculo, se utilizaron fragmentos de 5 mm de diámetro de medio PDA con micelio de cada especie fúngica de 7 d de crecimiento. Como testigo se utilizaron bulbillos inoculados con fragmentos de medio PDA sin patógeno. Cinco repeticiones por especie fúngica fueron establecidas. Después de la inoculación, los bulbillos se colocaron en cámara húmeda y se incubaron a 25 °C durante 14 d. De las lesiones que se desarrollaron en los bulbos inoculados se obtuvieron fragmentos, los cuales se enjuagaron con ADE, se colocaron en cajas con medio PDA, y se incubaron como se describió anteriormente. Las colonias que se desarrollaron a partir de los fragmentos de los bulbillos se purificaron y se identificaron morfológicamente. El reaislamiento de los hongos que se utilizaron para la inoculación se consideró como cumplimiento de los postulados de Koch. Esta prueba de patogenicidad se realizó por duplicado.

Prueba de sensibilidad a fungicidas in vitro. Un aislamiento de cada especie identificada se sometido a prueba de sensibilidad a ocho fungicidas; de los cuales, cuatro fueron sistémicos y cuatro protectantes (Cuadro 1). Tres dosis por cada fungicida fueron evaluadas: 1X (la dosis recomendada por el fabricante), 0.5X y 1.5X. Para ello, a partir de la dosis recomendada de producto formulado, se determinó la cantidad de gramos de ingrediente activo (g.i.a. L^-1) correspondiente, tomando en cuenta la concentración en el

producto comercial. Las sustancias químicas se agregaron al medio PDA antes de vaciar en las cajas Petri (^{Erhonyota et al., 2023}). Los fungicidas y sus respectivas concentraciones se muestran en el Cuadro 1. Se evaluó el efecto de los fungicidas sobre el crecimiento micelial (CRM) y sobre la germinación de conidios (GEC).

Cultivos de los hongos de 7 d de crecimiento en medio PDA se utilizaron para evaluar el efecto de los fungicidas sobre el CRM y la GEC (Cuadro 1). Para el CRM, bocados de 5 mm de diámetro fueron extraídos y depositados individualmente en el centro de cajas Petri con medio PDA con las concentraciones de fungicidas respectivas. Estas cajas con inóculos se incubaron a 25 ± 0.5 °C y el CRM se registró cada 24 horas hasta que el testigo (medio sin fungicida) llenó la caja. Para evaluar la GEC, se preparó una suspensión de 5x10⁶ conidios mL^-1, de la cual, 30 μL se depositaron sobre medio de cultivo PDA con los mismos tratamientos utilizados para evaluar el CRM, con cinco repeticiones (Cuadro 1). A la suspensión de esporas inoculada se les colocó un cubreobjeto estéril y las cajas se incubaron a 25 ± 0.5 °C. Se realizaron lecturas de 100 conidios por unidad experimental cada 2 h hasta que el testigo de cada especie fúngica alcanzó el 90 % de germinación. Los conidios se consideraron germinados cuando el tubo germinativo obtuvo la longitud de la mitad de la espora. Con los datos obtenidos se calculó el porcentaje de inhibición del CRM y la GEC. El porcentaje de inhibición del CRM se obtuvo mediante la fórmula ICRM = [(CRMtest - CRMtrat) / CRMtest] x 100, donde: ICRM = inhibición del crecimiento micelial expresado en porcentaje, CRMtest = crecimiento micelial en el tratamiento testigo, CRMtrat = crecimiento micelial en el tratamiento con fungicida. De igual manera, el porcentaje de inhibición de la GEC se obtuvo con la formula IGEC = [(GECtest - GECtrat) / GECtest] x 100, donde: IGEC = inhibición de la germinación de conidios expresada en porcentaje, GECtest = germinación en el tratamiento testigo, GECtrat = germinación de conidios en el tratamiento con fungicida.

Análisis estadísticos. Los datos de efectividad sobre el CRM y la GEC se analizaron, para cada especie fúngica, bajo un diseño experimental completamente al azar. Previo al análisis, los datos se transformaron al arcoseno de la raíz cuadrada de la proporción. Posteriormente se realizó la comparación de tratamientos mediante análisis de varianza

con un nivel de significancia de p ≤ 0.05 y una prueba Post-hoc a través del análisis de Tukey utilizando el programa SAS® (versión 9.0; SAS Institute, Cary, N.C.).

Resultados y Discusión

Síntomas observados. Los bulbos presentaron catáfilas con manchas de colores grises y negras (Figura 1 A), presencia de micelio color negro entre catáfilas y de moho en la superficie. Algunos bulbillos presentaron necrosis superficial de apariencia seca, con esporulación de color negra, sin progresión hacia el interior del bulbillo. Estos síntomas se asociaron a Alternaria sp. Otros bulbillos presentaron lesiones necróticas con borde color amarillento, de aspecto hundido y acuoso, con progresión hacia el interior del bulbillo. Además, presentaron crecimiento de micelio y esporulación color verde. Estos síntomas se asociaron a Penicillium sp. (Figura 1 B).

Figura 1 A. Bulbos de Allium sativum variedad “Don Fermín” con deterioro en postcosecha. B. Bulbillos de 

A. sativum con cancros y moho verde.

Caracterización morfológica. A partir de bulbos de A. sativum con deterioro en postcosecha (Figura 1) se obtuvieron cuatro aislamientos: AL1D2B, AL1D3B, AL1D4B y AL1D5B. Los aislamientos AL1D2B y AL1D3B, obtenidos a partir de cancros superficiales, desarrollaron colonias difusas de color marrón-negruzco, con micelio superficial e inmerso (Figura 2A), conidióforos simples o ramificados, rectos o flexibles,

con una longitud de hasta 83 μm de largo y de 5 a 10 μm de ancho (Figura 2B-E). Conidios de color marrón, solitarios, lisos, oblongos, de 4 a 6 septos transversales (comúnmente 4) de 19.0 - 34.6 μm de largo y de 9 - 12.9 μm de ancho (Figura 2F). Clamidosporas terminales e intercalares de pared gruesa, de color marrón oscuro desarrolladas a partir de células hifales (Figura 2G-H). Estas características morfológicas concuerdan con lo descrito por Woudenberg et al. (2013) y ^{Delgado-Ortiz et al. (2019}) para la especie Alternaria embellisia (syn. Embellisia allii).

Figura 2 Alternaria embellisia (syn. Embellisia allii), aislamientos AL1D2B y AL1D3B. A. Colonia de 7 d creciendo en medio PDA a 25 °C. B, C. Conidióforo simple y conidio solitario. D, E. Conidióforo ramificado. F. Conidios septados. G, H. Clamidosporas. 

Los aislamientos AL1D4B y AL1D5B, obtenidos de lesiones con crecimiento micelial y esporulación color verde, presentaron colonias radialmente surcadas, discretamente densas, con márgenes sumergidos y micelio blanco, con conidiogénesis moderada y color verde opaco (Figura 3A). Los conidióforos con pared rugosa emergían de hifas superficiales en fascículos con célula basal corta y robusto de 96 - 155 x 3.4 - 5.1 μm (Figura 3B-D). Penicilios terminales con ramas subterminales y ramas recurrentes de pared rugosa. Frecuentemente una rama por penicilio, agrupados ocasionalmente en clusters de 2 a 3. Fialides ampulliformes, en racimos frecuentemente de 2 a 4, de 6.4 - 11 x 2.7 - 3.3 μm. Conidios esféricos a subesféricos, de pared lisa y en cadenas, de 3.6 - 4.9 μm de diámetro en promedio (Figura 3E). Estas características están en concordancia con ^{Vincent y Pitt (1989}) y ^{Valdez et al. (2006}) para la especie Penicillium allii.

Figura 3 Penicillium allii, aislamientos AL1D4B y AL1D5B. A. Colonia de 7 d creciendo en medio PDA a 25°C. B. Conidióforo mostrando estípite y métula con pared rugosa. C. Conidióforo. D. Conidióforo con fiálides y conidiación formando cadenas. E. Conidios. F, G. Clamidosporas terminales e intercalares. 

Caracterización molecular. La secuencia de la región ITS del aislamiento AL1D2B (585 pb, número de acceso Genbank: PP869831), fue 99.8 % idéntica con la secuencia reportada para A. embellisia (MH899088) en México (^{Delgado-Ortiz et al., 2019}). Por su parte, la secuencia de la región β-tubulina del aislamiento AL1D4B (433 pb, número de acceso Genbank: PP920512), fue 99.3 % idéntica con la secuencia reportada para P. allii (MW244893) en España (^{Gálvez y Palmero 2021}). El árbol filogenético realizado para

A. embellisia (AL1D2B) mostró soportes de bootstrap del 100 %, que separan a nuestro aislamiento de otras especies de Alternaria y lo agrupa con A. embellisia (Figura 4A). De igual manera, la filogenia realizada para P. allii (AL1D4B) mostró nodos de bootstrap del 100 %, que ubican a este aislamiento con P. allii (Figura 4B).

Figura 4 A. Árbol filogenético de máxima verosimilitud construido a partir de secuencias parciales del espaciador interno transcrito 1 y 2 que intervienen en la subunidad 5.8S rDNA para el aislamiento de Alternaria embellisia (número de acceso Genbank: PP869831), y B. Árbol filogenético de máxima verosimilitud construido a partir de secuencias parciales del gen de β tubulina para el aislamiento de Penicillium allii (número de acceso Genbank: PP920512); obtenidos de muestras de bulbos de ajo con pudrición en postcosecha, en Aramberri, Nuevo León. Los datos de otras cepas y especies de Alternaria se obtuvieron de ^{Pryor y Bigelow (2003}). Los datos de otras cepas y especies de Penicillium se obtuvieron de ^{Samson et al. (2004}). Los números al lado de los nodos indican los valores del análisis de robustez en porcentaje. 

Pruebas de patogenicidad. La prueba realizada sobre bulbillos de A. sativum permitió confirmar la patogenicidad de P. allii, cepas AL1D4B y AL1D5B, evaluadas a los 14 d

después de la inoculación (ddi). Todos los bulbillos inoculados con P. allii presentaron lesiones necróticas hundidas, con crecimiento micelial, esporulación de color verde, y progreso interno de la pudrición (Figura 4A). Resultados similares fueron reportados por ^{Gálvez y Palmero (2021}) quienes, al inocular bulbillos de ajo con P. allii, observaron lesiones hundidas de aspecto acuoso con crecimiento micelial verde y progresión interna de la lesión. Por su parte, en todos los bulbillos inoculados con A. embellisia (AL1D2B y AL1D3B), a los 14 ddi, se observó crecimiento micelial y esporulación de color marrón oscuro limitado a la zona de la herida causada para la inoculación (Figura 4B). Lo anterior concuerda con lo reportado por ^{Delgado-Ortiz et al. (2019}) para A. embellisia, donde bulbos de A. sativum presentaron crecimiento superficial, micelio color marrón y esporulación de color marrón oscuro. Los bulbillos que se usaron como testigo no presentaron infección por los hongos (Figura 4C). Los aislamientos inoculados que se reaislaron a partir de tejido infectado, de todos los bulbillos utilizados, tuvieron las mismas características que los aislados originales.

Figura 5 Prueba de patogenicidad de (A) Penicillium allii (AL1D4B) y (B) Alternaria embellisia (AL1D2B) sobre bulbillos de Allium sativum,14 d después de la inoculación. (C) Testigo. Cada bulbillo en una misma columna representa las repeticiones del aislamiento. 

^{Vincent y Pitt (1989}) reportaron y describieron por primera vez a P. allii como el agente causal de la pudrición de los bulbillos de A. sativum en Egipto. Posteriormente, P.

allii fue reportado como la causa de la pudrición verde del ajo en Estados Unidos, China, Argentina, Egipto y España (^{Dugan, 2007}; ^{Valdez et al., 2006}, ^{Moharam et al., 2013}; ^{Gálvez y Palmero, 2021}). De acuerdo con Gálvez y Palmero (2021) este hongo es uno de los patógenos fúngicos más virulento que afecta a las plantas de ajo en el campo y durante el almacenamiento en España. De acuerdo con estos autores, P. allii es más virulento en bulbillos heridos y que este patógeno requiere la presencia de heridas previas para desarrollarse. En México, la pudrición verde del ajo, en bulbos almacenados, se atribuye a las especies P. hirsutum y P. citrinum (^{Hernández-Anguiano et al., 2006}). A nuestro conocimiento, este es el primer reporte de P. allii causando pudrición verde sobre bulbos de A. sativum, bajo condiciones de almacén, en México.

Por otro lado, se ha reportado a A. embellisia como el agente causal de cancro en bulbos almacenados y manchas en las catáfilas de bulbo y bulbillos de A. sativum (^{Lee y Magan, 2010}). Esta especie fue reportada por ^{Dugan et al. (2007}) como agente causante de pérdidas importantes de bulbos de A. sativum durante la regeneración y el almacenamiento de germoplasma para el Sistema Nacional de Germoplasma Vegetal en Pullman, Washington, USA. Este patógeno también fue reportado como el agente causal del cancro del bulbo de ajo en Coahuila, México (^{Delgado-Ortiz et al., 2019}). De acuerdo con Lee et al. (2002), el cancro de los bulbos causado por A. embellisia se considera una enfermedad menor. No obstante, debido al color de los síntomas, esta enfermedad puede reducir el valor comercial de A. sativum. Además, la presencia de este hongo en los bulbos puede actuar como fuente del inóculo primario y facilitan su dispersión a larga distancia (^{Gálvez y Palmero, 2021}).

Pruebas de sensibilidad a fungicidas in vitro. Los hongos A. embellisia y P. allii mostraron sensibilidad in vitro a todos los fungicidas evaluados, tanto sistémicos como protectantes (Cuadro 2). Hubo diferencias altamente significativas (p < 0.0001) en la efectividad de los fungicidas sobre el CRM y la GEC de A. embellisia. En este caso, el fungicida sistémico propiconazol y el fungicida protectante hidróxido de cobre inhibieron el 100 % del CRM y la GEC en las tres dosis evaluadas (Cuadro 2). Por su parte, la mezcla azoxystrobin + ciproconazol inhibió el 100 % del CRM en las tres dosis, pero solo inhibió en el rango de 40 al 85.9 % la GEC, respecto a las tres dosis evaluadas. Así también, el fungicida captan inhibió el 100 % de la GEC en las tres dosis, pero sólo inhibió del 85 al 87 % el CRM en las tres dosis evaluadas. Los fungicidas con menor efectividad sobre el CRM de A. embellisia fueron el carbendazim con una efectividad máxima del 47 % en la dosis más alta y el tiabendazol con el 76 % de efectividad en la dosis más alta evaluada. Los fungicidas con menor efectividad sobre la GEC fueron el tiabendazol con el 73 % de efectividad y el aceite de árbol de té con el 38.7 % de efectividad, en la dosis máxima evaluada (Cuadro 2).

También, hubo diferencias altamente significativas (p < 0.0001) en la efectividad de los fungicidas sobre el CRM y la GEC de P. allii. El fungicida sistémico propiconazol y el fungicida protectante hidróxido de cobre inhibieron el 100 % del CRM y la GEC en las tres dosis evaluadas (Cuadro 2). Así también, el fungicida protectante oxicloruro de cobre inhibió el 100 % del CRM y la GEC a partir de la dosis comercial (13.05 g.i.a. L^-1). Por su parte, el captan inhibió el 100 % de la GEC en todas las dosis evaluadas, pero sólo inhibió el 100 % del CRM en la mayor dosis evaluada (9.3 g.i.a. L^-1). Así mismo, el

carbendazima inhibió el 100 % de la GEC sólo a 1.5 g.i.a. L^-1. La mezcla de azoxystrobim

+ ciproconazol inhibió el 100 % de la GEC a partir de la dosis 0.3/0.11 g.i.a. L^-1, y su efectividad sobre el CRM fue del 83 al 89 %. Los fungicidas con menor efectividad sobre el CRM de P. allii. fueron el tiabendazol con una efectividad máxima del 62 % en la dosis más alta, el carbendazim con una efectividad máxima del 33 % en la dosis más alta y el aceite del árbol de té con una efectividad máxima del 44.9 % en la dosis más alta. El fungicida con menor efectividad sobre la GEC fue el tiabendazol el cual mostró una efectividad del 50 % en la dosis máxima evaluada; por su parte el aceite de árbol de té mostró una inhibición de la GEC del 78 en la dosis mínima y 96 % en la dosis máxima evaluada.

De acuerdo con ^{Dugan et al. (2007}), el uso de fungicidas puede disminuir la infección de bulbos y bulbillos en postcosecha. Sin embargo, se debe tener en cuenta los períodos de seguridad de los diferentes ingredientes activos y el periodo de postcosecha. En el presente estudio, el propiconazol y el hidróxido de cobre mostraron efectividad in vitro sobre la CRM y la GDC de A. embellisia en todas las dosis evaluadas. El propiconazol es un fungicida sistémico que actúa inhibiendo el proceso de metilación en la biosíntesis del ergosterol, induciendo la ruptura de la membrana celular del hongo, lo que detiene su crecimiento (^{Marzi et al., 2022}). Debido a su naturaleza sistémica, este fungicida ofrece protección tanto preventiva como curativa con una persistencia que puede variar según la dosis utilizada y las condiciones del ambiente; además, puede translocarse al interior del tejido, por lo cual es necesario considerar los periodos de carencia para garantizar la inocuidad alimentaria. De acuerdo con ^{Gopinath et al. (2006}), se ha demostrado que el propiconazol puede ser metabolizado en las plantas con la degradación gradual del propiconazol en los tejidos vegetales. En la actualidad, no hay información sobre el uso de propiconazol sobre A. embellisia en el cultivo del ajo. Sin embargo, ^{Vijaykumar et al. (2021}) reportaron 100 % de efectividad del tebuconazol, un fungicida del mismo grupo químico que el propiconazol, sobre el desarrollo micelial de A. porri, patógeno de A. sativum en la India. Por su parte, el hidróxido de cobre es un fungicida protectante que ofrece protección preventiva, es de acción multisitio, de baja toxicidad y de bajo riesgo de generación de resistencia (^{Gaviria-Hernández et al., 2013}). Este fungicida actúa principalmente durante la etapa de germinación de las esporas. A nivel celular, este compuesto reacciona con los grupos sulfhidrilos, hidróxidos, aminos y carboxílicos, inactivándolos y perturbando así la cadena respiratoria (Gaviria-Hernández et al., 2013). Según nuestra revisión bibliográfica, no hay información sobre el uso del hidróxido de cobre sobre A. embellisia. Otros fungicidas que han resultado efectivos para controlar A. embellisia en bulbos de A. sativum almacenados en bancos de germoplasma son el fludioxonil (grupo químico: fenilpirroles) y el tiofanato de metilo (grupo químico: carbamatos) (Dugan et al. 2007).

El propiconazol y el hidróxido de cobre también mostraron 100 % de efectividad in vitro sobre la CRM y la GDC de P. allii en todas las dosis evaluadas. Similarmente, no hay información sobre el uso de propiconazol e hidróxido de cobre sobre P. allii en el cultivo del ajo. Sin embargo, ^{You et al. (2007}) reportaron 100 % de efectividad del tebuconazol sobre P. hirsutum, agente causal del moho azul de A. sativun en Corea. Por otra parte, los fungicidas oxicloruro de cobre y el captan también mostraron efectividad sobre P. allii al inhibir al 100 % tanto del CRM como la GDC a una dosis de 13.05 g.i.a. L^-1 y 9.3 g.i.a. L^-1 , respectivamente. El oxicloruro de cobre, al igual que el hidróxido de

cobre, es un fungicida protectante que actúa liberando iones de cobre, de acción multisitio que ofrece protección preventiva (^{Ackermann et al., 2000}). Por su acción multisitio, este compuesto también tiene baja probabilidad de que se desarrolle resistencia por parte de los hongos (^{Fani et al., 2021}). Al igual que otros fungicidas cúpricos, el oxicloruro de cobre puede permanecer en la superficie del tejido tratado; por lo que es esencial respetar las recomendaciones de uso y los intervalos de seguridad para minimizar la acumulación de residuos de cobre en los productos cosechados. Por su parte, el captan es un fungicida de acción multisitio, de amplio espectro que reacciona con las enzimas sulfhidrílicas dando lugar a la producción de tiofosgeno, sustancia tóxica para las células fúngicas; interfiere el proceso de respiración celular en los hongos, por lo que inhibe la germinación de las esporas y dificulta el crecimiento y desarrollo micelial. Este fungicida se ha utilizado por más de 50 años y no existen reportes de toxicidad sistémica (Ackermann et al., 2000). Hasta donde sabemos, no hay información sobre el uso del oxicloruro de cobre y del captan sobre P. allii.

Conclusiones

En esta investigación se identificaron a los hongos A. embellisia y P. allii asociados al deterioro postcosecha de A. sativum, en Aramberri, Nuevo León, México. Las pruebas de patogenicidad demostraron que P. allii es causante de pudrición verde del ajo, donde

P. allii mostró capacidad para desarrollar infecciones internas a partir de heridas; este es el primer reporte de P. allii como agente causal de pudrición verde del ajo en México. Alternaria embellisia sólo mostró crecimiento sobre las heridas, contribuyendo también al deterioro de los bulbos de A. sativum. El fungicida sistémico propiconazol y el fungicida protectante hidróxido de cobre fueron los más efectivos, inhibiendo el 100% tanto el crecimiento micelial como la germinación de conidios de P. allii y A. embellisia en condiciones in vitro, en todas las dosis evaluadas. Además, el oxicloruro de cobre y el captan también mostraron altos niveles de eficacia sobre P. allii y A. embellisia. El conocimiento generado en este estudio servirá de base para elegir estrategias de control y contribuirá significativamente a reducir las pérdidas económicas en la producción de ajo en esta región. Es necesario hacer evaluaciones in vivo, aplicando los fungicidas en precosecha y postcosecha.

Conflicto de interés

Los autores declaramos explícitamente que no existe conflicto de interés en relación con esta investigación.