Área de estudio

El trabajo experimental se realizó durante el ciclo agrícola 2019, en los terrenos de la comunidad Indígena Mayo, ubicado en la entidad de Basconcobe, Etchojoa, Sonora, México; situado entre las coordenadas geográficas de 43° 51’ 14” N, y 88° 16’ 09” O del meridiano de Greenwich, con una altitud de 530 m. De acuerdo con la clasificación climática que reporta el ^{INEGI (2008)}, el área corresponde a un clima seco cálido con lluvias en verano. La temperatura media anual es de 22 a 26 ºC (Figura 1).

(Fuente: Google hearth https://www.google.com/intl/es/earth/).

Figura 1: Área de estudio. 

(Source: Google hearth https://www.google.com/intl/es/earth/).

Figure 1: Study area  

Previo a la siembra se realizaron análisis al suelo, teniendo como clasificación un franco arcilloso (Arena: 40.3; Limo 21.2; Arcilla; 39.4); en mg kg^-1 suelo: N-NO₃ = 26; P = 22; Ca = 2457; Mg = 301; Na = 177; K = 237; C.I.C. = 23 meq 100 g; % cationes intercambiables: Ca = 73; Mg = 12.23; Na = 1.9; K = 6.02); los valores analíticos del agua fueron debajo del nivel crítico (1 milimhos), y se considera un agua C2S1 en meq L agua: Ca = 4.3; Mg = 2.2.; Na = 19.3; pH = 7.7; %RAS 10.69; sulfatos = 0.5; carbonatos = 0.2. El suelo y agua se clasificaron como “apropiada” para uso agrícola con base a Aguilar et al. (1987). La semilla de sorgo que se utilizó en el presente estudio corresponde a un híbrido denominado “Galio” de ASGROW.

Preparación del quitosano de origen marino y biotratamiento al sorgo

Para la obtención del quitosano se utilizaron exoesqueletos de camarón obtenidos en industrias procesadoras, los cuales se redujeron a un tamaño de partícula menor a 250 μm por medio de un tamiz. El proceso de obtención del quitosano se realizó conforme a ^{López-Corona et al. (2019b)}. En el tratamiento a semilla, ésta fue sumergida por 3 min en QUI (500 mL 100 semilla), según el tratamiento correspondiente. En las subsecuentes etapas fenológicas 25, 45, 55 y 85 días después de la siembra, las plantas fueron biotratadas a base de QUI depositando 100 mL planta y depositándolo en la base del cuello de la planta.

Preparación e inoculación del consorcio de microorganismos antagónicos y bacterias benéficas

El producto Bactiva MR, de la empresa Tecnologías Naturales Internacional S.A. de C.V. (TNI), fue utilizado para el desarrollo de la presente investigación; está conformado por los microorganismos Trichoderma harzianum, T. reesei, Bacillus subtillis B. polymyxa y B. amyloliquefasciens. Para probar la viabilidad del producto, los microorganismos f ijadores de nitrógeno (B. amyloliquefasciens) se reactivaron en medios de cultivo libres de una fuente de nitrógeno considerando la tecnología de ^{Prabhaharan et al. (2019)}; las de Trichoderma spp. Fueros reaisladas en medio agar papa dextrosa (20 g de dextrosa, 22 g de extracto de papa y de 15 g de agar), e incubadas durante siete días a una temperatura de 25-28 °C, siguiendo la técnica de ^{Arévalo et al. (2017)}; para Bacillus spp., se utilizó la técnica de crecimiento de ^{Méndez-Úbeda (2018)}; la concentración microbiana inoculada en semilla y a cada planta fue la de 1 × 10⁹ UFC mL. La inoculación en semilla fue con base a la técnica del vacío reportada por ^{Carrillo et al. (1998)}. En las subsecuentes etapas fenológicas 25, 45, 55 y 85 días después de la siembra, se consideraron inoculaciones del consorcio microbiano de 100 mL planta^-1, apoyándose de una pizeta graduada y depositándolo en la base del cuello de la planta.

Preparación del terreno

Previo al trazo de las parcelas experimentales, el suelo fue sujeto a las siguientes prácticas culturales: un cinceló, posteriormente tres pasadas de rastra, un tabloneo, surcado y finalmente un acamado. El trazo se realizó con ayuda de ixtle y estacas de madera, se marcó cada parcela experimental; en la periferia se levantó un bordo de 30 cm para retener el agua. La siembra se llevó a cabo en primavera verano la siembra se realizó a doble hilera con una sembradora manual de precisión con seis platos Eathway Msi.

Labores realizadas

Se dieron deshierbes manuales durante el desarrollo del cultivo; para el buen desarrollo del cultivo se aplicaron cuatro riegos (previo a la siembra; post-emergencia, prefloración y madurez fisiológica. Para realizar la fertilización, se utilizó aquella regional, a base de las fuentes de urea 46% N (150 kg ha^-1) y superfosfato de calcio triple (Ca(NH₂PO₄)₂) (80 kg ha^‑1). La aplicación de los fertilizantes se llevó a cabo en forma manual. Posteriormente se aplicó el riego para su solubilización. Durante el ciclo del cultivo, se aplicó imidacloprid como insecticida (pulgones y trips) a las dosis recomendadas de manera comercial. También se aplicaron dos fungicidas foliares preventivos a base de azufre (Aviator^® Xpro), evitando la presencia de enfermedades fungosas. La cosecha se realizó de manera manual, considerando por separado los tres surcos centrales como parcela útil, para la evaluación de rendimiento en grano del sorgo cosechado. Las muestras de cada parcela experimental se depositaron en costales previamente identificados.

Variables evaluadas

La tasa de emergencia fue considerada en aquellas semillas que germinaron y lograron emerger por arriba de la superficie después de haber establecido la siembra de los tratamientos de fertilización química y biológica. Se llevó a cabo, cuantificando por metro lineal el número de plantas emergidas diariamente; se estimó la clorofila total (a+b) (unidades Spad), se consideró mediante la ayuda de aparato medidor de clorofila total Konica Minolta SPAD-502Plus. Para ello se tomó en cuenta la hoja bandera cuando la planta estaba en etapa de antesis. La altura de planta se midió en madurez fisiológica. Se evaluó la longitud de la inflorescencia en madurez fisiológica y el rendimiento de grano (kg ha^-1) en un 14% de humedad y el peso volumétrico del grano; asimismo se analizó el contenido de proteína en el grano, cenizas, lípidos totales también fueron analizados en grano. Al finalizar el estudio se llevó a cabo una cuantificación de células microbianas (unidades formadoras de colonias UFC mL^-1) adheridas al sistema radicular de plantas de sorgo, la cual consistió en tomar de cada tratamiento y por separado tres plantas. Se cortó el sistema radicular, pesándose 100 g por planta y se lavaron con agua destilada estéril y posteriormente se introdujeron a un tubo Eppendorf con agua estéril. Se agitaron con la ayuda de un Vortex durante un minuto lo que permitió el desprendimiento de las bacterias adheridas a la raíz. Posteriormente de ésta solución se tomaron directamente 100 μL y se sembraron por dispersión en placa en los medios indicados para cada microorganismo en el apartado de Preparación e inoculación del consorcio de microorganismos antagónicos y bacterias benéficas, apoyándose del medio ^{Rennie, libre de una fuente de nitrógeno (Rennie, 1981}). Las cajas de Petri sembradas se incubaron a 30 y 50 °C durante 24 h para cuantificar las unidades formadoras de colonia (UFC mL^-1). Esta prueba se realizó por triplicado.

Resultados y Discusión

De acuerdo a la metodología anteriormente planteada, los resultados se muestran a continuación.

Los resultados obtenidos en la variable de emergencia arrojan que, en los tratamientos tratados con biofertilizantes en las distintas formas y el tratamiento con fertilización regional, superan (20% más), desde el segundo día hasta el quinto día después de la siembra contra testigo sin fertilización regional (datos no mostrados), mostrándose en el décimo día un 100% de emergencia total en todos los tratamientos; los resultados obtenidos concuerdan con lo señalado por ^{Sen y Kingman (1977)} que, aunque no fueron con QUI y microorganismos promotores, fue con extractos de algas; el autor indica que con éste tipo de biofertilizantes, los resultados en germinación y emergencia fueron significativos para lechuga, apio, cebolla, tomate, rábanos, manzano y Panax ginsen. El mismo autor cita que estos efectos se deben a los reguladores de crecimiento derivados de algas marinas y micorrizas, cuya función es la de estimular la germinación, elongación radicular. Por su parte las bacterias fijadoras de nitrógeno como B. amyloliquefasciens, aparte de poseer la capacidad de f ijar Nitrógeno atmosférico, influye en la generación de ácido indolacético (AIA) y auxinas, y por ende producción de raíces y desarrollo de pelos radiculares (^{Bashan et al., 2002}). Con relación a microorganismos fúngicos benéficos como es Trichoderma, además de producir sustancias promotoras del crecimiento vegetal (^{Martínez et al., 2011}); a las especies de Trichoderma, se le consideran también agentes de control biológicos, ya que posee buenas cualidades para el control de enfermedades en plantas causadas por fitopatógenos (^{González, 2005}; ^{Rueda et al., 2009}).

Con base en la clorofila total (a+b) (Unidades Spad), se pudo observar que el uso de quitosano en las dos concentraciones aplicadas (50 y 100%) + el consorcio microbiano con un 50% de fertilización regional, los valores arrojados fueron significativos en comparación de los demás tratamientos; sin embargo, con los valores menores, resultó aquel sin biofertilizantes y sin fertilización regional. Este comportamiento significativo obtenido en clorofila por QUI+consorcio BAC contra restantes tratamientos, no se ve reflejado en la altura total de la planta de sorgo, pero sí en las variables de longitud de panoja y rendimiento; los valores son apreciados en el Cuadro 2. Con relación a los análisis bromatológicos (proteína, cenizas y lípidos totales), los tratamientos que proporcionaron valores significativos en proteína (10.87 ± 0.46), fueron aquellos tratados con el bioderivado de exoesqueleto de crustáceos: QUI + el consorcio microbiano con una fertilización regional; aunque numéricamente menor y sin significancia, fue el tratamiento a base del consorcio bacteriano + 50% de fertilización regional. En cenizas y lípidos totales, no se arrojaron diferencias entre tratamientos; los valores oscilaron entre 1.40 a 1.72% y 3.1 a 3.9%, respectivamente. Un similar comportamiento sin que hubiese diferencia significativa, fue visualizado en la variable de peso volumétrico de grano, para cada uno de los tratamientos evaluados (Cuadro 2). Con relación al número de las células adheridas al sistema radicular, no mostrando diferencia signif icativas entre aquellos tratamientos inoculados; se pudo apreciar 3728 UFC ml^-1 ± 1022 para Trichoderma harzianum, T. reesei, mientras que para Bacillus subtillis, B. polymyxa y B. amyloliquefasciens, se lograron contabilizar 2444 UFC mL^-1 ± 1322. Respecto al control no hubo presencia de los microorganismos estudiados, salvo hongos identificados como Penicillium spp.; Fusarium spp.; Rhizopus spp.; Alternaria spp.; los cuales también se presentaron en los tratamientos biotratados. Éstos valores indican que los efectos benéficos de los microrganismos pueden tener un papel principal en las diferentes fases vegetativas, como es el proceso de la germinación (^{Kim y Weber, 1985}). Resultados similares se han obtenido en otras investigaciones, aunque estas han sido en diferentes especies de plantas y otro tipo de bacterias benéficas (^{Bashan et al., 2009}; ^{Villegas et al., 2010}; ^{Rueda et al., 2013}), sumándose aquellos de ^{Reyes-Pérez et al. (2018}, ²⁰¹⁹⁾, al utilizar abonos orgánicos, rubros que demanda una agricultura sustentable a nivel mundial. Los resultados obtenidos en el trabajo, amplían los trabajos con cultivos agrícolas y sumándose a los de maíz (^{Peña-Datoli et al., 2016}), el tabaco (^{González-Gómez et al., 2017}), el arroz (^{Molina-Zerpa et al., 2017}) y la orquídea (Vera-Alvarado et al., 2017¹), entre otros. Asimismo, corroborando que el uso de quitosano, mejora los índices de crecimiento en comparación de aquellos que son utilizados como control. Los resultados obtenidos en la emergencia de plántulas de sorgo tratadas con los bioproductos (QUI+BAC), son producto de una germinación estimulada por diversos factores, entre los que se pueden citar según ^{Bhaskara et al. (1999)} y ^{Guan et al. (2009)}, un potencial efecto sobre la síntesis de algunas fitohormonas específicamente del tipo de giberelinas, que están directamente relacionadas al desarrollo radicular de las plantas. En este sentido, ^{Lira, (2003)}, señala que las hormonas, del tipo giberelinas y auxinas son sintetizadas en los ápices vegetales, donde el efecto en la tasa y longitud final radicular producido por estas, se debe específicamente al incremento en la tasa de división celular (^{Fallik et al., 2000}), aspectos que pudiesen haber favorecido el actual trabajo. Por su parte ^{López-Mata et al. (2012)} y ^{Dima et al. (2017)}, mencionan que las semillas que son tratadas con quitosano mejoran su proceso de germinación pues el quitosano protege los cultivos de patógenos y plagas ya que activa la respuesta de defensa de la planta, ayuda en la liberación de nutrientes y protege del daño microbiano). Además, el tratamiento de quitosano en las plantas produce un falso estrés en estas, de manera que confunde el quitosano con la presencia de patógenos, desencadenando una serie de mecanismos de autodefensa, en los cuales la planta está preparada para evitar la afectación por patógenos. El quitosano también activa la formación de barreras físicas, induciendo la acumulación de sustancias fungitóxicas e impidiendo el flujo de nutrientes al patógeno (^{Lizárraga et al., 2011}). En otros estudios con extractos de origen marino (algas) (^{Silva et al., 2001}), señalan una inducción a la promoción del sistema radicular, debido a la estimulación de la síntesis de fitohormonas en el vegetal estudiado. Lo anterior sugiere que el quitosano en sorgo, puede ser una alternativa importante en la agricultura; también los resultados obtenidos en la promoción radicular en esquejes de especies leñosas, específicamente en salicornia, indican que este polímero puede ser utilizado ayudando y mejorando en gran manera a la industria agrícola (^{López-Corona et al., 2019a}).

^{Benavides et al. (2001)}, en plantas de lechuga en condiciones de invernadero y utilizando quitosano como tratamiento, obtuvieron un mayor peso fresco de la parte aérea y de la raíz. Así mismo, ^{Ohta et al. (1999)} reportaron mejora en peso fresco y peso seco de la flor Eustoma grandiflorum al utilizar quitosano. En cultivos de tomate al aplicar quitosano como tratamiento, tuvieron resultados efectivos para peso fresco (^{Estrada et al., 2013}). En otro estudio al aplicar quitosano se observó un incremento significativo en el crecimiento vegetativo (longitud de la planta, número de hojas/planta, área foliar, crecimiento radicular, peso fresco y seco), así como en los atributos de rendimiento (peso de la fruta, rendimiento temprano y total/planta) de la planta de fresa (^{El-Miniawy et al., 2013}). Los resultados obtenidos en nuestro experimento, concuerdan con los obtenidos con otros cultivos trigo, maíz, fresa, tabaco, arroz y salicornia (^{Bhaskara et al., 1999}; ^{Guan et al., 2009}; ^{López-Mata et al., 2012}; ^{Peña-Datoli et al., 2016}; ^{González-Gómez et al., 2017}; ^{Molina-Zerpa et al., 2017}; ^{Domini, 2018}; ^{López-Corona et al., 2019a}).