Introducción

El complejo Rhizoctonia es un grupo heterogéneo de hongos filamentosos que no producen esporas asexuales y comparten características morfológicas generales, como la formación de micelio y de esclerocios marrones (^{García, 2008}). Rhizoctonia solani es la especie más importante del género que afecta a diversos cultivos de diferentes familias, entre ellas Poaceae (maíz, arroz, trigo, cebada, avena), Fabaceae (soya, cacahuate, frijol, alfalfa, garbanzo, lenteja, chícharo), Solanaceae (tabaco, papa), Amaranthaceae (remolacha azucarera), Brassicaceae (colza), Rubiaceae (café), Malvaceae (algodón), Asteraceae (lechuga), Araceae (potos), Moraceae (ficus) y Linaceae (lino) (^{Ajayi and Bradley, 2018}; ^{DGSV-CNRF, 2020}). Este patógeno puede causar daños graves, lo que provoca pérdidas del 80 al 100 % de las plántulas y reducciones del rendimiento final de hasta un 30 %. Según la Convención Internacional de Protección Fitosanitaria (CIPF) y la Norma Internacional para Medidas Fitosanitarias (NIMF) n.º 8, “Determinación del estado de plagas en una zona”, Rhizoctonia solani está presente en todas las zonas plantadas con cultivos hospedantes en México, lo que clasifica como plaga no cuarentenaria según la NIMF n.º 5, “Glosario de términos fitosanitarios” (^{DGSV-CNRF, 2020}).

Existen diversas medidas de control para gestionar los patógenos, entre ellas semillas limpias certificadas, labranza, rotación de cultivos con especies no hospedadoras, tratamientos de semillas con fungicidas y, cuando sea posible, el uso de variedades de cultivos resistentes (^{Ajayi and Bradley, 2018}). El control químico mediante fungicidas sigue siendo una de las estrategias más utilizadas en la agricultura moderna debido a su eficacia, rapidez, practicidad y viabilidad económica (^{Jáquez-Matas et al., 2022}). Sin embargo, las poblaciones de hongos a las que se dirigen estos productos químicos pueden desarrollar resistencia con el tiempo (^{Carmona y Sautua, 2017}). Además, la capacidad de Rhizoctonia solani para sobrevivir al invierno en forma de esclerocios de larga duración en el suelo y su capacidad para infectar una amplia gama de cultivos; hacen que la rotación de cultivos por sí sola sea una estrategia de gestión insuficiente, lo que pone de relieve la necesidad de opciones de control alternativas (Ajayi and Bradley, 2018; ^{Akber et al., 2023}). La aplicación de la nanotecnología en la agricultura resulta especialmente interesante dada la producción masiva de productos agrícolas necesaria para satisfacer la demanda mundial (^{Mridha, et al., 2025}). Los nanomateriales ofrecen alternativas para mitigar y remediar los problemas colaterales asociados a la agricultura moderna (Rodríguez y Díaz, 2024).

Entre estos materiales, las partículas de óxidos como ZnO, TiO2, CuO y Fe2O3 se utilizan habitualmente en diversos campos (^{Lira et al., 2018}; ^{Zhu et al., 2019}). Las nanopartículas (NPs) de TiO2 tienen aplicaciones en cosméticos, fibras funcionales, plásticos, tintas, pinturas, cerámicas finas y como colorantes alimentarios, además de servir como barreras protectoras en envases de productos comestibles (Zhu et al., 2019). Las NPs de plata son conocidas por su actividad antimicrobiana y se incorporan a superficies destinadas al contacto con alimentos (Lira et al., 2018). Las NPs de óxido de cobre (CuO) se utilizan en superconductores, en aplicaciones de resistencia térmica, como aditivos para recubrimientos, como materiales antibacterianos y como materiales magnéticos. Las NPs de ZnO, además de ser tóxicas para las células tumorales humanas, han demostrado actividad antimicrobiana, ya sea inhibiendo o potenciando el crecimiento microbiano (Zhu et al., 2019).

La actividad antifúngica del ZnO ha sido reportada frente a algunos hongos patógenos. Por ejemplo, las partículas de ZnO sintetizadas mediante métodos hidrotérmicos y de coprecipitación demostraron actividad antifúngica frente a Colletotrichum gloeosporioides, inhibiendo la germinación de esporas y provocando la deformación de las hifas (^{De la Rosa et al., 2018}). Las NPs de ZnO con tamaños entre 20 y 45 nm mostraron una capacidad antifúngica significativa frente a Erythricium salmonicolor, patógeno responsable de la enfermedad rosa del café (^{Arciniegas et al., 2017}). Además, las NPs de ZnO han demostrado actividad antifúngica frente a Fusarium oxysporum al inhibir el crecimiento micelial y la esporulación in vitro (^{González et al., 2021}). Del mismo modo, varios estudios han confirmado la actividad antifúngica de las partículas de ZnO frente a Rhizoctonia solani (^{Al-Dhabaan et al., 2017}; ^{Khan and Siddiqui, 2021}; ^{Al-Zaidi et al.,2023}).

Sin embargo, ^{Pariona et al. (2020}) señalan que se han realizado pocos estudios sobre el impacto de la morfología de las partículas de ZnO en su actividad antifúngica. Por lo tanto, el presente estudio tuvo como objetivo sintetizar micropartículas (MPs) de ZnO con tres morfologías distintas para evaluar su actividad antifúngica in vitro frente a Rhizoctonia sp.

Materiales y Métodos

Reactivos. Los reactivos utilizados para la síntesis fueron acetato de zinc dihidratado, hidróxido de potasio de la marca SigmaAldrich, alcohol etílico desnaturalizado al 96 % de la marca Golden Bell y agua tridestilada (J. T. Baker). Para la evaluación antifúngica se utilizó agar papa dextroza (PDA) de la marca BD-Bioxon y, como control positivo, el fungicida comercial Interthiram 480 (ICF), cuyo ingrediente activo es tiram (bis(dimetiltiocarbamoil) disulfuro), con una composición del 42 % en peso, equivalente a 480 g de ingrediente activo por litro.

Síntesis de MPs de ZnO. Las MPs de ZnO fueron sintetizadas mediante el método hidrotérmico para obtener tres morfologías tridimensionales distintas. Estas formas se obtuvieron utilizando acetato de zinc dihidratado (Zn(O2CCH3)2(H2O)2) como precursor y variando la concentración de hidróxido de potasio (KOH). La relación molar entre el Zn(O2CCH3)2(H2O)2 y el KOH fue de 1:9 para el ZnO en forma de varillas (ZnO-R), de 1:3 para el ZnO en morfología laminar (ZnO-L) y de 1:1 para el ZnO en forma de prismas hexagonales (ZnO-P). Para cada síntesis, el Zn(O2CCH3)2(H2O)2 y el KOH se disolvieron simultáneamente en agua tridestilada (15 mL); luego, se adicionó gota a gota de etanol al 96 % (15 mL). A continuación, la solución resultante se transfirió a una autoclave de 46 mL y se colocó en un horno tipo mufla a 160 °C durante 18 h. Después, se recogieron las partículas del precipitado, se transfirieron a tubos de centrífuga de 35 mL y se lavaron dos veces con agua tridestilada. Este proceso se realizó mediante centrifugación a 5000 rpm durante 5 min, seguida de la decantación del sobrenadante. Por último, los tubos de plástico con el precipitado lavado se colocaron en un horno a 80 °C durante 12 h. Después, el material seco se recuperó, se molió finamente en un mortero de ágata y se identificó la muestra correspondiente.

Caracterización de las MPs. La caracterización morfológica se realizó mediante microscopía electrónica de barrido (MEB) en el equipo Jeol JSM-7401F. La estructura se estudió mediante patrones de difracción de rayos X (DRX) obtenidos con un difractómetro Philips X-Pert a 40 kV y 30 mA, utilizando radiación Cu Kα (λ = 0.15418 nm) en geometría Bragg-Brentano. El ángulo de barrido 2θ fue entre 20 y 80°, con un paso de 0.015°. Los patrones se indexaron para ZnO y se utilizó la tarjeta JCPDS: 00-036-1451 como referencia (^{Sedefoglu, 2023}).

Preparación de cultivos envenenados con MPs de ZnO. Los medios de cultivo envenenados con las MPs de ZnO se prepararon conforme a lo reportado por ^{Guerrero et al. (2007}) con algunas modificaciones. Las tres MPs de ZnO con morfologías identificadas como ZnO-P, ZnO-L y ZnO-R fueron incorporadas en medios de cultivo con agar PDA. Se añadieron a cada caja Petri (con 90 mm de diámetro) las cantidades necesarias de MPs de ZnO y fungicida comercial (ICF), seguido del volumen necesario de medio de cultivo con agar PDA para alcanzar concentraciones finales de 200 (C), 500 (B) y 1000 (A) ppm. Los controles negativos fueron cajas Petri con medio de cultivo agar PDA sin MPs de ZnO. Para cada concentración se preparó por triplicado. Los medios de cultivo se mantuvieron en observación durante 24 horas para evaluar su esterilidad.

Inoculación fúngica. La actividad antifúngica de las MPs de ZnO frente a Rhizoctonia sp. se evaluó mediante el método descrito por ^{Derbalah et al. (2019}), con algunas modificaciones. Para el ensayo se utilizó una cepa de Rhizoctonia sp. aislada de una papa adquirida en Chihuahua, Chih. México. Para este ensayo se prepararon un total de 39 cajas Petri, 27 para los tratamientos con las MPs de ZnO, tres réplicas independientes para el control negativo y nueve para el control positivo (ICF).

Se colocó un disco de agar de 5 mm de diámetro en cajas Petri con el cultivo de Rhizoctonia sp., luego se incubó a 27 ± 1 °C durante 7 días. El crecimiento radial se midió cada 24 h usando un vernier.

Análisis microscópico. Después de siete días de inoculación, se preparó por duplicado, para las observaciones en fresco (preparaciones húmedas) de la siguiente manera. Se colocó micelio del hongo desde las cajas Petri en portaobjetos con una gota de azul de algodón lactofenol; se cubrieron con un cubreobjetos y se observaron en un microscopio ZEISS modelo Primostar 1.

Análisis estadístico. Un diseño factorial con tres factores fue desarrollado, el modelo general del diseño experimental se muestra en la ecuación (1):

yijkl = m + MPi + Cj + Dk + MPi*Cj + MPi*Dk + Cj*Dk + MPi*Cj*Dk + eijkl(1)

Donde yijkl es la variable de respuesta (crecimiento micelial en mm), m es la media global, MPi representa el tipo de micropartícula con niveles ZnO-P, ZnO-R, ZnO-L y el control positivo ICF; Cj corresponde a la concentración de MP con niveles 200, 500 y 1000 ppm; Dk es el tiempo de crecimiento micelial con niveles 1 al 7, l es el número de repeticiones y e es el error. También, el modelo incluye las interacciones dobles (MPi * Cj, MPi * Dk, y Cj* Dk) y el triple (MPi * Cj * Dk).

Se aplicaron las pruebas de Grubbs y Kolmogorov-Smirnov para detectar valores atípicos y evaluar la normalidad de los datos, respectivamente. Posteriormente, se realizó un análisis de varianza (ANOVA) para identificar los efectos significativos de los factores y sus interacciones. Por último, se realizaron pruebas de comparación múltiple de medias mediante la prueba de diferencia mínima significativa (LSD) de Fisher. Todos los análisis se realizaron en los programas MINITAB 20.3 y OriginPro 2021, con un nivel de significancia de p ≤ 0.05.

Resultados

Caracterización fisicoquímica. Las micrografías por MEB de las tres morfologías y las distribuciones de tamaño de las MPs se muestran en la Figura 1. Se incluyeron imágenes de cada morfología adquiridas en baja y alta magnificación. La mayoría de ellas presentan una forma hexagonal, con tamaños variables según el tipo de morfología. Las micrografías de las Figuras 1A y 1D muestran partículas en forma de prismas hexagonales (ZnO-P) con un tamaño medio de 8487 ± 2074 nm, y la mayoría de ellas presenta marcadas hendiduras en su superficie (Figura 1D). En el caso de las partículas laminares (ZnO-L), se observan con distintas orientaciones (Figuras 1B y 1E). El diámetro promedio observado fue de 508

± 155 nm y el espesor aproximado fue de 60 nm, exhibiendo una superficie lisa. En el caso de las partículas en forma de varillas (ZnO-R), en las imágenes se observan partículas alargadas en forma de prisma hexagonal puntiagudo (Figura 1C y Figura 1F) con una longitud media de 2326 ± 1437 nm. Estas imágenes confirman la síntesis de las tres morfologías de MPs de ZnO.

Figura 1 Micrografías obtenidas por MEB de las MPs de ZnO con las tres morfologías, ZnO-P (A, D), ZnO- L (B, E) y ZnO-R (C, F). Distribución de tamaños de partículas de ZnO-P (G), ZnO-L (H) y ZnO- R (I). 

Los patrones de difracción de rayos X muestran un perfil similar en todas las muestras obtenidas. En la Figura 2 se observa que todos los patrones presentan una estructura policristalina. Las intensidades no cambiaron proporcionalmente, aunque las partículas mostraron formas distintas (Figura 1). Estos patrones se indexaron para ZnO utilizando con la tarjeta JCPDS No. 00-036-1451. Estos resultados confirman la cristalinidad de las MPs de ZnO en las tres morfologías.

Figura 2 Patrones de difracción de rayos X (DRX) de las tres MPs de ZnO: ZnO-P (verde), ZnO-L (rojo) y ZnO-R (azul). Todos los picos de difracción se indexan con la estructura hexagonal de wurtzita del ZnO (JCPDF: 00-036-1451). 

Actividad antifúngica de MPs de ZnO frente a Rhizoctonia sp.

Observación macroscópica. El crecimiento micelial promedio (mm) de Rhizoctonia sp. durante los días de incubación se muestra en la Figura 3. Los valores corresponden a la media de tres réplicas de la prueba antifúngica y las barras de error representan la desviación estándar. El primer día, el control negativo mostró un crecimiento de 13.5 ±

0.42 mm (Figura 3E). A la concentración más baja (200 ppm), con el ICF se observó un tamaño de 11.9 ± 0.57 mm (Figura 3D). Por el contrario, en la muestra de ZnO-P se midió un crecimiento de 12.6 ± 2.11 mm (Figura 3A), lo que indica actividad antifúngica en esta etapa temprana con los tratamientos empleando MPs de ZnO. A la misma concentración, la muestra de ZnO-L presentó un diámetro de 8.9 ± 0.26 mm (Figura 3B) y la de ZnO-R, de 8.3 ± 0.36 mm (Figura 3C).

Figura 3 Crecimiento (mm) de Rhizoctonia sp. respecto al tiempo (días) con las muestras (A) ZnO-P, (B) ZnO-L y (C) ZnO-R comparadas con ICF (D) y el control negativo (E). Las etiquetas (A, B y C) en las gráficas corresponden a las concentraciones A: 1000 ppm, B: 500 ppm y C: 200 ppm. 

Después de tres días de incubación, el control negativo alcanzó un crecimiento de 45.7 ± 0.52 mm, valor inferior al obtenido con las concentraciones de 200 ppm y 500 ppm de ICF, que registraron 47.2 ± 2.5 mm y 46.4 ± 1.25 mm, respectivamente. También con 200 ppm de ZnO-P que alcanzó 47.7 ± 5.05 mm. El mismo día, con 1000 ppm de ZnO-R se observó la mayor actividad antifúngica, con una inhibición del crecimiento de 21 ± 2.36 mm.

Al sexto día, el control mostró un crecimiento de 80.7 ± 0.64 mm, que fue superado por las tres concentraciones de ICF y por las concentraciones de 200 ppm de ZnO-P y ZnO-R, que registraron crecimientos de 83 ± 3.46 mm y 82.7 ± 3.93 mm, respectivamente. Los resultados indican una menor eficacia antifúngica de los tratamientos en estas condiciones.

La inspección realizada con imágenes del séptimo día se presenta en la Figura 4, donde se ilustran con mayor detalle las diferencias entre los tratamientos. En estas imágenes, los números (1, 2 y 3) representan las tres repeticiones, y las letras A, B y C indican las concentraciones de 1000, 500 y 200 ppm, respectivamente. A 200 ppm (columna C) los tratamientos con MPs de ZnO no mostraron una diferencia notable en comparación con el control negativo (Figura 4E). A la concentración de 500 ppm (columna B), la muestra ZnO- P (Figura 4A) fue el tratamiento que causó la menor inhibición, aparte del ICF, seguido de la muestra ZnO-R (Figura 4C). Por el contrario, con 500 ppm de la muestra ZnO-L (Figura 4B) se observó la mayor inhibición de Rhizoctonia sp. A 1000 ppm (columna A) se observó una inhibición significativa en todos los tratamientos, siendo ZnO-R (Figura 4C) el que mostró la mayor actividad antifúngica, seguido de ZnO-L (Figura 4B).

Otra observación importante fue la presencia de esclerocios, las estructuras resistentes de Rhizoctonia sp., a 200 ppm en todos los tratamientos y el ICF. A 500 ppm, solo el ZnO-P (Figura 4A) presentó esclerocios, mientras que, a 1000 ppm, ninguno de los tratamientos dio lugar a su formación.

Figura 4 Morfología macroscópica del micelio aéreo. Rhizoctonia sp. en agar PDA con MPs: las imágenes se obtuvieron en la inspección del séptimo día, (A) ZnO-P, (B) ZnO-L, (C) ZnO-R en comparación con ICF (D) y el control negativo (E). Las etiquetas de las columnas (A, B y C) en los gráficos representan las siguientes concentraciones: A, 1000 ppm; B, 500 ppm; y C, 200 ppm. Los números etiquetados como 1, 2 y 3 representan el número de repeticiones. 

Observación microscópica. Las imágenes de la formación de hifas en sinema fueron obtenidas con un microscopio óptico y se muestran en la Figura 5. Las etiquetas A, B y C corresponden a concentraciones de 1000, 500 y 200 ppm, respectivamente. Estas imágenes revelaron hifas septadas largas de tamaño uniforme para el control negativo. La

ramificación de estas hifas fue perpendicular y las puntas de los septos terminales aparecen ligeramente curvadas y estrechas.

Los tratamientos con 200 ppm de las muestras de ZnO-P y ZnO-L, 500 ppm con la muestra de ZnO-P y 200, 500, 1000 ppm de ICF, mostraron la formación de hifas parecidas a estructuras sinemicas, caracterizadas por conidióforos agrupados en penachos o formaciones en forma de cepillo (^{Ormeño, 2024}). Además, a 200 ppm se observó una pérdida notable de la integridad de la membrana plasmática, especialmente en ZnO-R, donde el grosor de las hifas cambió, y en ZnO-L, se produjo un enrollamiento de las hifas. A la concentración más alta (1000 ppm, fila A), todos los tratamientos dieron lugar a una pérdida completa de la estructura micelial, con un grosor variable de las hifas, presentando hifas enrolladas y condensación de material, la cual se cree que es citoplasma,

según se observó al microscopio óptico (Figura 5).

Figura 5 Morfología microscópica de Rhizoctonia sp. en agar PDA con concentraciones de MPs de ZnO, A: 1000 ppm, B: 500 ppm y C: 200 ppm; ZnO-P, ZnO-L, ZnO-R en comparación con ICF y el control negativo tras 7 días de crecimiento. El aumento del microscopio óptico fue de 40X. Usando tinción azul de lactofenol. 

Análisis estadístico. Los resultados de los análisis de datos relativos a la hipótesis de normalidad se muestran en el análisis de la prueba de Grubbs, que evidencia la ausencia de valores atípicos (p = 0.05), similarmente la prueba de Kolmogorov-Smirnov comprobó la hipótesis de normalidad (p=0.05).

Los resultados de la ANOVA se presentan en Cuadro 1. El valor F del modelo fue estadísticamente significativo (p < 0.05), lo que indica que el modelo lineal es adecuado para el análisis. El valor de R² fue de 0.98, lo que indica que el modelo explica la varianza de manera significativa. Además, para todas las fuentes de variación, los valores F calculados fueron notablemente superiores a los valores F críticos correspondientes (F- valor » FCritic) y, en todos los casos, los valores p asociados fueron < 0.05. Estos resultados demuestran que los efectos observados son estadísticamente significativos y refuerzan la fiabilidad del modelo.

El ANOVA reveló diferencias significativas en los factores tratamiento, concentración y tiempo, así como en las interacciones dobles y triples con respecto a la variable de respuesta (crecimiento). Los resultados obtenidos mediante el ANOVA respaldan las observaciones previas de las Figuras 3 y 4.

El análisis comparativo de medias utilizando la prueba LSD de Fisher se muestra en las Figuras 6A, 6B y 6C, que corresponden a las comparaciones entre tratamientos, concentraciones y días, respectivamente. Como se puede observar, la comparación de medias en los diferentes niveles tanto para el tratamiento como para la concentración en los días respectivos revela diferencias significativas, ya que ninguno de los intervalos contiene un valor de 0.

Figura 6 Prueba de diferencias de medias para el crecimiento (mm) mediante la prueba LSD de Fisher para (A) tratamientos, (B) concentraciones y (C) tiempo (días). 

Discusión

Aunque los patrones de DRX confirman la misma fase cristalina en todas las muestras, las micrografías SEM revelan diferencias morfológicas significativas entre las partículas. Las variaciones observadas en la forma y el tamaño de las partículas confirman que las condiciones de síntesis tienen una influencia notable en la morfología (^{Gulati et al., 2016}; ^{Moazzen et al., 2012}; ^{Phan y Nguyen, 2017}; ^{Shaba et al., 2021}).

El crecimiento macroscópico de los hongos revela la actividad antifúngica de las MPs de ZnO en función de la concentración contra Rhizoctonia sp. Aunque se observó una inhibición mínima a 200 ppm, especialmente con ZnO-P e ICF, las MPs de ZnO-L y ZnO- R mostraron una mayor inhibición inicial del crecimiento fúngico a la misma concentración. Estas cualidades de las partículas sugieren que tanto la morfología como las propiedades superficiales influyen en su rendimiento antifúngico, tal y como se ha descrito en estudios anteriores (^{Cruz et al., 2023}; ^{Mantecón, 2015}).

La significativa disminución del crecimiento fúngico observada en la muestra de ZnO- R a 1000 ppm indica un efecto antifúngico especialmente fuerte, que puede atribuirse a su morfología alargada, que proporciona una mayor superficie activa y facilita interacciones más eficaces con las células fúngicas (^{Descanse et al., 2023}). Este comportamiento dependiente de la morfología ha sido ampliamente documentado en la literatura sobre nanoestructuras de ZnO, donde se ha observado que la forma y el tamaño se correlacionan con una mayor eficacia antimicrobiana (^{Tsror, 2010}; ^{Mendes et al., 2024}).

Además, la ausencia de formación de esclerocios a concentraciones más altas es muy significativa. Los esclerocios sirven como estructuras de supervivencia para Rhizoctonia sp., lo que les permite persistir en condiciones adversas y constituye el inóculo primario para futuras infecciones (^{Tsror, 2010}). La supresión de los esclerocios a 1000 ppm en todos los tratamientos, especialmente con las MPs de ZnO-L y ZnO-R, sugiere que estas partículas inhiben el crecimiento fúngico y también interfieren en el ciclo de vida del patógeno, lo que ofrece una ventaja potencial frente al tratamiento convencional con ICF (^{Mantecón, 2015}).

Los resultados, revelados por imágenes microscópicas, muestran que las MPs de ZnO tienen un efecto morfológico significativo sobre las hifas de Rhizoctonia sp. y que la intensidad de este efecto aumenta a concentraciones más altas. La presencia de estructuras similares a sinemas en los tratamientos con ZnO-P y ZnO-L, así como en los que contienen ICF, sugiere que la exposición a estos agentes puede inducir adaptaciones morfológicas o respuestas de estrés en el hongo (^{Ormeño, 2024}).

Las diferencias observadas en el diámetro y el enrollamiento de las hifas, especialmente con los tratamientos de las muestras ZnO-R y ZnO-L, indican un deterioro celular y podrían reflejar alteraciones en el crecimiento de la pared celular y la estabilidad del citoesqueleto, fenómenos que se describen habitualmente en células fúngicas expuestas a nanomateriales. Estos cambios morfológicos concuerdan con estudios previos que describen alteraciones inducidas por nanomateriales en hongos (^{Desvani et al., 2018}; ^{Garrido, 2016}).

A la concentración más alta, la pérdida completa de la morfología micelial, junto con la condensación citoplasmática, sugiere un daño celular grave. Estos efectos pueden atribuirse a mecanismos de estrés oxidativo, en los que las nanopartículas alteran los orgánulos celulares y aumentan la producción de especies reactivas de oxígeno (ROS) (^{Fu et al., 2014}; ^{León et al., 2022}). El rol de las ROS en la toxicidad inducida por nanopartículas está ampliamente documentado, ya que pueden provocar peroxidación lipídica, desnaturalización de proteínas y daño al ADN, lo que finalmente conduce a la muerte celular (Fu et al., 2014).

Estos resultados muestran el potencial de las MPs de ZnO, especialmente a concentraciones elevadas, para ejercer actividad antifúngica mediante la alteración física de las estructuras celulares y los mecanismos bioquímicos relacionados con el estrés oxidativo. Este doble efecto de acción podría posicionar a las MPs de ZnO como una alternativa prometedora o como complemento de los agentes antifúngicos tradicionales en el tratamiento de patógenos como Rhizoctonia sp.

Los análisis estadísticos confirman la fiabilidad de los datos experimentales y la idoneidad de emplear métodos paramétricos para una evaluación más detallada. La ausencia de valores atípicos y la verificación de la normalidad mediante las pruebas de Grubbs y Kolmogorov-Smirnov, junto con los gráficos de residuales, proporcionan pruebas sólidas que respaldan la integridad del conjunto de datos. Esta rigurosa validación estadística es esencial para evaluar fenómenos biológicos, especialmente en ensayos antifúngicos, donde la variabilidad puede ser elevada (^{Field, 2013}).

Los resultados significativos del ANOVA indican que los factores como tipo de tratamiento, concentración y tiempo de exposición (en días) tienen una fuerte influencia en el crecimiento fúngico. El alto valor de R² (0.98) indica un excelente ajuste del modelo a los datos experimentales, lo que sugiere que casi toda la variabilidad en las mediciones de crecimiento se explica por las variables experimentales y sus interacciones. Estos hallazgos son coherentes con las tendencias observadas en las Figuras 3 y 4, que enfatizan las diferencias morfológicas y de crecimiento entre los tratamientos.

La prueba LSD de Fisher aclara aún más las diferencias específicas entre los grupos de tratamiento, las concentraciones y el tiempo de inoculación en días, revelando diferencias significativas entre todas las condiciones evaluadas. El hecho de que ninguno de los intervalos de confianza incluya el cero refuerza la conclusión de que los tratamientos tuvieron efectos medibles y estadísticamente significativos sobre el crecimiento fúngico. Los resultados estadísticos validan las observaciones experimentales y confirman la eficacia de tratamientos específicos con MPs de ZnO, utilizando concentraciones más altas y tiempos de exposición prolongados, para inhibir el crecimiento fúngico. Estos resultados respaldan la posible aplicación de las MPs de de ZnO con morfología de varillas (ZnO-R) como agentes antifúngicos, lo que justifica futuras investigaciones destinadas a explorar su eficacia en diferentes condiciones ambientales y contra otros hongos fitopatógenos.

Conclusiones

Las partículas de ZnO con distintas morfologías mostraron una variación significativa en su actividad antifúngica. Al comparar las MPs de ZnO con las morfologías de prismas hexagonales, láminas y varillas a 200 ppm, se concluye que ninguna de ellas presenta actividad antifúngica. Sin embargo, a 500 ppm y 1000 ppm, todas las MPs de ZnO analizadas mostraron un efecto inhibidor, tanto en el crecimiento como en la presencia de esclerocios. En la concentración media, las partículas laminares (ZnO-L) dieron los mejores resultados. Por el contrario, a la concentración máxima, las partículas tipo varilla (ZnO-R) resultaron ser las inhibidoras más eficaces. El efecto de la morfología y la concentración de MPs de ZnO, así como el tiempo en días y sus interacciones, fue estadísticamente significativo en el crecimiento de Rhizoctonia sp. (p ≤ 0.05).

Estos resultados confirman el potencial uso de MPs de ZnO como fungicida con distintas morfologías en la agricultura. Sin embargo, es necesario realizar estudios in vivo para verificar y visualizar los efectos de las partículas de ZnO en las plantas.