Evaluación de inoculantes promotores de crecimiento en la producción de plantas de mezquite [Prosopis laevigata (Humb. Et Bonpl. ex Willd.) M. C. Johnst.] en Durango
Assessment of growth-promoter inoculants in plant production of mesquite (Prosopis laevigata (Humb. et Bonpl. ex Willd.) M. C. Johnst.) in Durango
Alejandro Quiñones Gutiérrez1, Vladimir González Ontiveros1, José Ramón Chávez Pérez1, Alfonso Vargas Martínez1 y Francisco Barrientos Díaz1
1Centro de Bachillerato Tecnológico Agropecuario (CBTA) No. 173, Durango. Correo-e: cbta173@yahoo.com.mx
]]>Fecha de recepción: 8 de mayo de 2013;
Fecha de aceptación: 10 de agosto de 2013.
RESUMEN
Se analizó el efecto de micorrizas y bacterias promotoras del crecimiento en plantas de mezquite (Prosopis laevigata) sobre la altura total, longitud radicular, peso de raíz y porcentaje de germinación en condiciones de invernadero y durante su adaptación en el sitio de plantación. Para la prueba de germinación se utilizaron distintas técnicas de escarificación en diez mezclas de sustrato, en bloques al azar, con 90 semillas cada uno, mismas que se dividieron en tres grupos de 30. Para evaluar el efecto de la inoculación, el material experimental se remojó durante 24 horas, y se probaron tres tratamientos: T1) combinación de rizobacterias Azobacter spp. y Azospirillum spp. (Invassore®) a una concentración de 1 x 108 UFC mL-1; T2) con micorrizas Glomus intraradices (Burize®) disuelto en 100 mL de agua (1 propágulo por cc), y T3), que sirvió como testigo, solo con agua destilada. El mayor porcentaje de germinación (70 %) se obtuvo mediante escarificación hídrica a 70 °C. Respecto al peso total, T1 mostró diferencias (P>0.05) que fueron consistentes con el peso de la raíz, en el que las plantas del mismo tratamiento lo incrementaron 51 %. La altura total, la longitud radicular y la altura del tallo también coincidieron, las plantas del T1 tuvieron los valores más altos, con diferencias significativas (P<0.05). Se determinó que la aplicación de rizobacterias en el mezquite favorece su desarrollo, al menos, en cuanto a las variables analizadas.
Palabras clave: Azobacter spp., Azospirillum spp., germinación, Glomus intraradices N. C. Schenck & G. S. Sm., longitud radicular, mezquite, Prosopis laevigata (Humb. et Bonpl. ex Willd.) M. C. Johnston.
ABSTRACT
The effect of mycorrhizae and growth promoting bacteria in mesquite plants (Prosopis laevigata) were analyzed on total height, root length, root weight and germination per cent under greenhouse conditions and during adaptation in the planting site. For the germination test, different techniques were used in ten scarifying substrate mixtures, using randomized blocks with 90 seeds each, these were divided into three groups of 30. To evaluate the effect of inoculation, material was soaked for 24 hours, and three treatments were tested: T1) Azobacter spp. rhizobacterial combination and Azospirillum spp. (Invassore®) at a concentration of 1 x 108 CFU mL-1; T2) mycorrhizal fungi (Glomus intraradices ,Burize®) dissolved in 100 mL of water (1 propagule per cc), and T3), which served as a control, only with distilled water. The highest germination per cent (70 %) was obtained by scarification water at 70 °C. On the total weight, T1 differences (P> 0.05) were consistent with the weight of the root, in which the plants of the same treatment increased 51%. The total height, root length and stem height also agreed, T1 plants had the highest values, with significant differences (P < 0.05). It was determined that application of the mesquite rizobacteriae promoting effects at least in terms of the variables analyzed.
]]> Key words: Azobacter spp., Azospirillum spp., Glomus intraradices N. C. Schenck & G. S. Sm., root length, mesquite, Prosopis laevigata (Humb. et Bonpl. ex Willd.) M. C. Johnston.
INTRODUCCIÓN
En México las zonas áridas están representadas por 23 millones de km2 y las semiáridas por 56 millones de km2, que en conjunto representan 40 % de la superficie total del territorio mexicano. Las áreas naturales de mezquite [Prosopis laevigata (Humb. et Bonpl. ex Willd.) M.C. Johnston] en el estado de Durango han sido perturbadas por cambios en el uso del suelo, especialmente, con el fin de aumentar la superficie agrícola y ampliar potreros ganaderos (Ríos et al., 2010). En la región de Nuevo Ideal, la producción agropecuaria constituye la principal actividad económica, lo cual afecta los ecosistemas por la tala de matorrales para crear nuevas parcelas, por el sobrepastoreo y la explotación de leña como recurso energético. El carácter multiusos de los mezquitales, aunado a las actividades humanas han conducido a su intensa destrucción (Challenger, 1998).
La importancia ecológica del mezquite radica en su capacidad como planta fijadora de nitrógeno atmosférico, el cual enriquece al suelo a su alrededor y propiciar la aportación de nutrientes; con ello, se promueve el crecimiento de los matorrales asociados y se previene la erosión del suelo. Además, actúa como planta nodriza de numerosas especies vegetales, lo que a su vez favorece la presencia de aves y roedores (Bravo-Hollis, 1978).
Ante la necesidad de propagar las especies vegetales nativas con potencial de crecer en zonas muy alteradas e inducir la fertilidad del suelo, la creación de microclimas y la regeneración del ciclo hidrológico, a fin de restaurar las condiciones similares a las originales y restablecer, al menos en parte, la flora y fauna nativas, los objetivos del presente estudio consistieron en evaluar dos tipos de escarificación de la semilla de mezquite y su influencia en la germinación, por un lado, y, por otro, analizar el efecto de dos tipos de inoculación con microorganismos simbióticos en campo e invernadero.
MATERIALES Y MÉTODOS
El estudio se realizó en el Centro de Bachillerato Tecnológico Agropecuario (CBTA) No. 173 que está ubicado en la población Nuevo Ideal, Durango a una altitud de 1 990 m con clima semiseco templado y precipitación promedio anual de 437.9 mm (INEGI, 2002).
Recolección, tratamiento y almacenamiento de semillas
]]> Se usó semilla de mezquite procedente de cuatro árboles de la localidad Gautimapé, Nuevo Ideal. La cantidad de vainas fue variable, respecto a la productividad del árbol, para un total de 2 000 semillas.La recolecta se llevó a cabo de julio a septiembre, y el recorrido se hizo en línea recta entre los puntos 1 (24°49'52.79"N, longitud 104°53'28.69"O) y 2 (24°50'42.91"N, 104°52'9.62"O), cerca de la laguna de Santiaguillo (Figura 1). Las vainas se guardaron en costales de plástico. Posteriormente, fueron secadas por exposición a la luz solar, hasta alcanzar 6 % de humedad. El peso de las vainas de cada árbol se obtuvo con una balanza electrónica. Por individuo de mezquite se tomó una muestra de 10 g de la semilla para calcular la cantidad de sanas y dañadas.
Método de extracción de semillas
Se utilizó un método mecánico en el que la semilla se separó del endocarpio mediante un prototipo de molino eléctrico modificado para granos, en el cual se dejó una apertura de 2 mm entre los trituradores para facilitar la extracción del material con daños mínimos.
Germinación
Las semillas se desinfectaron con una solución de fungicida comercial (Tecto SC) 2 % y se enjuagaron con agua corriente. Se usaron 1 000 semillas de mezquite para la prueba de germinación, y se siguió la técnica de escarificación propuesta por Argumedo et al. (2001). Cada lote se dividió, al azar, en 10 grupos de 100 semillas para someterlos a 10 tratamientos (T), con 4 repeticiones: T1) testigo, se remojaron en agua destilada durante 8 minutos, a temperatura ambiente (≈17 °C). En los tratamientos de T2 a T8, se colocaron en agua caliente destilada a 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 y 100 °C respectivamente durante 8 minutos, todos correspondieron a escarificación hídrica (Argumedo et al., 2001). La escarificación química se realizó en los tratamientos T9 y T10, en los que las semillas se pusieron en una solución de ácido clorhídrico 4 M a 37 °C durante 8 y 16 minutos, respectivamente.
La siembra se hizo en charolas de plástico de 100 cavidades, con capacidad de 50 cc, por grupos de los diferentes tratamientos (Cuadro 1).
]]>
Se realizó la inoculación con el tratamiento correspondiente. Para la germinación en invernadero se emplearon charolas de poliestireno con 25 semillas cubiertas con papel absorbente humedecido con agua. Se escarificaron y se enjuagaron con agua corriente y fueron secadas a temperatura ambiente. Se probaron dos tipos de inoculantes promotores de crecimiento: T1 = rizobacterias (Azotobacter spp. y Azospirillum spp.) y T2 = hongo micorrícico (Glomus intraradices N. C. Schenck & G. S. Sm.), para lo cual se sumergieron las semillas en la solución preparada durante 12 h, el inoculante se disolvió en 100 mL de agua (1 propágulo cc-1) y las rizobacterias Azobacter spp. y Azospirillum spp. (Invassore®). Se utilizaron 100 mL, a una concentración de 1x108 unidades formadoras de colonias por mL (UFC Ml-1). A las 2 semanas de la germinación, las plantas se inocularon nuevamente.
Las plántulas se trasplantaron en tubetes de polipropileno de 25 cavidades, con una capacidad volumétrica de 160 mL. Estos se llenaron con los sustratos propuestos (Cuadro 1); en cada uno de ellos se colocó un individuo de mezquite y todos se mantuvieron bajo malla-sombra de 50 % de luminosidad. Se aplicó riego cada 48 h. El porcentaje de supervivencia se evalúo a los cinco meses posteriores al trasplante.
Para comparar los resultados de los diferentes tratamientos se efectuaron análisis de varianza (ANOVA) y se realizó una comparación de medias por Tukey a un nivel de significancia del 5 % (Steel et al., 1986), para lo cual se usó el paquete estadístico de Olivares (1994).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Peso de las semillas
El peso de las vainas de cada árbol correspondió al intervalo de 0.5 a 4.9 kg, cifras inferiores a las registradas por Ríos et al. (2010) de 0.7 a 7.6 kg por árbol, lo que probablemente se deba a la sequía recurrente en la región, de donde procede la semilla.
Calidad de la semilla
]]> Con el método mecánico se obtuvo 4.7 % de daño abrasivo, aunque el mayor impacto negativo lo causaron los gorgojos (Algarobius prosopis Le Conte), los cuales afectaron el embrión. Johnson (1983) declara valores entre 8 y 93 % de las semillas dañadas por dicho insecto.Análisis proximal de hojas y vainas de los mezquites muestreados
Respecto a la calidad de la vaina de mezquite como forraje, en el Cuadro 2 se observa la media de los análisis bromatológicos.
Estos datos concuerdan con Zolfaghari y Harden (1982), quienes consignan semillas con 39.34 % de contenido de proteína. Con base en estos resultados, las vainas y hojas de mezquite constituyen elementos de buena calidad para la alimentación del ganado por su alto contenido de proteína.
Determinación de germinación de la semilla de mezquite de los diferentes tratamientos
El registro inició a la semana siguiente que fueron sembradas, y posteriormente se tomaron datos cada siete días, durante un mes. El criterio para considerar la germinación de la semilla fue cuando los cotiledones emergieron totalmente.
Las temperaturas más adecuadas para inducir la germinación están entre 70 y 80 °C (Cuadro 3); estos datos concuerdan con los de Argumedo et al. (2001). Los resultados de la escarificación con el ácido clorhídrico evidencian un nivel bajo de germinación en las semillas, lo que significa que no pierden su latencia (Cuadro 4).
]]>Evaluación de la inoculación con hongos micorrícicos y rizobacterias
Después de cinco meses de haber inoculado con hongos micorrízicos y rizobacterias, se eligieron al azar 10 plantas de cada tratamiento, que fueron utilizadas para determinar las variables de peso total, peso del tallo, peso de la raíz, altura total altura de tallo y longitud radicular. En el Cuadro 4 se muestra el peso total de las plantas inoculadas; se observa que los individuos con Azotobacter spp. y Azospirillum spp. son diferentes a las inoculadas con G. intraradices y al testigo (0.318, 0.163 y 0.142 g, respectivamente) con un incremento de 51 %, datos que son similares a los citados por Villegas et al. (2010) para esta variable (29 % más de crecimiento) con inoculante de Bacillus amyloliquefaciens Fukumoto.
Respecto a la longitud radicular, el tratamiento 1 (inoculado con bacteria) fue diferente a los tratamientos 2 y 3 (p>0.05), resultados que difieren de lo documentado en otros estudios, en los que no se registran diferencias significativas entre la planta de mezquite inoculada y el testigo (Villegas et al., 2010).
La fijación biológica de nitrógeno constituye el principal aporte natural de nitrógeno hacia la biósfera. La adquisición y fijación del nitrógeno es fundamental para el crecimiento y desarrollo vegetal, superada en importancia sólo por la fotosíntesis (Rodríguez, 1982).
]]> Respecto a las variables de peso fresco de tallo, raíz y peso total de los diferentes tratamientos de las plantas de mezquite evaluadas, hubo diferencias significativas (P>0.05) entre el tratamiento T1 (rizobacteria) con los tratamientos T2 (hongo micorrícico) y T3 (testigo) (Figura 2) (Cuadro 5). En contraste a lo registrado por Villegas et al. (2010), quienes no tuvieron diferencias entre plantas inoculadas con B. amyloliquefaciens y el testigo. Una función de estos microorganismos es la estimulación del crecimiento de las plantas, a través de la síntesis o inducción de fitohormona, como las auxinas o giberelinas (AG3) (Jiménez, 2001). Estudios previos de interacción planta-microorganismo en especies del desierto como el cardón (Pachycereus pringlei Britton & Rose) indican que existe una respuesta superior a 35 y 45 %, en comparación con aquéllas que no son inoculadas (Carrillo et al., 2002).
Porcentaje de supervivencia de plantas de mezquite de cada tratamiento
Las plantas de mezquite de todos los tratamientos que recibieron 2.5 L de agua al mes, se secaron. El Material vegetal regado con 5 L al mes sobrevivieron en 16.6 % para todos los tratamientos; cuando se aplicaron 10 L de agua al mes la sobrevivencia fue de 90 %. Esto se debe a que en la región existen largos periodos de sequía, que aunado al efecto de las altas temperaturas, aumentan los requerimientos de riego auxiliar, por lo que es recomendable plantar en época de lluvia (Medina et al., 1998).
]]> No se detectaron plagas en el tiempo de experimentación. Los animales silvestres como la tuza (Geomy ssp.) causaron daños de 5 % en los primeros días de la plantación, al roer la base del tallo y raíces. El ganado bovino afectó 83.3 % de una parcela donde se plantó mezquite, al alimentarse de los brotes de la planta y en ocasiones, sacarla del suelo. Es necesario proteger el área hasta que los árboles alcancen un tamaño suficiente (de 2 a 3 m), con el propósito de que no sean ramoneados y pisoteados por el ganado (Piña, 1994).La supervivencia de las plantas de mezquite en tiempos de sequía depende, entre otras cosas, de mantener riegos de auxilio, del cuidado del ganado bovino y del de la depredación por roedores.
La inoculación con rizobacterias y hongos micorrícicos incrementa la supervivencia del mezquite en época de sequía con riego de 10 L al mes en 3.34 y 1.50 %, respectivamente, en relación con el testigo. Estos datos concuerdan con los obtenidos por Monroy-Ata et al. (2007), quienes al aplicar inoculantes micorrízicos al mezquite y al huizache (Acacia spp.) registraron supervivencia 2.8 veces mayor que el testigo.
CONCLUSIONES
La semilla de mezquite puede extraerse utilizando un molino mecánico eléctrico. Las vainas y hojas de Nuevo Ideal tienen alto contenido de proteína.
La escarificación hídrica a 70 - 80 oC durante 8 minutos es correcta para terminar el periodo de latencia de las semillas, para su posterior germinación en una mezcla húmeda de sustrato fértil canadiense, lombricomposta y arena.
La inoculación con Azotobacter spp. y Azospirillum spp. favoreció el crecimiento de tallo y raíz en el mezquite, así como supervivencia en campo, aun en tiempo de sequía, mediante la aplicación de riegos de auxilio.
AGRADECIMIENTOS
]]> A COSDAC por apoyar el proyecto de investigación en el Programa de Investigación e Innovación Educativa 2012 con clave de Proyecto 019.12-P05.
REFERENCIAS
Argumedo J., R., M. Alvarado R. y R. D. Valdez C. 2001. Escarificación de semillas de mezquite (Prosopis laevigata) para aumentar la eficiencia en la germinación. In: Memoria de las 5as Jornadas de Investigación del 25 al 29 de junio de 2001. Universidad Autónoma de Zacatecas. Zacatecas, Zac., México. 8 p. http://manosdelatierra.wikispaces.com/file/view/Escarificaci%C3%B3n+de+semillas+de+mezquite.pdf. (8 de mayo de 2013). [ Links ]
Bravo-Hollis, H. 1978. Las cactáceas de México. Vol. I. Universidad Nacional Autónoma de México. México D.F. México. 719 p. [ Links ]
Carrillo, A. 2002. Efecto de Azospirillum brasilenses en Cardón. Tesis de maestría en uso, manejo y preservación de los recursos naturales. Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste. La Paz, BCS. México. 98 p. [ Links ]
Challenger, A. 1998. Utilización y conservación de los ecosistemas terrestres de México: pasado, presente y futuro. Comisión Nacional para la Biodiversidad-Instituto de Biología UNAM. Agrupación Sierra Madre. México D. F. México. 813 p. [ Links ]
Instituto Nacional de Estadística y Geografía (INEGI). 2002. Cuaderno Estadístico Municipal de Durango. Durango, Dgo. México. 180 p. [ Links ]
Jiménez D., R., G. Virgen C., S. Tabares F. y V. Olalde P. 2001. Bacterias promotoras de crecimiento de plantas: agro-biotecnología. Avance y Perspectiva 20: 395-400. [ Links ]
Medina G., G., J. A. Ruiz C. y R. A. Martínez P. 1998. Los Climas de México. Libro Técnico Núm. 1. SAGAR. INIFAP- CIRPAC. Guadalajara Jal. México. 103 p. [ Links ]
Monroy-Ata, A., J. Estévez-Torres, R. García-Sánchez y R. Ríos-Gómez. 2007. Establecimiento de plantas mediante el uso de micorrizas y de islas de recursos de un matorral xerófilo deteriorado. Bol. Soc. Bot. Méx. 80 (suplemento):49-57. [ Links ]
Olivares S., E. 1994. Paquete de diseños experimentales de la Facultad de Agronomía. Universidad Autónoma de Nuevo León. Marín, NL. México. s/p [ Links ]
Piña P., F. 1994. Selección de especies forestales para el establecimiento de postes vivos para cercos en Baja California Sur. Campo Experimental Todos Santos. CIR-NO, INIFAP, SARH. La Paz, BCS. México. 14 p. [ Links ]
Rodríguez C., E. 1982. Improved medium for isolation of Azospirillum spp. Appl. Environ. Microbiol. 44(4): 990-991. [ Links ]
Ríos S., J. C., E. Soto C. y R. Rosales S. 2010. Evaluación de métodos de extracción de semilla para la conservación del mezquite en Durango, México. In: VI Simposio Internacional Sobre Manejo Sostenible de Recursos Forestales. (SIMFOR 2010). Pinar del Río, Cuba. 8 p. [ Links ]
Steel, R. G., J. H. Torrie and D. A. Dickey.1986. Principles and procedures of statistics: a biometrical approach. McGraw-Hill Co., Series: McGraw-Hill Series in Probability and Statistics. New York NY. USA. 672 p. [ Links ]
Villegas-Espinosa, J. A., E. O. Rueda-Puente, B. Murillo-Amador, M. E. Puente, O. Grimaldo-Juárez, S. M. Avilés-Marín y J. F. Ponce-Medina. 2010. Efecto de la inoculación de Azospirillum halopraeferens y Bacillus amyloliquefaciens en la germinación de Prosopis chilensis Tropical and Subtropical Agroecosystems 12(1): 19-32. [ Links ]
]]>Zolfaghari, R. and M. Harden. 1982. Nutritional value of mesquite beans (Prosopis glandulosa ). In: Parker, H. W. (ed.). Mesquite Utilization. Texas Tech University. College of Agricultural Sciences. Lubbock, TX. USA. pp. 1-9. [ Links ]
]]>
