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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Cambios en el metabolismo cardíaco y su posible aprovechamiento en la terapéutica (Parte I)]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[We describe different metabolic states of the heart, during developmental stages, hypoxia and illness, to understand and use them to try to reestablish the normal conditions. (Arch Cardiol Mex 2003; 73:218-229).]]></p></abstract>
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<kwd lng="en"><![CDATA[Heart development]]></kwd>
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</front><body><![CDATA[  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="4">Revisi&oacute;n de temas cardiol&oacute;gicos</font></p>     <p align="justify">&nbsp;</p>     <p align="center"><font face="verdana" size="4"><b>Cambios en el metabolismo card&iacute;aco y su posible aprovechamiento en la terap&eacute;utica (Parte I)</b></font></p>     <p align="center">&nbsp;</p> 	    <p align="center"><font face="verdana" size="3"><b>Changes in cardiac metabolism and their possible use in therapeutics (Part I)</b></font></p> 	    <p align="justify">&nbsp;</p> 	    <p align="center"><font face="verdana" size="2"><b>Roxana Carb&oacute;* y Ver&oacute;nica Guarner*</b></font></p>     <p align="center">&nbsp;</p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><i>* Departamento de Fisiolog&iacute;a del Instituto Nacional de Cardiolog&iacute;a "Ignacio Ch&aacute;vez"</i></font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Correspondencia:</b>    <br> Roxana Carb&oacute; Zabala.     <br>Instituto Nacional de Cardiolog&iacute;a "Ignacio Ch&aacute;vez"     <br>(INCICH, Juan Badiano No. 1 Col. Secci&oacute;n XVI     <br>Tlalpan 14080 M&eacute;xico, D.F.).     <br>Tel: 01&#45;5&#45;573&#45;29&#45;11 ext. 1278, 1222. Fax: 01&#45;5&#45;573&#45;09&#45;26.     <br>E&#45;mail: <a href="mailto:roxcarboz@yahoo.com">roxcarboz@yahoo.com</a>; <a href="mailto:roxana.carbo@cardiologia.org.mx">roxana.carbo@cardiologia.org.mx</a></font></p>     <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Recibido: 29 de enero de 2002    ]]></body>
<body><![CDATA[<br>Aceptado: 28 de marzo de 2003</font></p> 	    <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Resumen</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El prop&oacute;sito de esta revisi&oacute;n es analizar las diferentes rutas metab&oacute;licas utilizadas por el coraz&oacute;n en momentos del desarrollo y situaciones como la hipoxia y la enfermedad, para tratar de comprenderlas y utilizarlas para restablecer las condiciones normales en c&eacute;lulas que se encuentran comprometidas durante un infarto.</font></p>         <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Palabras clave:</b> Metabolismo card&iacute;aco. Hipoxia. Coraz&oacute;n en el desarrollo. </font></p>     	    <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Abstract</b></font></p>        <p align="justify"><font face="verdana" size="2">We describe different metabolic states of the heart, during developmental stages, hypoxia and illness, to understand and use them to try to reestablish the normal conditions. (Arch Cardiol Mex 2003; 73:218&#45;229).</font></p>  	     <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Key words:</b> Cardiac metabolism. Hypoxia. Heart development.</font></p>     <p align="justify">&nbsp;</p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Metabolismo card&iacute;aco y sus cambios durante distintas condiciones</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Introducci&oacute;n</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Aunque el coraz&oacute;n adulto normalmente consume &aacute;cidos grasos para su metabolismo, durante el desarrollo y en la hipoxia, su metabolismo depende de glucosa. Este cambio puede ser una reminiscencia de la evoluci&oacute;n, ya que se ha propuesto que el coraz&oacute;n fue primero dependiente de glucosa y posteriormente pas&oacute; a depender de los &aacute;cidos grasos. Durante la hipoxia y la isquemia, el cambio en el metabolismo hacia el consumo de carbohidratos es una situaci&oacute;n de emergencia que rescata la posibilidad de sacar adelante al metabolismo celular en una situaci&oacute;n comprometida y pudiera representar la reversi&oacute;n hacia el patr&oacute;n del metabolismo presente en los fetos y reci&eacute;n nacidos. A pesar de que tanto en los fetos y reci&eacute;n nacidos, as&iacute; como algunas veces en los corazones adultos prive preferentemente el metabolismo anaerobio, sus condiciones son diferentes e inequiparables y sin embargo se puede tratar de compararlos para obtener un mejor conocimiento del metabolismo del miocardio, lo cual llevar&iacute;a al dise&ntilde;o de mejores estrategias para preservar la estructura del miocardio y su funci&oacute;n durante la hipoxia.<sup>1</sup></font></p>  	 	    <p align="justify">&nbsp;</p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Metabolismo card&iacute;aco adulto</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Los requerimientos metab&oacute;licos del coraz&oacute;n adulto son bastante similares entre las diferentes especies de mam&iacute;feros.<sup>2</sup> Experimentalmente se ha demostrado que el metabolismo del coraz&oacute;n adulto utiliza &aacute;cidos grasos preferentemente sobre los carbohidratos para la obtenci&oacute;n de energ&iacute;a tanto en estudios <i>in vivo</i> como <i>in vitro</i><sup>3,4</sup> y este tipo de sustrato es el responsable de m&aacute;s de la mitad del consumo de ox&iacute;geno.<sup>5</sup> No obstante, en este &oacute;rgano, existe una tasa m&iacute;nima de oxidaci&oacute;n de glucosa para alimentar el ciclo de &aacute;cido c&iacute;trico con piruvato que pasa a acetil CoA o a oxaloacetato. La utilizaci&oacute;n de carbohidratos y &aacute;cidos grasos est&aacute; regulada por las tasas de consumo y producci&oacute;n de componentes de alta energ&iacute;a en el m&uacute;sculo card&iacute;aco. En el coraz&oacute;n bien oxigenado cuando se incrementa su actividad, el consumo de &aacute;cidos grasos y/o de glucosa se acelera, aunque los &aacute;cidos grasos contin&uacute;an siendo el principal sustrato oxidativo. </font></p> 	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El metabolismo de &aacute;cidos grasos es el mayor productor de ATP en el coraz&oacute;n, esta v&iacute;a, a pesar de que requiere aproximadamente 11% m&aacute;s ox&iacute;geno, produce una cantidad equivalente de ATP a la obtenida por la oxidaci&oacute;n de glucosa con tres veces menos mol&eacute;culas.<sup>6</sup> La oxidaci&oacute;n de &aacute;cidos grasos es la mayor fuente (60&#45;90%) de acetil coenzima A en la mitocondria. &Eacute;sta puede provenir tambi&eacute;n de la transferencia de piruvato glucol&iacute;tico. Esa acetil coenzima A entra al ciclo de &aacute;cidos tricarbox&iacute;licos (ciclo de Krebs) donde es oxidada y utilizada para producir las coenzimas reducidas (nicotina&#45;adenin&#45;dinucle&oacute;tido o NADH y flavin&#45;adenin&#45;dinucle&oacute;tido o FADH<sub>2</sub>) que se utilizan como cofactores enzim&aacute;ticos para la cadena respiratoria o de transporte de electrones. En condiciones de oxigenaci&oacute;n la cadena de transferencia de electrones saca de la mitocondria protones y fosforilar el ADP y, producir ATP y este proceso se llama fosforilaci&oacute;n oxidativa. Cuando el ox&iacute;geno se encuentra presente para la fosforilaci&oacute;n oxidativa, la ATPasa act&uacute;a como sitio de producci&oacute;n de ATP en las c&eacute;lulas animales. Se sabe que el 20% de todo el ox&iacute;geno consumido por cualquier tipo celular en los mam&iacute;feros es empleado en la fuga de protones de la mitocondria m&aacute;s que en la respiraci&oacute;n mitocondrial y del 80% que s&iacute; est&aacute; acoplado a la s&iacute;ntesis de ATP, el 25% se utiliza para la s&iacute;ntesis de prote&iacute;nas, el 19% por la ATPasa de Na<sup>+</sup>/K<sup>+</sup>, el 5% por la ATPasa de Ca<sup>2+</sup>, el 3% por la ATPasa de actinomiosina y 7% para la producci&oacute;n de sustratos gluconeog&eacute;nicos como el lactato, proceso que se lleva a cabo en el h&iacute;gado.<sup>7</sup></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La presencia y sobre todo el metabolismo de los &aacute;cidos grasos de cadena larga inhiben el transporte de glucosa.<sup>4</sup> La presencia de altos niveles de &aacute;cidos grasos inhibe el complejo de la piruvato deshidrogenasa y la tasa de oxidaci&oacute;n de glucosa es menor de modo que la gluc&oacute;lisis que ocurre genera lactato en lugar de piruvato, produciendo la acidificaci&oacute;n que se observa en la isquemia en la que adem&aacute;s hay limitaci&oacute;n del aporte de ox&iacute;geno.</font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El transporte de glucosa a trav&eacute;s de la membrana de las c&eacute;lulas musculares se encuentra mediado por dos miembros de la familia de prote&iacute;nas transportadoras de glucosa conocidas como Gluts, espec&iacute;ficamente el GLUT 1 y el 4, estas mol&eacute;culas no requieren de energ&iacute;a permitiendo el equilibrio de concentraciones de glucosa entre el exterior y el interior celular. Se conocen varios factores que incrementan el transporte de glucosa en el m&uacute;sculo card&iacute;aco, como la actividad metab&oacute;lica y funcional de la c&eacute;lula, cambios en la disponibilidad de sustratos, entre ellos los &aacute;cidos grasos, la presencia de insulina y el ejercicio.</font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La oxidaci&oacute;n de glucosa se considera como la transformaci&oacute;n total de la mol&eacute;cula de glucosa a CO<sub>2</sub> y H<sub>2</sub>O generando un total de 38 mol&eacute;culas de ATP. La gluc&oacute;lisis es una v&iacute;a metab&oacute;lica constitutiva vital y su ausencia no es compatible con la vida. Se la considera como la ruta metab&oacute;lica que transforma la glucosa en piruvato en presencia de ox&iacute;geno con una ganancia neta de 2 mol&eacute;culas de alta energ&iacute;a (ATP). Si este proceso ocurre en ausencia de ox&iacute;geno se genera lactato como producto final, con un rendimiento energ&eacute;tico semejante. Esta v&iacute;a tiene una funci&oacute;n doble: degradar la glucosa para generar ATP y suministrar unidades de tres carbonos que se usar&aacute;n en otros procesos metab&oacute;licos.<sup>8</sup> </font></p> 	    ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="verdana" size="2">La inhibici&oacute;n de la v&iacute;a glucol&iacute;tica puede ocurrir a nivel de diferentes enzimas como son: <i>hexocinasa, fosfofructocinasa, GAPDH, piruvato cinasa</i> que son citos&oacute;licas y de la <i>piruvato deshidrogenasa</i> que es mitocondrial. A continuaci&oacute;n se especifican tanto las funciones como los procesos que las inhiben o estimulan. </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La <i>hexocinasa,</i> es la enzima encargada de la fosforilaci&oacute;n de la glucosa y cataliza el primer paso en la gluc&oacute;lisis. La reacci&oacute;n es esencialmente irreversible en condiciones fisiol&oacute;gicas y en ella, la mol&eacute;cula neutra de glucosa se prepara para las etapas enzim&aacute;ticas subsiguientes al fosforilarse por el ATP; se forma una mol&eacute;cula cargada negativamente que ya no puede salirse otra vez al medio extracelular. En las c&eacute;lulas hay relativamente poca glucosa libre y la mayor parte de la glucosa intracelular existe en forma fosforilada o almacenada como gluc&oacute;geno.<sup>9</sup> La hexocinasa es regulada por un n&uacute;mero de factores existentes en el m&uacute;sculo card&iacute;aco, como son concentraciones de ATP, ADP, AMP, Pi y cationes divalentes.<sup>10</sup> Sin embargo, la hexocinasa es inhibida por su propio producto de reacci&oacute;n, la glucosa&#45;6&#45;fosfato. Existen dos tipos de hexocinasa en el coraz&oacute;n, hexocinasa I y II, siendo la primera predominante en la etapa fetal y neonatal, y la segunda en los adultos.<sup>11</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Otra enzima glucol&iacute;tica importante es la <i>fosfofructocinasa.</i> En realidad existen dos isoformas; la PFK1 que es responsable de la fosforilaci&oacute;n de la fructosa&#45;6&#45;fosfato a fructosa 1&#45;6 difosfato. Este es el punto cr&iacute;tico y de mayor control de la gluc&oacute;lisis, el cual est&aacute; sujeto a una fuerte regulaci&oacute;n metab&oacute;lica, principalmente por los productos del ciclo del &aacute;cido c&iacute;trico. Esta enzima se ve estimulada por ADP, calcio, fructosa&#45;2&#45;6&#45;difosfato y magnesio y se ve inhibida por el ATP, el citrato y por la acumulaci&oacute;n de protones. Durante la oxigenaci&oacute;n la sobreproducci&oacute;n de citrato y ATP produce un decremento en la tasa glucol&iacute;tica y por ende disminuci&oacute;n de un aporte de piruvato a la mitocondria. Niveles elevados de citrato significan que existen precursores biosint&eacute;ticos en abundancia por lo que ya no hay que degradar. Durante la falta de ox&iacute;geno tanto el ATP como el citrato bajan y estimulan la gluc&oacute;lisis. La inhibici&oacute;n de la fosfofructocinasa causa un incremento en la concentraci&oacute;n intracelular de glucosa&#45;6&#45;fosfato y de la fructosa&#45;6&#45;fosfato.<sup>11</sup> La PFK2 forma fructosa 2&#45;6 difosfato a partir de fructosa 6 fosfato la cual activa a la PFK1 al aumentar su afinidad por la fructosa y disminuir el efecto inhibidor del ATP.<sup>12</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La <i>gliceraldeh&iacute;do 3&#45;fosfato deshidrogenasa (GA&#45;PDH)</i> es otra enzima en la v&iacute;a a la cual se la considera un punto muy importante de regulaci&oacute;n en el caso de la isquemia. Durante el ciclo catal&iacute;tico, en presencia de ox&iacute;geno, la GADPH utiliza el NAD y se reduce a NADH, esta coenzima reducida se reoxida nuevamente a trav&eacute;s de otros mecanismos que la pasan a la mitocondria. Durante la hipoxia, la deshidrogenasa l&aacute;ctica la usa para generar lactato y regenerar NAD que se vuelve a usar en la reacci&oacute;n de GADPH. Al aumentar la gluc&oacute;lisis, el NADH sigue aumentando e inhibe a la enzima, as&iacute; como el lactato y su producto de reacci&oacute;n que es el 1,3&#45;difosfoglicerato. Tanto AMP, ADP y Pi estimulan su actividad.<sup>12</sup></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La <i>piruvato cinasa</i> es la enzima que cataliza la s&iacute;ntesis de piruvato al final de la gluc&oacute;lisis. Es activada por magnesio y manganeso, as&iacute; como potasio, rubidio y cesio y es inhibida por el sodio y el litio. Est&aacute; presente en el &uacute;ltimo paso de una secuencia metab&oacute;lica, por lo que tiene un efecto regulatorio. En este punto se genera una segunda mol&eacute;cula de ATP que a su vez inhibe este paso, los efectos reguladores del ATP los ejerce sin importar para tal efecto su origen. Su acci&oacute;n es favorecida por la fructosa 1&#45;6 difosfato.<sup>9,11</sup> </font></p> 	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El &uacute;ltimo punto en el que la gluc&oacute;lisis puede ser inhibida por los &aacute;cidos grasos es la conversi&oacute;n del piruvato a acetil&#45;CoA, la cual se realiza en la mitocondria. La oxidaci&oacute;n del piruvato a acetil&#45;CoA es catalizada por el complejo de la <i>piruvato&#45;deshidrogenasa</i>. Cuando se acelera el metabolismo del piruvato por la piruvato dehidrogenasa las c&eacute;lulas card&iacute;acas se benefician, ya que menos piruvato se convierte en lactato, el cual acidifica el interior celular.<sup>13</sup> La actividad de esta enzima es regulada por el nivel de ATP y de calcio. Cuando se elevan los niveles de ATP, que es el producto final del ciclo de Krebs y de la fosforilaci&oacute;n oxidativa, el complejo piruvato&#45;deshidrogenasa se inhibe haciendo m&aacute;s lenta la formaci&oacute;n de acetil&#45;CoA, y por lo tanto de ATP.<sup>9,11</sup> Tambi&eacute;n el hecho de que el metabolismo de &aacute;cidos grasos compita por sustratos como la acetil coenzima A, puede interferir con la gluc&oacute;lisis<sup>14</sup> <i>(<a href="#f1">Fig. 1</a>).</i> </font></p> 	    <p align="center"><a name="f1"></a></p> 	    <p align="center"><img src="/img/revistas/acm/v73n3/a8f1.jpg"></p> 	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Se ha observado, que la capacidad del coraz&oacute;n para generar tensi&oacute;n disminuye en ausencia de glucosa.<sup>15</sup> Los miocitos card&iacute;acos aislados tambi&eacute;n utilizan de preferencia &aacute;cidos grasos y lactato como combustible para obtener la energ&iacute;a metab&oacute;lica,<sup>16</sup> aunque pueden consumir glucosa en condiciones particulares.<sup>17</sup> </font></p> 	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">En el m&uacute;sculo card&iacute;aco, as&iacute; como el metabolismo de &aacute;cidos grasos inhibe la gluc&oacute;lisis, el metabolismo de carbohidratos disminuye la oxidaci&oacute;n de &aacute;cidos grasos, inhibiendo a la carnitin&#45;palmitoil transferasa (CPT&#45;1), que transporta a los &aacute;cidos grasos al interior de la mitocondria. Los niveles elevados de acetil CoA producidos tanto, por la misma degradaci&oacute;n de &aacute;cidos grasos (retroalimentaci&oacute;n negativa), como los producidos por el metabolismo de carbohidratos (regulaci&oacute;n) no atraviesan la membrana mitocondrial y para salir al citosol y participar en la bios&iacute;ntesis de los &aacute;cidos grasos requieren de mecanismos de transporte. Uno de ellos es el de la acetil carnitina, donde la acetil CoA sale al citosol como acetil carnitina para aumentar los niveles de malonil CoA e inhibir a la CPT&#45;1 y por lo tanto la entrada de &aacute;cidos grasos a la mitocondria para su oxidaci&oacute;n<sup>18</sup> <i>(<a href="/img/revistas/acm/v73n3/a8f2.jpg" target="_blank">Fig. 2</a>).</i> Esta v&iacute;a es minoritaria ya que la mayor parte de la acetil CoA se convierte en citrato utilizando la citrato sintetasa, sale de la matriz mitocondrial a trav&eacute;s del transportador de tricarboxilato y se reconvierte a acetil CoA mediante la actividad de la citrato liasa. </font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="verdana" size="2">Cuando la carga energ&eacute;tica es grande se inhiben considerablemente dos enzimas de la b oxidaci&oacute;n. El NADH inhibe a la 3&#45;hidroxiacil&#45;CoA deshidrogenasa y la acetil coenzima A a la tiolasa, que son las dos enzimas m&aacute;s importantes y recurrentes en la b&#45;oxidaci&oacute;n.<sup>10</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">En la <i><a href="#t1">Tabla I</a></i> se muestra el balance energ&eacute;tico del metabolismo de glucosa y &aacute;cidos grasos, en ella se puede observar que los &aacute;cidos grasos producen m&aacute;s cantidad de energ&iacute;a que los carbohidratos por una sola mol&eacute;cula de sustrato. </font></p>     <p align="center"><a name="t1"></a></p>     <p align="center"><img src="/img/revistas/acm/v73n3/a8t1.jpg"></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La eficiencia de conservaci&oacute;n de energ&iacute;a en la oxidaci&oacute;n de &aacute;cidos grasos en condiciones est&aacute;ndar es alrededor del 40%, un valor similar a los de la gluc&oacute;lisis, ciclo de Krebs y fosforilaci&oacute;n oxidati&#45;va. El NADH y el FADH<sub>2</sub> se generan en las reacciones productoras de energ&iacute;a, para ser usadas en la cadena respiratoria, donde el NADH genera tres mol&eacute;culas de ATP y el FADH<sub>2</sub> genera dos, mientras que el NADPH se consume en las reacciones biosint&eacute;ticas (s&iacute;ntesis de &aacute;cidos grasos).<sup>10</sup></font></p> 	    <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Cambio en el metabolismo card&iacute;aco durante la hipoxia y la isquemia</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Hipoxia</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El coraz&oacute;n es un &oacute;rgano que responde a una deficiencia de flujo sangu&iacute;neo, aumentando su utilizaci&oacute;n energ&eacute;tica.<sup>19</sup> Es durante la hipoxia que el metabolismo card&iacute;aco cambia de ser dependiente de &aacute;cidos grasos a carbohidratos para optimizar la obtenci&oacute;n de energ&iacute;a. La oxidaci&oacute;n de carbohidratos y &aacute;cidos grasos disminuye, mientras que la gluc&oacute;lisis para producir ATP aumenta y el gluc&oacute;geno se convierten en la mayor fuente de ATP. El aporte de glucosa por sangre baja por la disminuci&oacute;n o falta de flujo sangu&iacute;neo, as&iacute; que la mayor parte de la glucosa para la gluc&oacute;lisis se origina del gluc&oacute;geno intracelular. Esa disminuci&oacute;n del flujo, a su vez, detiene la liberaci&oacute;n de productos finales del metabolismo del coraz&oacute;n, provocando acumulaci&oacute;n de lactato y protones, lo cual conlleva a la acidosis celular.<sup>6</sup> Existen evidencias de que la funci&oacute;n el&eacute;ctrica y mec&aacute;nica del coraz&oacute;n adulto, cuyo metabolismo depende de los l&iacute;pidos se modifica por cambios en la concentraci&oacute;n de glucosa extracelular en condiciones de hipoxia.<sup>20&#45;23</sup> No s&oacute;lo la v&iacute;a glucol&iacute;tica est&aacute; relativamente subutilizada en los corazones de los mam&iacute;feros, sino el flujo a trav&eacute;s de la gluc&oacute;lisis est&aacute; restringido por el ox&iacute;geno. La aceleraci&oacute;n de la gluc&oacute;lisis por la hipoxia es constante como la describi&oacute; Pasteur, donde la presencia de ox&iacute;geno inhib&iacute;a la fermentaci&oacute;n por los microorganismos. De ah&iacute; se ha observado que existen varios factores que controlan la gluc&oacute;lisis durante la hipoxia.</font></p>     <blockquote>           ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="verdana" size="2">1) <i>Control por nucle&oacute;tidos de adenina:</i> El ATP se rompe a AMP y fosfato y ambos estimulan la actividad de la fosfofructocinasa y de la fosforilasa B, incrementando el metabolismo de carbohidratos.</font></p>           <p align="justify"><font face="verdana" size="2">2) <i>Control por hidrogeniones y NADH:</i> Durante la gluc&oacute;lisis se forman iones hidr&oacute;geno y el NADH y la utilizaci&oacute;n de &eacute;stos por v&iacute;as mitocondriales se ve inhibido por la hipoxia, cuando la conversi&oacute;n de piruvato a lactato utiliza protones y NADH. Durante una perfusi&oacute;n adecuada, casi todos los protones se difunden en el espacio extracelular, pero durante isquemia se acumulan y exceden el sistema de amortiguamiento intracelular afectando la actividad de la fosfofructocinasa. Tambi&eacute;n inhiben la reoxidaci&oacute;n mitocondrial de NADH su subsecuente salida al citosol por la lanzadera de malato&#45;aspartato para poder ser utilizado por la reacci&oacute;n de la deshidrogenasa del 3&#45;fosfogliceraldeh&iacute;do. </font></p>           <p align="justify"><font face="verdana" size="2">3) <i>Control por la disminuci&oacute;n de la respiraci&oacute;n por &aacute;cidos grasos:</i> La oxidaci&oacute;n de los &aacute;cidos grasos puede inhibir la gluc&oacute;lisis durante el metabolismo oxidativo a nivel de la actividad de la fosfofructocinasa y este proceso acumula citrato. Durante la hipoxia los &aacute;cidos grasos no pueden ser metabolizados para ceder citrato de modo que el flujo glucol&iacute;tico no se inhibe. Tambi&eacute;n cuando falta ox&iacute;geno como en la hipoxia, disminuye el ATP cualquiera que sea su origen y consecuentemente disminuci&oacute;n de los procesos que lo utilizan. Disminuye la inhibici&oacute;n del transporte y fosforilaci&oacute;n de glucosa y la actividad de la piruvato deshidrogenasa por el ATP producido por los &aacute;cidos grasos.<sup>14</sup></font></p> </blockquote>      <p align="justify"><font face="verdana" size="2">En el coraz&oacute;n hip&oacute;xico tambi&eacute;n disminuye el consumo de ox&iacute;geno y las concentraciones de nucle&oacute;tidos de adenosina y de potasio en las mitocondrias. La disminuci&oacute;n en los procesos fosforilativos por estos cambios, reduce la actividad del ciclo de Krebs.<sup>24</sup> La capacidad fosforilante de la mitocondria cae dram&aacute;ticamente bloqueando el transporte de electrones.<sup>24</sup> El da&ntilde;o mitocondrial es decisivo para determinar la reversibilidad del da&ntilde;o card&iacute;aco. Las mitocondrias se ven encogidas, hay condensaci&oacute;n de la matriz y las crestas se ensanchan por el bloqueo de transporte de electrones. Tambi&eacute;n se producen poros en la membrana interna, desorganizaci&oacute;n y transici&oacute;n de la permeabilidad mitocondrial que es producida por la fuga del citocromo C al citosol dando alteraciones como apoptosis y necrosis.<sup>25</sup> Se cree que es a nivel de la mitocondria donde se encuentra el mecanismo que le confiere la sensibilidad al ox&iacute;geno (sensor de la presi&oacute;n parcial de O<sub>2</sub>). La hipoxia produce una inhibici&oacute;n reversible de la citocromo oxidasa y estos cambios en la cin&eacute;tica de la actividad de dicha enzima pudieran provocar alteraciones en el estado de &oacute;xido&#45;reducci&oacute;n de la mitocondria confiriendo as&iacute; la sensibilidad al ox&iacute;geno.<sup>26</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La hipoxia tambi&eacute;n modifica la concentraci&oacute;n intracelular de iones. Cuando bajan las reservas de ATP se bloquea la ATPasa de sodio&#45;potasio y se empieza a acumular sodio en el interior lo que despolariza a la c&eacute;lula. Esto desv&iacute;a el equilibrio de potasio haciendo que este ion salga de la c&eacute;lula, repolariz&aacute;ndola en la misma proporci&oacute;n de la despolarizaci&oacute;n producida por el sodio, entonces hay p&eacute;rdida de potasio.<sup>27</sup> A su vez los niveles bajos de ATP alteran la permeabilidad al potasio por los canales rectificadores entrantes de potasio sacando potasio y tambi&eacute;n se activan canales de potasio dependientes de ATP, que en condiciones normales est&aacute;n cerrados, por los que ahora sale m&aacute;s potasio.<sup>28</sup> Tambi&eacute;n se ven afectadas las ATPasas de calcio de la membrana, no permitiendo la salida del calcio fuera de la c&eacute;lula, as&iacute; como la del ret&iacute;culo endopl&aacute;smico, el cual recaptura el calcio del citosol a este organelo, subiendo los niveles de este ion dentro de la c&eacute;lula. En estas condiciones, como se contrae la c&eacute;lula, se empieza a acumular sodio y calcio, situaci&oacute;n que lleva a la muerte celular<sup>29</sup> <i>(<a href="/img/revistas/acm/v73n3/a8f3.jpg" target="_blank">Fig. 3</a>).</i>  En el citoplasma se observa una reducci&oacute;n del gluc&oacute;geno, fosfocreatinina y ATP, mientras que el fosfato y el lactato se incrementan causando acidosis. La hipoxia vac&iacute;a el tejido card&iacute;aco de sustancias receptoras de radicales libres permitiendo a estas mol&eacute;culas degradar a los fosfol&iacute;pidos de las membranas e incrementando su permeabilidad i&oacute;nica al calcio, el cual se acumula en el citoplasma. Este calcio induce una despolarizaci&oacute;n diast&oacute;lica y causa arritmias por oscilaciones postpotencial.<sup>24</sup> Tambi&eacute;n junto con la bradicinina liberada por la misma hipoxia, generan el dolor durante el infarto. </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El fen&oacute;meno denominado hibernaci&oacute;n es una respuesta muy bien caracterizada durante la hipoxia cr&oacute;nica en el coraz&oacute;n de mam&iacute;fero. Durante la hibernaci&oacute;n, la llegada de ox&iacute;geno al miocardio disminuye, resultando en una disminuci&oacute;n de la actividad contr&aacute;ctil y el consumo de ox&iacute;geno. Esta condici&oacute;n es reversible cuando el flujo sangu&iacute;neo se restituye, lo cual sugiere que esta anormalidad no es debida al da&ntilde;o celular. Se han medido los niveles de fosfatos inorg&aacute;nicos y se ha observado que no est&aacute;n incrementados lo que apoya la idea de que esa disminuci&oacute;n de la contracci&oacute;n no es debida a una reducci&oacute;n de las reservas de energ&iacute;a.<sup>26</sup> Un ejemplo de esta situaci&oacute;n es cuando el coraz&oacute;n tiene alterada la funci&oacute;n ventricular izquierda en reposo debido a la reducci&oacute;n del flujo sangu&iacute;neo y la respuesta constituye una adaptaci&oacute;n exitosa y regulada a las circunstanciasad&#45;versas. Se ha documentado que se presenta en pacientes con angina, ya sea estable o inestable, en infarto agudo del miocardio, en falla card&iacute;aca, severa disfunci&oacute;n ventricular y anomal&iacute;as de la arteria coronaria izquierda y pulmonar.<sup>30</sup> En pacientes con angina pectoris estable, el consumo de &aacute;cidos grasos de la circulaci&oacute;n coronaria est&aacute; reducido en un 50% con respecto a los controles, en tanto que, la incorporaci&oacute;n de glucosa y de lactato se eleva al doble.<sup>31</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Otras respuestas de adaptaci&oacute;n a la hipoxia incluyen alteraciones en la liberaci&oacute;n de neurotransmisores, activaci&oacute;n de canales i&oacute;nicos y expresi&oacute;n de genes. Los mecanismos que sustentan dicha protecci&oacute;n est&aacute;n gobernados por v&iacute;as celulares que detectan el ox&iacute;geno o detectores de ox&iacute;geno, como ya se mencion&oacute; anteriormente y cuyos miembros incluyen: citocromos, la mitocondria y especies reactivas de ox&iacute;geno (ROS).<sup>7</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El sensor universal a la hipoxia es una prote&iacute;na <i>heme</i> que tiene embebida una subunidad con actividad de NADH oxidasa, la cual sufre un cambio alost&eacute;rico volvi&eacute;ndose capaz de producir ROS. Los ROS act&uacute;an como mol&eacute;culas de se&ntilde;alizaci&oacute;n en una cascada, que normalmente inhibe la activaci&oacute;n del factor inducible por hipoxia 1 (HIF&#45;1) mediando la degradaci&oacute;n de HIF&#45;1 a subunidades en el proteosoma. Esta prote&iacute;na HIF&#45;1 es un factor transcripcional que normalmente est&aacute; desactivado. Una disminuci&oacute;n en la producci&oacute;n de ROS ocurre durante la hipoxia y conlleva a la activaci&oacute;n de la HIF&#45;1 formando un heterod&iacute;mero, que es requerido para la producci&oacute;n de la expresi&oacute;n del gen que responde a la hipoxia. Otros autores sugieren que la mitocondria pierde su capacidad de actuar como detector de la hipoxia aumentando la producci&oacute;n de ROS, por disminuci&oacute;n de DNA mitocondrial y la p&eacute;rdida de capacidad para expresar el gen que responde a la hipoxia.<sup>7</sup></font></p>     <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Isquemia</b></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="verdana" size="2">Durante la isquemia, tambi&eacute;n se incrementa el consumo de glucosa relativo al de &aacute;cidos grasos libres, de manera similar a lo que describimos que ocurre durante la hipoxia. En la manera en que disminuye el flujo de ox&iacute;geno, la demanda celular de ATP permanece constante en la mayor&iacute;a de las c&eacute;lulas y tejidos de los mam&iacute;feros, dejando un d&eacute;ficit energ&eacute;tico que solamente se puede recuperar activando las fuentes de ATP de la v&iacute;a anaerobia (Efecto Pasteur). Sin embargo, la producci&oacute;n de ATP por la v&iacute;a anaerobia no puede sostener las demandas de energ&iacute;a ya preexistentes por m&aacute;s de unos pocos minutos (cerebro) o de horas (m&uacute;sculo), debido a la r&aacute;pida utilizaci&oacute;n de los productos fermentables y la nociva acumulaci&oacute;n de los productos finales de esta v&iacute;a.<sup>7</sup> La mayor parte de la glucosa introducida a la c&eacute;lula es oxidada a bi&oacute;xido de carbono en presencia de ox&iacute;geno. Cuando hay isquemia disminuye el ox&iacute;geno, se frena la oxidaci&oacute;n de glucosa y el gluc&oacute;geno se degrada para alimentar la gluc&oacute;lisis que en ausencia de ox&iacute;geno tiene como producto final el lactato. En la isquemia la glucosa es responsable de un porcentaje muy alto del consumo de ox&iacute;geno, el cual se encuentra reducido a 1/3 del normal. </font></p> 	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Se ha propuesto que el flujo glucol&iacute;tico durante la isquemia se inhibe a nivel de la GADPH por acumulaci&oacute;n de los productos finales de dicha v&iacute;a, especialmente lactato, protones y NADH. Es bien sabido y aceptado que las enzimas glucol&iacute;ticas en isquemia son inhibidas por la acumulaci&oacute;n de metabolitos por lo que el flujo tambi&eacute;n se inhibe. Sin embargo, en an&aacute;lisis posteriores de captaci&oacute;n de glucosa en isquemia severa con flujo lento, no se presentaba esta situaci&oacute;n, m&aacute;s bien la gluc&oacute;lisis puede verse limitada por la disponibilidad de sustrato, que a su vez es determinado por la concentraci&oacute;n de glucosa arterial y la capacidad de captura por la membrana (insulina, disponibilidad de transportadores de glucosa). Algunas modulaciones por la inhibici&oacute;n de enzimas no se ven excluidas.<sup>32,33</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Los cambios en el metabolismo del tejido infartado ocurren porque la captura y metabolismo de &aacute;cidos grasos pasan a ser un m&eacute;todo menos eficiente de generaci&oacute;n de energ&iacute;a en ausencia de ox&iacute;geno. Adem&aacute;s, en ausencia de ox&iacute;geno, el rompimiento de &aacute;cidos grasos genera la acil CoA, la cual se acumula e inhibe la transferencia de energ&iacute;a a ATP.<sup>34</sup> La ATP sintasa comienza a funcionar en sentido contrario bombeando protones fuera de la matriz de manera activa para mantener el potencial de membrana mitocondrial, por lo que durante la hipoxia e isquemia la mitocondria cambia de ser productora de ATP a ser una fuerte consumidora de ATP.<sup>7</sup> Dos maneras en las que se puede inhibir la hidr&oacute;lisis de ATP son: I) la reducci&oacute;n de la conductancia de protones de la mitocondria y II) la inhibici&oacute;n de la ATPasa. Al mismo tiempo que ocurren estos cambios en el metabolismo, la actividad contr&aacute;ctil de la zona isqu&eacute;mica se reduce abruptamente a un 50% de la normal, dando lugar a una discrepancia entre el aporte de energ&iacute;a y su demanda de s&oacute;lo 1/6 de la generada por el metabolismo oxidativo normal. Este aporte energ&eacute;tico puede ser suplido por el transporte a trav&eacute;s de la membrana en presencia de insulina y una elevada concentraci&oacute;n de glucosa.<sup>14</sup> Las lesiones durante la isquemia se acompa&ntilde;an por despolarizaci&oacute;n diast&oacute;lica parcial debido a una disminuci&oacute;n del potencial de reposo. Esto es consecuencia de una reducci&oacute;n en la eficiencia de la fosforilaci&oacute;n oxidativa.<sup>24</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">En el tejido postisqu&eacute;mico, la captura de glucosa contin&uacute;a elevada debido a la res&iacute;ntesis de gluc&oacute;geno y a un flujo glucol&iacute;tico incrementado.<sup>35</sup> Muchas de las alteraciones en el fenotipo de las c&eacute;lulas card&iacute;acas isqu&eacute;micas son similares a las de los cardiomiocitos fetales.<sup>36</sup></font></p>     <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Cambios del metabolismo card&iacute;aco durante la filogenia</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Durante el desarrollo evolutivo del coraz&oacute;n se observa una tendencia a la mayor dependencia del metabolismo oxidativo, indicando que los m&uacute;sculos card&iacute;acos m&aacute;s primitivos fueron menos dependientes de ox&iacute;geno. El desarrollo de la v&iacute;a glucol&iacute;tica, no ha aumentado, sino por el contrario, su flujo se ha visto restringido por el ox&iacute;geno.<sup>14</sup> Ha habido adem&aacute;s, un desarrollo de v&iacute;as alternas a las v&iacute;as glucol&iacute;ticas como la del rompimiento de &aacute;cidos grasos. </font></p> 	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La maquinaria m&aacute;s eficiente para el flujo de carbohidratos debi&oacute; evolucionar y encontrarse en los corazones que depend&iacute;an del metabolismo anaerobio y a lo mejor lleg&oacute; a presentarse hasta en algunos vertebrados primitivos. Sin embargo, cuando se excedieron las necesidades de contractilidad y fuerza desarrollada por los corazones, &eacute;stos comenzaron a desarrollar otro tipo de metabolismo y expandieron su capacidad para obtener energ&iacute;a a partir de los &aacute;cidos grasos.<sup>37</sup> Obteni&eacute;ndose la energ&iacute;a necesaria a trav&eacute;s de la utilizaci&oacute;n de uno u otro sustrato para un metabolismo energ&eacute;tico integrado. Esto ha permitido la adaptaci&oacute;n de las diferentes especies a condiciones como son la privaci&oacute;n de ox&iacute;geno. </font></p> 	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Estos cambios evolutivos podr&iacute;an explicar el porqu&eacute; se sigue manteniendo la gluc&oacute;lisis anaerobia en los anfibios como la rana y se pierde en el mam&iacute;fero.</font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El mecanismo de tolerancia al fr&iacute;o es la cualidad m&aacute;s simple y unificadora de animales en hibernaci&oacute;n y mam&iacute;feros neonatales y la misma que asegura una mejor supervivencia en casos de limitaciones de ox&iacute;geno. Es una depresi&oacute;n regulada del metabolismo.<sup>7</sup></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="verdana" size="2">Cuando se fuerza la supresi&oacute;n del metabolismo en animales sensibles al fr&iacute;o por per&iacute;odos largos dan un efecto de falla metab&oacute;lica. Sin embargo, en ciertos vertebrados inferiores, neonatos y animales que bucean, la desestabilizaci&oacute;n inducida por hipoxia, parecida a la de los mam&iacute;feros adultos es muy lenta de desarrollar o no ocurre. Esto es resultado de adaptaciones en la disminuci&oacute;n de la permeabilidad de la membrana, que dram&aacute;ticamente reduce los costos energ&eacute;ticos en los balances i&oacute;nicos de las ATPasas.<sup>7</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Adem&aacute;s, en muchos organismos actuales todav&iacute;a el metabolismo del coraz&oacute;n es capaz de cambiar de dependiente de &aacute;cidos grasos a dependiente de carbohidratos en diferentes condiciones de hipoxia. Esto ocurre en algunos vertebrados que se sumergen en el agua como los peces pulmonados,<sup>38</sup> en las tortugas,<sup>39</sup> durante el vuelo y revoloteo de los colibr&iacute;es<sup>40</sup> y las focas Weddell.<sup>41</sup> El trabajo del coraz&oacute;n durante el buceo en las focas es mantenido por el metabolismo oxidativo y se sabe que el lactato es el sustrato preferido mientras sus concentraciones se mantienen por arriba de los valores normales. La disminuci&oacute;n de glucosa y la acumulaci&oacute;n de lactato en la sangre perif&eacute;rica se debe en gran parte a la hipoperfusi&oacute;n de otros &oacute;rganos y tejidos. Dado que el m&uacute;sculo esquel&eacute;tico y la piel constituyen la mayor parte de la masa del animal y que su flujo de sangre se ve severamente reducido, su metabolismo pasa a depender de la gluc&oacute;lisis anaerobia y la glucosa plasm&aacute;tica disminuye en tanto que el lactato aumenta. Por lo tanto, el lactato generado de esta forma puede servir como fuente de carbono y energ&iacute;a para el miocardio de la foca.<sup>41</sup> Los corazones de otros mam&iacute;feros como la rata tambi&eacute;n pueden consumir glucosa en condiciones de hipoxia.<sup>42</sup></font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2"> Comparando la tolerancia a la falta de ox&iacute;geno a trav&eacute;s de la l&iacute;neas filogen&eacute;ticas, se espera identificar los mecanismos de protecci&oacute;n en contra de la hipoxia e isquemia que los animales tienen en com&uacute;n.</font></p>     <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Cambios en el metabolismo card&iacute;aco durante la ontogenia</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Durante la ontogenia, el coraz&oacute;n fetal y neonato oxida la glucosa con mayor facilidad que el coraz&oacute;n adulto. En las etapas tempranas del desarrollo embrionario de la rata, la glucosa que es metabolizada por las c&eacute;lulas del coraz&oacute;n pasa la membrana plasm&aacute;tica por difusi&oacute;n simple y su transporte se encuentra limitado por la tasa de utilizaci&oacute;n de este carbohidrato que modifica el gradiente de concentraci&oacute;n entre el exterior y el interior celular. Sin embargo, se ha visto que m&aacute;s tarde, la glucosa entra a las c&eacute;lulas musculares card&iacute;acas por un proceso de difusi&oacute;n facilitada y es en este momento en que el transporte comienza a ser regulado por una variedad de factores. Algunos de los cambios que ocurren en el m&uacute;sculo card&iacute;aco en el desarrollo en embri&oacute;n de pollo a los cinco d&iacute;as de edad sobre la captaci&oacute;n de glucosa son independientes de insulina, mientras que en etapas m&aacute;s avanzadas de la gestaci&oacute;n aparece el efecto de la insulina.<sup>43</sup> Tambi&eacute;n se ha observado que cuando fetos de oveja en etapas avanzadas se somet&iacute;an a hipoxia exist&iacute;a una inhibici&oacute;n de la secreci&oacute;n de insulina mediada por un mecanismo adren&eacute;rgico.<sup>44</sup>  Por otro lado, los corazones fetales y neonatales, cuyo metabolismo depende de la glucosa, generan una mayor tensi&oacute;n y tienen mayor duraci&oacute;n del potencial de acci&oacute;n cuando son perfundidos con soluciones que contengan concentraciones de glucosa similares a las presentes en la sangre fetal, que son menores que las de los adultos.<sup>45</sup> </font></p> 	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Durante el per&iacute;odo perinatal, el metabolismo mioc&aacute;rdico cambia de un sistema basado en carbohidratos como fuente de energ&iacute;a con capacidad anaer&oacute;bica a un metabolismo aer&oacute;bico predominantemente, usando &aacute;cidos grasos libres como sustrato.<sup>1,14</sup> La oxidaci&oacute;n de glucosa por el coraz&oacute;n de rata reci&eacute;n nacida es mucho m&aacute;s activa que en el coraz&oacute;n de rata adulta.<sup>46</sup> La medici&oacute;n de las diferencias arteriovenosas de glucosa, lactato y ox&iacute;geno en cachorros de perro de 7&#45;10 d&iacute;as de edad mostr&oacute; que la glucosa consumida es capaz de cubrir todos los requerimientos metab&oacute;licos del coraz&oacute;n, demostrando adem&aacute;s que en el per&iacute;odo neonatal no hay extracci&oacute;n significativa de &aacute;cidos grasos libres de cadena larga, desde la circulaci&oacute;n coronaria, acoplada a una gran extracci&oacute;n de glucosa.<sup>47,48</sup> Por otro lado, la actividad enzim&aacute;tica en el coraz&oacute;n fetal y neonatal de cobayo tienen una alta capacidad glucol&iacute;tica anaerobia de la cual decrece durante el desarrollo postnatal.<sup>49</sup> Adem&aacute;s, la presencia de gluc&oacute;geno abundante en el coraz&oacute;n fetal es otra indicaci&oacute;n de la importancia de los carbohidratos como sustrato.<sup>50</sup> </font></p>     <p align="justify"><font face="verdana" size="2">La sensibilidad a los &aacute;cidos grasos de los corazones para modificar la generaci&oacute;n de tensi&oacute;n aumenta durante el desarrollo.<sup>51</sup> Por otro lado, experimentos en mitocondrias de coraz&oacute;n fetal bovino mostraron que la velocidad de oxidaci&oacute;n del <sup>14</sup>C&#45;palmitato es de solamente el 20% de la velocidad en el coraz&oacute;n adulto. Esta baja velocidad en la utilizaci&oacute;n de &aacute;cidos grasos se asocia a una baja actividad de la enzima carnitin&#45;acil&#45;transferasa, junto con una deficiencia en la concentraci&oacute;n de carnitina.<sup>46,52,</sup> <sup>53</sup></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Se ha encontrado adem&aacute;s que la glucosa no es el &uacute;nico carbohidrato que es consumido en gran proporci&oacute;n por el coraz&oacute;n en desarrollo, sino que tambi&eacute;n se consume en algunas especies una gran cantidad de lactato. El cordero fetal es un consumidor neto de lactato. Tambi&eacute;n se ha demostrado que la glucosa, lactato y piruvato responden en solamente una cuarta parte de las demandas de energ&iacute;a en el coraz&oacute;n de cordero reci&eacute;n nacidos.<sup>53</sup></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">Los miocitos aislados de c&eacute;lulas neonatales son menos sensibles a la hipoxia que los adultos. En miocitos card&iacute;acos de embri&oacute;n de pollo se deprime la demanda y utilizaci&oacute;n de ATP durante la hipoxia. Esto se debe a una inhibici&oacute;n irreversible de la citocromo C oxidasa.<sup>54</sup> Los &aacute;cidos grasos que disminuyen parcialmente el consumo de glucosa por miocitos neonatales en oxigenaci&oacute;n, no lo modifican en condiciones de hipoxia.<sup>51</sup> </font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="verdana" size="2">La mayor dependencia de los carbohidratos por el coraz&oacute;n en desarrollo no ha podido ser demostrada en todas las especies, siendo el cerdo fetal la excepci&oacute;n. Trabajando con preparaciones de corazones aislados de cerdos neonatos de ocho horas a doce d&iacute;as, se ha demostrado que los &aacute;cidos grasos de cadena larga (palmitato), son f&aacute;cilmente captados y oxidados.<sup>55</sup> La tasa promedio de oxidaci&oacute;n de este sustrato para los corazones neonatales de seis a doce d&iacute;as encontrada en este estudio es similar a la reportada por otros investigadores en coraz&oacute;n adulto.<sup>56</sup> Sin embargo, la tasa de oxidaci&oacute;n para los corazones neonatales de 24 horas a tres d&iacute;as fue esencialmente id&eacute;ntica y representa entre el 61&#45;67% de los corazones del primer grupo (6&#45;12 d&iacute;as). Cuando se ha estudiado homogenados de corazones neonatales de la misma especie, no se ha encontrado diferencia significativa en las tasas de producci&oacute;n de <sup>14</sup>CO<sub>2</sub> desde el <sup>14</sup>C&#45;palmitato en preparaciones de coraz&oacute;n neonatal de cero a siete d&iacute;as, promediando aproximadamente el 67% de las encontradas en corazones de catorce d&iacute;as de vida postnatal.<sup>57</sup> Se sabe que los niveles tisulares de carnitina en el coraz&oacute;n de cerdo reci&eacute;n nacido son similares a las del adulto, y que la actividad de carnitin&#45;acil&#45;transferasa en homogenados de coraz&oacute;n neonatal de cerdo no cambia apreciablemente con la edad, pudiendo ser &eacute;sta la causa de que los corazones sean capaces de oxidar los &aacute;cidos grasos.<sup>58,59</sup> Por otro lado, la oxidaci&oacute;n del lactato inhibe el consumo de &aacute;cidos grasos. Tambi&eacute;n la utilizaci&oacute;n de palmitato por corazones de cerdo reci&eacute;n nacido se reduce cuando el lactato se incluye en la perfusi&oacute;n.<sup>60</sup></font></p>     <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Comentario</b></font></p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2">El metabolismo aerobio del coraz&oacute;n ha sido favorecido durante la evoluci&oacute;n al aumentar los requerimientos de fuerza para bombear la sangre al organismo dando como consecuencia que la v&iacute;a glucol&iacute;tica deje de ser primordial.<sup>27</sup> Estos cambios ocurrieron como respuesta a las modificaciones en las necesidades de los organismos, los cuales se adaptaron a la vida terrestre y a una atm&oacute;sfera que pas&oacute; de ser reductora a oxidativa. Se observa que los procesos de regulaci&oacute;n metab&oacute;lica se vuelven m&aacute;s complejos. Inicialmente se utiliza la v&iacute;a glucol&iacute;tica, producida por un proceso de difusi&oacute;n facilitada y posteriormente aparece la utilizaci&oacute;n de otro sustrato y se convierte en un proceso altamente regulado<sup>30</sup> por la presencia del metabolismo alterno, que modula al que se encuentra activo.<sup>4</sup> Sin embargo, este proceso tan espec&iacute;fico es reversible y las c&eacute;lulas no han olvidado la informaci&oacute;n para poder regresar a ser parcialmente anaerobias durante condiciones de emergencia.</font></p>     <p align="justify">&nbsp;</p>  	    <p align="justify"><font face="verdana" size="2"><b>Referencias</b></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">1.&nbsp;Tripp ME: <i>Developmental cardiac metabolism in health and disease.</i> Pediatr Cardiol 1989; 10: 150&#45;158.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022652&pid=S1405-9940200300030000800001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">2.&nbsp;Battaglia FC, Meschia G: <i>An Introduction to fetal physiology.</i> New York: Academic Press, 1986.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022654&pid=S1405-9940200300030000800002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">3.&nbsp;Neely JR, Rovetto MJ, Oram JF: <i>Myocardial utilization of carbohydrate and lipids.</i> Prog Cardiovasc Dis 1972; 15: 289&#45;329.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022656&pid=S1405-9940200300030000800003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">4.&nbsp;Neely JR, Morgan HE: <i>Relationship between carbohydrate and lipid metabolism and the energy balance of heart muscle.</i> Annu Rev Physiol 1974; 36: 413&#45;459.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022658&pid=S1405-9940200300030000800004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">5.&nbsp;Bing RJ: <i>Cardiac metabolism.</i> Physiol Rev 1965; 45: 171&#45;213.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022660&pid=S1405-9940200300030000800005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">6.&nbsp;Lopaschuk GD, Stanley WC: <i>Manipulation of energy metabolism in the heart.</i> Science and Med 1997; 6: 43&#45;51.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022662&pid=S1405-9940200300030000800006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">7.&nbsp;Boutilier RG: <i>Mechanisms of cell survival in hypoxia and hypothermia.</i> J Exp Biol 2001; 204: 3171&#45;3181.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022664&pid=S1405-9940200300030000800007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">8.&nbsp;Stryer L: <i>Bioqu&iacute;mica.</i> 3<sup>a</sup> Edici&oacute;n. Barcelona. Revert&eacute;, 1990; 2: 355&#45;475.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022666&pid=S1405-9940200300030000800008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">9.&nbsp;Lehinger LA: <i>Bioqu&iacute;mica.</i> 2<sup>a</sup> Edici&oacute;n. Barcelona. Omega, 1982: 427&#45;452.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022668&pid=S1405-9940200300030000800009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">10.&nbsp;England PJ, Randle PJ: <i>Effectors of rat&#45;heart hexokinases and the control of rates of glucose phosphorylation in the perfused rat heart.</i> Biochem J 1967; 105: 907&#45;920.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022670&pid=S1405-9940200300030000800010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">11.&nbsp;Depre C, Vanoverschelde JLJ, Taegtmeyer H: <i>Glucose for the heart.</i> Circulation 1999; 99: 578&#45;588.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022672&pid=S1405-9940200300030000800011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">12.&nbsp;<i>King LM, Opie LH: Glucose and glycogen utilisation in myocardial ischemia&#45;Changes in metabolism and consequences for the myocytes.</i> Mol Cell Biochem 1998; 180: 3&#45;26.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022674&pid=S1405-9940200300030000800012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">13.&nbsp;Calvani M, Reda E, Arrigoni&#45;Martelli E: <i>Regulation by carnitine of myocardial fatty acid and carbohydrate metabolism under normal and pathological conditions.</i> Basic Res Cardiol 2000; 95: 75&#45;83.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022676&pid=S1405-9940200300030000800013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">14.&nbsp;Opie LH: <i>Substrate utilization and glycolysis in the heart.</i> Cardiology (1971/72); 56: 2&#45;21.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022678&pid=S1405-9940200300030000800014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">15.&nbsp;Elbrink J, Bihler I: <i>Membrane transport: its relation to cellular metabolic rates.</i> Science 1975; 188: 1177&#45;1184.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022680&pid=S1405-9940200300030000800015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">16.&nbsp;Liu MS, Spitzer JJ: <i>Oxidation of palmitate and lactate by beating myocytes isolated from adult dog hearts.</i> J Molec Cell Cardiol 1978; 10: 415&#45;426.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022682&pid=S1405-9940200300030000800016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">17.&nbsp;Kao RL, Christman EW, Luh SL, Krauhs JM, Tyers GFO, Williams EH: <i>The effects of insulin and anoxia in the metabolism of isolated mature rat cardiac myocytes.</i> Arch Biochem Biophys 1980; 203: 587&#45;590.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022684&pid=S1405-9940200300030000800017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">18.&nbsp;Stanley WC, Lopaschuk GD, Hall JL, McCormack JG: <i>Regulation of myocardial carbohydrate metabolism under normal and ischaemic conditions. Potential for pharmacological interventions.</i> Cardiovasc Res 1997; 33: 243&#45;257.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022686&pid=S1405-9940200300030000800018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">19.&nbsp;Guyton AC, Hall JE: <i>Tratado de Fisiolog&iacute;a M&eacute;dica.</i> M&eacute;xico. Editorial Interamericana, Mc Graw Hill, Novena Edici&oacute;n 1997.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022688&pid=S1405-9940200300030000800019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">20.&nbsp;Macleod TF, Prasad K: <i>Influence of glucose on the transmembrane action potential of papillary muscle.</i> J Gen Physiol 1972; 53: 792&#45;815.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022690&pid=S1405-9940200300030000800020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">21.&nbsp;Hoerter J: <i>Changes in the sensitivity to hypoxia and glucose deprivation in the isolated perfused rabbit heart during perinatal development.</i> Pfleugers Arch 1976; 363: 1&#45;6.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022692&pid=S1405-9940200300030000800021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">22.&nbsp;Mcdonald TF, Macleod DP: <i>Effects of manganese, glucose and isoprenaline on the axion potential of anoxic ventricular muscle.</i> Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol 1972; 275: 169&#45;181.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022694&pid=S1405-9940200300030000800022&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">23.&nbsp;Gennser G: <i>Influence of hypoxia and glucose on the contractility of papillary muscles from adult and neonatal rabbits.</i> Biol Neonate 1972; 21: 90&#45;106.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022696&pid=S1405-9940200300030000800023&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">24.&nbsp;De Micheli A: <i>Trayectoria de la eletrovectocar&#45;diograf&iacute;a mexicana.</i> Arch Inst Cardiol Mex 1993; 63: 259&#45;266.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022698&pid=S1405-9940200300030000800024&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">25.&nbsp;Weinberg JM, Venkatachalam MA, Roeser NF, Nissim I: <i>Mitochondrial dysfunction during hypoxia/reoxygenation and its correction by anaerobic metabolism of citric acid cycle intermediates.</i> Proc Natl Acad 2000; 97(6): 2826&#45;2831.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022700&pid=S1405-9940200300030000800025&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">26.&nbsp;Budinger GRS Duranteau J, Chandel NS, Schumacker PT: <i>Hibernation during hypoxia in cardiomyocytes. Role of mitochondria as the O<sub>2</sub> sensor.</i> J Biol Chem 1998; 273(6): 3320&#45;3326.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022702&pid=S1405-9940200300030000800026&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">27.&nbsp;Kameyama M, Kakei M, Sato R, Shibasaki T, Matsuda H, Irisawa H: <i>Intracellular Na+ activates a K+ channel in mammalian cardiac cells.</i> Nature 1989; 309: 354&#45;356.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022704&pid=S1405-9940200300030000800027&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">28.&nbsp;Shimoni Y, Light PE, French RJ: <i>Altered ATP sensitivity of ATP&#45;dependent K<sup>+</sup> channels in diabetic rat hearts.</i> Am J Physiol 1998; 275 (Endocrinol Metab 38): E568&#45;E576.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022706&pid=S1405-9940200300030000800028&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">29.&nbsp;Irisawa H, Kokubun S: <i>Modulation by intracellular ATP and cyclic AMP of the slow inward currents isolated single ventricular cells of the guinea&#45;pig.</i> J Physiol 1983; 338: 321&#45;337.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022708&pid=S1405-9940200300030000800029&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">30.&nbsp;Shahbudin H, Rahimtoola MB: <i>Concept and evaluation of hibernating myocardium.</i> Ann Rev Med 1999; 50: 75&#45;86.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022710&pid=S1405-9940200300030000800030&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">31.&nbsp;Thomassen A, Bagger JP, Nielson TT, Henningsen P: <i>Altered global substrate preference at rest and during pacing in coronary artery disease with stable angina pectoris.</i> Am J Cardiol 1988; 62: 686&#45;693.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022712&pid=S1405-9940200300030000800031&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">32.&nbsp;Neely JR, Rovetto MJ, Whitmer JT, Morgan HE: <i>Effects of ischemia on function and metabolism of the isolated working heart.</i> Am J Physiol 1973; 225: 651&#45;658.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022714&pid=S1405-9940200300030000800032&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">33.&nbsp;Rovetto MJ, Lamberton WF, Neely JR: <i>Mechanisms of glycolytic inhibition in ischemic rat hearts.</i> Circ Res 1975; 37: 742&#45;751.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022716&pid=S1405-9940200300030000800033&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">34.&nbsp;Opie LH, Owen P: <i>Effect of glucose&#45;insulin&#45;potassium infusions as arteriovenous differences of glucose and of free fatty acids and on tissue metabolic changes in dogs with developing myocardial infarction.</i> Am J Cardiol 1976; 38: 310&#45;321.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022718&pid=S1405-9940200300030000800034&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">35.&nbsp;Camici P, Araujo LI, Spinks T, Lammertsma A, Kaski JC, Shea MJ, et al: <i>Increased uptake of 18F&#45;fluorodeoxyglucose in postischemic myocardium of patients with exercise&#45;induced angina.</i> Circulation 1986; 74: 81&#45;88.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022720&pid=S1405-9940200300030000800035&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">36.&nbsp;Vanoverschelde JL, Wijns W, Borgers M, Heyndricks G, Depr&eacute; C, Flameng W, Melin JA: <i>Chronic myocardial hibernation in humans.</i> Circulation 1997; 95: 1961&#45;1971.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022722&pid=S1405-9940200300030000800036&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">37.&nbsp;Driedzic WR, Sidell BD, Stowe D, Branscombe R: <i>Matching of vertebrate cardiac energy demand to energy metabolism.</i> Am J Physiol 1987; 252: R930&#45;R937.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022724&pid=S1405-9940200300030000800037&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">38.&nbsp;Dunn JF, Hochachka PW, Davidson W, Guppie M: <i>Metabolic adjustments to diving and recovery in the African lungfish.</i> Am J Physiol 1983; 245: R651&#45;R657.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022726&pid=S1405-9940200300030000800038&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">39.&nbsp;Kelly DA, Storey KB: <i>Organ&#45;specific control of glycolysis in anoxic turtles.</i> Am J Physiol 1988; 255: R774&#45;R779.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022728&pid=S1405-9940200300030000800039&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">40.&nbsp;Suarez RK, Brown GS, Hochachka PW: <i>Metabolic sources of energy for hummingbird flight.</i> Am J Physiol 1986; 251: R537&#45;R542.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022730&pid=S1405-9940200300030000800040&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">41.&nbsp;Murphy B, Zapol WM, Hochachka PW: <i>Metabolic activities of heart, lung and brain during diving and recovery in the Weddell seal.</i> J Appl Physiol 1980; 48: 596&#45;605.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022732&pid=S1405-9940200300030000800041&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>     <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">42. Bing OHL, Brooks WW, Inamdar AN, Messer JV: <i>Tolerance of isolated heart muscle to hypoxia: turtle vsrat.</i> Am J Physiol 1972; 223: 1481&#45;1485.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022734&pid=S1405-9940200300030000800042&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">43. Foa PP, Melli M, Berger CK, Billinger D, Guidotti GG: <i>Action of insulin on chick embryo heart.</i> Fed Proc 1965; 24: 1046&#45;1050.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022736&pid=S1405-9940200300030000800043&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></p>     <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">44. Jackson BT, Piasecki GJ, Cohn HE, Cohen WR: <i>Control of fetal insulin secretion.</i> Am J Physiol 2000; APStracts 7: 0350R.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022738&pid=S1405-9940200300030000800044&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></p>     <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">45. Guarner V, Hern&aacute;ndez EH, Moreno SJ, Huerto R, Gorostiza P, Valenzuela F: <i>Regulation byglucose availability of tension development and electrical activity in fetal and neonatal rat hearts.</i> Biol Neonate 1994; 66: 221&#45;229.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022740&pid=S1405-9940200300030000800045&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></p>     <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">46. Wittles B, Bressler R: <i>Lipid metabolism in the newborn heart.</i> J Clin Invest 1965; 44: 1639&#45;1646.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022742&pid=S1405-9940200300030000800046&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></p>     <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">47. Breuer E, Barta E, Pappova E, Zlatos L: <i>Developmental changes of myocardial metabolism. I. Peculiarities of cardiac carbohydrate metabolism in the early post&#45;natal period in dogs.</i> Biol Neonate 1967; 11: 367&#45;377.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022744&pid=S1405-9940200300030000800047&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">48. Breuer E, Barta E, Zlatos L, Pappova E: <i>Developmental changes of myocardial metabolism. II. Myocardial metabolism of fatty acids in the early postnatal period in dogs.</i> Biol Neonate 1968; 12: 54&#45;64.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022746&pid=S1405-9940200300030000800048&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">49. Barrie SE, Harris P: <i>Myocardial enzyme activities in guinea pigs during development.</i> Am J Physiol 1977; 233: H707&#45;H710.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022748&pid=S1405-9940200300030000800049&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></p> 	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">50. Guarner V, Alvarez&#45;Bylla R: <i>Developmental changes in blood glucose and tissue carbohydrates in the fetal rat: Effects of insulin and adrenaline.</i> Apptla 1992; 42: 51&#45;59.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022750&pid=S1405-9940200300030000800050&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></p> 	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">51. Guarner V, Contreras K, Carb&oacute; R: <i>Effect of glucose acid availability on neonatal and adult heart contractility.</i> Biol Neonate 2002; 82: 39&#45;45.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022752&pid=S1405-9940200300030000800051&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">52.&nbsp;Warshaw JB, Terry ML: <i>Cellular energy metabolism during fetal development. II. Fatty acid oxidation by the developing heart.</i> J Cell Biol 1970; 44: 354&#45;360.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022754&pid=S1405-9940200300030000800052&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">53.&nbsp;Fisher DJ, Heymann MA, Rudolph AM: <i>Myocardial oxygen and carbohydrate consumption in fetal lambs in uterus and in adult sheep.</i> Am J Physiol 1980; 238(Heart Circ Physiol 7): H399&#45;H405.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022756&pid=S1405-9940200300030000800053&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">54.&nbsp;Budinger GR, Chandel N, Shao ZH, Li CQ, Mel&#45;med A, Becker LB, Schumacker PT: <i>Cellular energy utilization and supply during hypoxia in embryonic cardiac myocytes.</i> Am J Physiol 1996; 270(1Pt 1): L44&#45;53.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022758&pid=S1405-9940200300030000800054&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">55.&nbsp;Ascuitto RJ, Ross&#45;Ascuitto NT, Chen V, Downing SE: <i>Ventricular function and fatty acid metabolism in neonatal piglet heart.</i> Am J Physiol 1989; 256(Heart Circ Physiol 25): H9&#45;H15.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022760&pid=S1405-9940200300030000800055&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">56.&nbsp;Liedtke AJ, DeMaison L, Eggleston AM, Cohen LM, Nellis SH: <i>Changes in substrate metabolism and effects of excess fatty acids in reperfused myocardium.</i> Circ Res 1988; 62: 535&#45;542.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022762&pid=S1405-9940200300030000800056&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">57.&nbsp;Mersmann HJ, Phinney G: <i>In vitro fatty acid oxidation in liver and heart from neonatal swine.</i> Comp Biochem Physiol B Comp Biochem 1973; 44: 219&#45;223.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022764&pid=S1405-9940200300030000800057&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">58.&nbsp;Werner, JC, Whitman V, Vary TC, Fripp RR, Musselmann J, Schuler HG: <i>Fatty acid utilization in isolated, working newborn pig hearts.</i> Am J Physiol 1983; 244 (Endocrinol Metab 7): E19&#45;E23.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022766&pid=S1405-9940200300030000800058&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">59.&nbsp;Wolfe RG, Maxwell CV, Nelson EC: <i>Effect of age and dietary fat level on fatty acid oxidation in the neonatal pig.</i> J Nutr 1978; 108: 1621&#45;1634.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022768&pid=S1405-9940200300030000800059&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>  	    <!-- ref --><p align="justify"><font face="verdana" size="2">60.&nbsp;Werner JC, Sicard RE: <i>Lactate metabolism in isolated, perfused fetal and newborn pig hearts.</i> Pediatr Res 1987; 22(5): 552&#45;556.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1022770&pid=S1405-9940200300030000800060&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></p>      ]]></body><back>
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