Morphogical and molecular characterization of filamentous cyanobacteria isolated from blooms in three eutrophic urban lakes in Mexico city

Rosa Pineda-Mendoza¹, Fernando Martínez-Jerónimo¹, Gloria Garduño-Solórzano² y Roxana Olvera-Ramírez^1*

¹ Escuela Nacional de Ciencias Biológicas, IPN, Prol. Carpio Esq. Plan de Ayala s/n, Col. Sto. Tomás, México, DF, 11340, México. Correo electrónico:

² Herbario IZTA. FES-Iztacala-UNAM. Av. de los Barrios. núm.1, Col. Los Reyes Iztacala, Tlalnepantla de Baz, Estado de México.

Recibido: 24 febrero 2010.
Aceptado: 14 diciembre 2010.

Resumen

Las cianobacterias se clasifican tradicionalmente con base en caracteres morfológicos y ecológicos, lo que puede resultar en una asignación incorrecta debido a la plasticidad fenotípica de las cianobacterias, o en el caso de cepas aisladas debido a cambios morfológicos propiciados por las condiciones de cultivo. El uso del gen 16S rRNA es de gran utilidad para la identificación taxonómica, coadyuvando a superar los problemas antes mencionados. En este estudio se aislaron e identificaron, mediante caracteres morfológicos y moleculares, cianobacterias filamentosas presentes en florecimientos de tres lagos urbanos eutróficos de la ciudad de México, con el objetivo de reconocer otros géneros de cianobacterias diferentes a Microcystis, que pudieran estar presentes en tales florecimientos. Durante marzo de 2007 se colectaron muestras de agua y mediante micromanipulación se obtuvieron cultivos monocianobacteriales que fueron identificados preliminarmente con base en caracteres morfológicos. Por otra parte, se extrajo el DNA total, se amplificó una región parcial del gen 16S rRNA y se corroboró la identificación taxonómica a través de su posicionamiento filogenético. De esta manera se pudo identificar a la mayoría de los aislados mediante caracteres morfológicos tradicionales, y confirmar su identidad genérica con base en el análisis bioinformático del gen 16S rRNA. Así se identificaron cepas de los géneros Anabaenopsis, Arthrospira, Leptolyngbya, Limnothrix, Geitlerinema, Phormidium, Planktolyngbya, Planktothrix, Pseudanabaena y Spirulina, resultado que muestra la diversidad que se puede registrar en florecimientos de cianobacterias, aun cuando el taxón dominante pudiera ser Microcystis spp. A fin de poder determinar de manera más precisa la identidad específica, se recomienda ampliamente el uso de ambas técnicas, ya que de esta forma se podrían evitar errores por variación fenotípica inducida por los estímulos ambientales o por las condiciones de cultivo.

Palabras clave: cianobacteria, florecimiento, 16S rRNA, eutroficación, lago urbano.

Cyanobacteria are traditionally classified based on morphological and ecological traits, which can result in incorrect identifications due to phenotypic plasticity, and in the case of isolated strains, due to morphological changes provoked by the culture conditions. The gene 16S rRNA is useful for taxonomic identification, helping to overcome the aforementioned problems. Using morphological and molecular characteristics, we isolated and identified filamentous cyanobacteria present in blooms in three eutrophic urban lakes in Mexico City with the aim of recognizing genera of cyanobacteria other than Microcystis that may be present. Water samples were collected during March 2007, and through micromanipulation we obtained monospecific cultures that were preliminarily identified using morphological traits. In addition, total DNA was extracted, and a partial region of the 16S rRNA gene was amplified to corroborate the taxonomic identifications; these were confirmed through their phylogenetic positioning. In this way most of the isolated strains identified by their morphological traits could be confirmed at the generic level. We identified strains of Anabaenopsis, Arthrospira, Leptolyngbya, Limnothrix, Geitlerinema, Phormidium, Planktolyngbya, Planktothrix, Pseudanabaena and Spirulina, showing the diversity of cyanobacteria that could be recorded in blooms even though the dominant taxa could be Microcystis spp. To accurately determine taxonomic identity we strongly recommend the use of both techniques in order to avoid errors due to phenotypic variation provoked by environmental factors or culture conditions.

Key words: cyanobacteria, bloom, 16S rRNA, eutrophication, urban lake.

INTRODUCCÓN

Las cianobacterias son microorganismos procariotas con una amplia diversidad morfológica, encontrándose formas unicelulares, coloniales y filamentosas (Whitton, 1992; Valerio et al., 2009). Se distribuyen en ambientes terrestres, dulceacuícolas, marinos y algunas especies tiene la capacidad de crecer en ambientes extremos (alcalinos, ácidos y con altas temperaturas) (Whitton y Potts, 2000; Kaebernick y Neilan, 2001, Roset et al., 2001; Campos et al., 2005).

Tradicionalmente, las cianobacterias han sido clasificadas con base en caracteres morfológicos y ecológicos (Casamatta et al., 2005); sin embargo, a pesar de los conocimientos especializados necesarios para la identificación, el juicio subjetivo de los usuarios puede llevar a errores, dando como resultado una asignación incorrecta de los aislamientos (Valerio et al., 2009).

Así mismo, los cambios morfológicos inducidos por las condiciones de cultivo y la plasticidad fenotípica de las cianobacterias también pueden conducir a errores en la identificación taxonómica de las cepas (Rudi et al., 1997; Lyra et al., 2001; Valerio et al., 2009); actualmente el uso de marcadores moleculares como el 16S rRNA resultan ser de gran utilidad para la identificación de cepas, ya que ayuda a superar los problemas antes mencionados.

El objetivo de este trabajo fue aislar e identificar mediante caracteres morfológicos y moleculares a cianobacterias filamentosas presentes en florecimientos de tres lagos urbanos eutróficos de la ciudad de México, con el fin de conocer otros géneros diferentes a Microcystis que pudieran ser potencialmente toxigénicos, ya que a pesar de que Microcystis es el principal productor de microcistinas (Codd et al, 1999; Pflugmacher et al, 1999; Pflugmacher y Wiegand, 2001), no es el único pues otros géneros como: Anabaena, Planktothrix, Nostoc, Cilindrospermopsis y Pseudanabaena (Hunter, 1998; Sivonen y Jones, 1999; Codd, 2000; De León y Yunes, 2001; Vasconcelos, 2001), que también tienen dicha capacidad, han sido poco estudiados ya que con frecuencia se encuentran en menor cantidad, comparativamente con Microcystis.

Esto es importante, ya que en México existen lagos urbanos con florecimientos frecuentes o permanentes, que están destinados a actividades deportivas y/o recreativas y que representan por lo tanto un riesgo latente para la biota residente y circundante. Se sabe que concentraciones altas de nutrientes favorecen el crecimiento acelerado del fitoplancton, siendo las cianobacterias los microorganismos dominantes en los cuerpos de agua eutroficados (Paerl et al, 2001; Stewart et al, 2006) ocasionando la formación de cúmulos de biomasa, conocidos como blooms o florecimientos (Sivonen y Jones, 1999; Fontúrbel, 2003; Ramírez et al, 2004; Frías et al, 2006; Vela et al, 2007; Briand et al, 2008), que generalmente se asocian con la producción de una serie de metabolitos secundarios que incluyen a estas toxinas (Neilan et al, 1999; Briand et al, 2008; Pope y Patel, 2008).

MATERIAL Y MÉTODOS

Áreas de estudio

Se estudiaron tres lagos urbanos de la ciudad de México ubicados en el bosque de Chapultepec 1^a Sección, el parque ecológico "Alameda Oriente" y en la pista olímpica de remo y canotaje "Virgilio Uribe"- Cuemanco, Xochimilco. En dichos sitios se tiene el registro de desarrollo de blooms de cianobacterias con predomino de Microcystis (Arzate-Cárdenas et al, 2010).

El lago menor se encuentra en la primera sección del bosque de Chapultepec, está ubicado en la delegación Miguel Hidalgo, entre las coordenadas 19°25'25.90"N y 99°11'5.03"W, a una altitud de 2 240 m.s.n.m., tiene una extensión de 8 400 m² y una profundidad promedio de 1.65 m. La alimentación del lago proviene del río Hondo, de la planta de tratamiento de aguas residuales de Chapultepec y de agua pluvial (Alcocer et al, 1988).

El parque ecológico Alameda Oriente, antes conocido como Laguna de Xochiaca, está ubicado en la delegación Venustiano Carranza, entre las coordenadas 19°26'13.09"N-19°26'8.36"N y 99°3'15.36"W-99°3'22.19"W, a una altitud de 2 234 m.s.n.m. Construido en 1989, es un parque destinado a actividades recreativas, y cuenta con cinco estanques con área total de 11 hectáreas. El agua suministrada al lago proviene del Lago de Aragón ubicado en la delegación Gustavo A. Madero (http://www.alamedaoriente.org.mx).

La pista olímpica de remo y canotaje "Virgilio Uribe" se sitúa al sur de la ciudad de México, en la delegación Xochimilco, entre las coordenadas 19°16'20.58"N y 99°6'16.72"W; cuenta con dos canales, el principal se utiliza para prácticas de remo y canotaje, tiene 2 200 m de longitud, 125 m de ancho y alrededor de 2 m de profundidad, corre de norte a sur; el canal secundario o canal de retroceso, sirve para entrenamiento en días de pruebas o eliminatorias deportivas. Se llena con aguas tratadas y pluviales (Alva Martínez et al, 2007; http://mx.geocities.com/lakeside_remo/Varios.htm).

Colecta de las muestras

Las muestras de agua se colectaron en los tres sitios de estudio en marzo del 2007, haciendo un arrastre con una red para fitoplancton (malla de 25 μm). Las muestras de agua se filtraron en el laboratorio con membranas Millipore® de 22 μm y en el agua se evaluó la temperatura, oxígeno disuelto (oxímetro, YSI-55), conductividad, salinidad (YSI-30), pH (potenciómetro Thermo-Orion 3 Star), concentración de fosfatos (método 8114, del molibdovanadato) y de nitratos (método 8153, de reducción de cadmio), estas dos últimas en un espectrofotómetro HACH DR/2000, siguiendo las especificaciones del proveedor.

Las cepas se aislaron por micromanipulación, seleccionando un solo filamento al microscopio, éste se colocó en un vial de vidrio de 8 mL de capacidad con 2 mL del medio de cultivo adicionado con NaHCO₃. Una vez que fue visible el crecimiento, se sembraron inóculos en placas por estría cruzada hasta obtener cultivos monocianobacteriales. Se utilizó medio mineral BG-11 líquido y solidificado al 1.3% con agar bacteriológico (Rippka, 1988), adicionados ambos con cicloheximida (50 μg L^-1, Sigma) para eliminar a todos los organismos eucariontes (Vaara et al., 1979). Los aislados fueron cultivados en medio mineral BG-11, excepto Arthrospira sp., que se propagó en medio Zarrouk (1966). Los cultivos se mantuvieron con aireación constante, iluminación con luz blanca (21.4 μmol m^-2 s^-1), fotoperiodo de 16:8 h (luz: oscuridad), a 25 ± 1°C, en matraces Erlenmeyer de 500 mL.

Identificación taxonómica

Las cepas fueron teñidas con azul de cresil al 1% y observadas con un microscopio óptico Nikon Alphaphot 2 YS2. La identificación taxonómica se hizo con base en las claves de Geitler (1932), Anagnostidis y Komárek (1985, 1988), Komárek y Anagnostidis (1989) y Cronberg y Anna-dotter (2006). Las características morfológicas de los aislados consideradas para la identificación taxonómica fueron las siguientes: forma y tamaño de las células intercalares y terminales del filamento; grosor del filamento; presencia o ausencia de constricciones en el cruce de la pared; presencia de células necridiales; ausencia o presencia y color de la vaina; número de tricomas por filamentos, presencia, forma y tamaño de los heterocitos. Las medidas fueron registradas usando el software Motic Image Plus 2.0.

Extracción de DNA genómico

La extracción del DNA total se hizo por el método del CTAB (Hexadecyltrimethylammonium bromide) descrito por Allers y Lichten (2000). Para cada cepa se usaron 50 mg de biomasa (de aproximadamente 15 días de crecimiento); las muestras se congelaron y maceraron con nitrógeno líquido hasta obtener un polvo fino; se adicionaron 2.5 mL de la solución CTAB I (CTAB 2%, EDTA 50 mM, TRIZMA BASE 200 mM pH 8.0, NaCl 2 M y PVP 0.5%) (Sigma); se incubaron durante 30 min y después de centrifugar y separar la fase acuosa, se adicionó 1/10 volumen del CTAB II (CTAB 10% y NaCl 0.7 M). La extracción de proteínas se hizo con una mezcla de cloroformo: alcohol isoamílico (24:1 v/v); el DNA se precipitó con isopropanol a -20°C por 2 h y se recuperó por centrifugación. La pastilla de DNA se lavó con etanol al 70% y finalmente se resuspendió en agua desionizada estéril. Las muestras se conservaron a -20°C hasta su uso.

El DNA genómico se separó en geles de agarosa al 1% con TBE 1X (Tris-HCl 45 mM, pH 8.0, EDTA 10 mM, ácido bórico 45 mM), como regulador de corrimiento electroforético, el cual se llevó a cabo a 80 V por 90 min con un marcador de tamaño molecular de 100 pb (Invitrogen). Los geles se tiñeron con una solución de bromuro de etidio (10 μ g mL^-1, Sigma) y las bandas se visualizaron en un transiluminador con luz ultravioleta (Alpha Innotech Imager 2000). Para conocer la pureza y concentración del DNA extraído, se determinó la relación de las absorbancias 260/280 nm (MBA 2000, Perkin Elmer, Waltham, MA).

Amplificación parcial del gen 16S rRNA

Se amplificó una región parcial de aproximadamente 1 000 pb del gen 16S rRNA con el iniciador delantero CYAF (5'-AGCAGT-GGGGAATTTTCCG-3'), que corresponde a las posiciones N315-N337 del gen 16S rRNA de Anabaena variabilis (75906225) y dos iniciadores reversos CYAAR (5'-TT-CACYGCAGTATGCTGACC-3') y CYA-CR (5'-TCACYGCCGTATGCTGACC-3') que corresponden a las posiciones N1300-N1320 de A. variabilis. Los iniciadores fueron diseñados por la M. en C. Yendi Navarro Noya.

La amplificación se hizo en un termociclador T-personal Biometra® y se usaron 50 ng de DNA total, regulador de la enzima (1x), MgCl₂ (4.5 mM), dNTP's (200 |aM, Invitrogen), 10 pmol de cada iniciador y 0.5 U Taq polimerasa (Invitrogen), en un volumen final de 50 μL. Las condiciones de la reacción fueron: un ciclo inicial de desnaturalización a 94°C por 10 min, seguido de 35 ciclos, desnaturalización a 94°C por 1 min, alineamiento 53°C por 1 min y extensión a 72°C por 1 min; y un ciclo de extensión final a 72°C durante 10 min. Como testigos positivos se usaron dos cepas de referencia correspondientes a Anabaena flos-aquae (LB2358) y Microcystis aeruginosa (LB2385), adquiridas de la colección de la Universidad de Texas (UTEX).

Las muestras purificadas fueron secuencia-das en ambos sentidos con los iniciadores CYAF y CYACR usados en la amplificación del gen 16S rRNA, en un equipo ABI PRISM 3100 Genetic Analyzer (Applied Biosystems). Las secuencias obtenidas se analizaron y editaron con el programa Chromas v. 2.13. Se generaron secuencias consenso con el programa BioEdit v.5.0.6 (Hall, 2001), las cuales se alinearon y compararon con las depositadas en el banco de genes usando el programa BLASTn (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/).

Para el análisis del 16S rRNA se incluyeron 30 secuencias de referencia obtenidas del GenBank. Las secuencias problema y aquellas obtenidas del banco de genes se alinearon con el programa Clustal X v.1.83 (Thompson et al., 1997), utilizando los parámetros predeterminados. Con la finalidad de conocer la identidad entre ellas se calculó el porcentaje de similitud con el programa MatGAT v. 2.01 (tabla 2) (Campanella et al., 2003).

La identificación taxonómica de las cepas analizadas se llevó a cabo a través de su posicionamiento filogenético por medio del método de máxima verosimilitud (ML). Para ello se determinó el modelo de sustitución nucleotídica para el conjunto total de secuencia con el programa MODELTEST v.3.7 (Posada y Crandall, 1998).

La reconstrucción del árbol filogenético se hizo en el programa Phyml v. 2.4.4 (Guindon et al, 2005) usando los siguientes parámetros: modelo evolutivo K80+I+G (Kimura, 1980), I = 0.3540, corrección gamma = 0.3360, ti/tv = 1.5438, -lnL = 5521.5572 y con el soporte bootstrap con 1 000 repeticiones. Por último, el árbol filogenético fue editado con el programa Dendroscope v.1.4. La cianobacteria unicelular Microcystis aeruginosa UTEX LB2385 se usó como grupo externo.

Las secuencias de nucleótidos determinadas en este estudio fueron depositadas en la base de datos del GenBank y se les asignaron los siguientes números de acceso: AA09 (GU903485), AA10 (GU903486), AB02 (GU903487), AC11 (GU903488), AC12 (GU903489), AD13 (GU903490), AD17 (GU903491), AD26 (GU903492), CH04 (GU903493), CH12 (GU903494), CHM1 (GU903496), PO01 (GU903497), PO05 (GU903498) y PO07 (GU903499).

RESULTADOS

Descripción de las áreas de estudio

Las variables fisicoquímicas del agua colectada en las tres áreas de estudio se muestran en la tabla 1. En las fechas de muestreo la temperatura del agua osciló entre los 20-21°C, el oxígeno disuelto entre los 4.4 y 8.7 mg L^-1; en los tres sitios el pH fue mayor a 10, la conductividad fue mayor en las muestras de agua de la Alameda Oriente variando entre 1923-4439 μS cm^-2, en el quinto estanque de la Alameda Oriente la salinidad fue mayor (2.4 u.p.s.) con respecto a los otros cuatro estanques; en todas las áreas de estudio se encontró una mayor concentración de fosfatos (PO₄)^3-que de nitratos (NO₃^-). El estanque núm. 1 de la Alameda Oriente fue excluido de este estudio, debido a que en el momento de la colecta no se encontró crecimiento de cianobacterias.

El desarrollo de los blooms en los lagos de Chapultepec 1^a Sección y de la Alameda Oriente se observaron como la formación de una nata espesa ("scum") y espuma en la superficie de ambos lagos, mientras que en la Pista Olímpica de Remo y Canotaje sólo se observó la formación de espuma en las orillas de la pista, ya que la segunda especie dominante fue P. agardhii y esta cianobacteria no tiene la capacidad de formar natas debido a que su crecimiento es en forma dispersa (Chorus y Bartram, 1999).

Identificación taxonómica de los aislados

Se obtuvo un total de 17 aislados, los cuales fueron identificados primeramente con base en sus características morfológicas hasta género y/o especie y se agruparon en diez géneros distribuidos en dos órdenes. Posteriormente, dicha identificación se complementó con base en el análisis bioinformático de una región parcial del gen 16S rRNA; en la tabla 2 se muestra el número de aislados por localidad y la identificación taxonómica con ambos métodos.

Todas las cianobacterias aisladas en este estudio son planctónicas; en la tabla 3 se presentan las características morfológicas de cada una de las morfoespecies aisladas y en la figura 1 se muestran las fotografías de algunos de los aislados. Cabe mencionar que todos los taxa identificados en las tres áreas de estudio han sido documentados como responsables de la formación de florecimientos cianobacteriales.

Análisis filogenético

En la figura 2 se muestra el árbol filogenético reconstruido por el método de máxima verosimilitud a partir de las secuencias parciales del gen 16S rRNA. El análisis filogenético permitió corroborar la identificación taxonómica de la mayoría de los aislados, de tal forma que éstos se distribuyen en grupos que corresponden con la identificación presuntiva basada en caracteres morfológicos. En la topología del árbol se puede observar la distribución de los aislados en cuatro grupos, conforme al orden que pertenecen, de tal forma que en Nostocales se encuentra el aislado AC12 (Anabaenopsis) y la cepa de referencia Anabaena flos-aquae UTEX LB2358, el resto de los aislados pertenecen a Oscillatoriales se distribuyen en dos grandes grupos y la cepa de referencia Microcystis aeruginosa UTEX LB2385 en el orden Chroococcales. Se pudo confirmar la identificación de los aislados CHM1 (Leptolyngbya tenerrima), CH04 (Geitlerinema carotinosum), CH12 (Leptolyngbya boryana), AC11 (Spirulina), AC12 (Anabaenopsis), AD17 (Phormidium pseudopristleyi), PO01 (Planktothrix agardhii) y PO07 (Limnothrix redekei) (tabla 2).

Los aislados AA09 y AA10 presentaron una similitud del 90.3 y 90.7%, respectivamente, con Geitlerinema redekei (EU196642); sin embargo, con base en sus características morfológicas fueron identificados como Planktolyngbya sp. Así mismo, el aislado AB02 fue identificado previamente como Limnothrix sp. y presentó un 91.3% de similitud con la cepa Leptolyngbya foveolarum (EU196617), por último en el caso de los aislados AD13, AD26 y PO05 se obtuvo un 94.8, 94.1 y 95.1% de similitud, respectivamente, con Spirulina laxissima (DQ393278); sin embargo, dicha identificación no corresponde con la morfológica (tabla 1). De los aislados AA07, AD25 y AD13-Z no se obtuvieron productos de amplificación.

DISCUSIÓN

Tradicionalmente las cianobacterias han sido clasificadas con base en sus caracteres morfológicos, aunque esta forma de identificarlas es compleja debido a que estos microorganismos, pese a que tengan la misma información genética, pueden cambiar su morfología por influencia de diversos factores ambientales (Anagnostidis y Komárek 1985, 1988; Moffitt et al., 2001; Rajaniemi et al., 2005).

Por otra parte, las cianobacterias que se desarrollan como filamentos finos (como es el caso de Planktolyngbya, Leptolyngbya, Geitlerinema y Limnothrix) representan un problema taxonómico adicional, debido a que presentan pocas características morfológicas distintivas entre ellas, y aún no se ha podido esclarecer si las pequeñas diferencias que se pueden distinguir con equipo óptico reflejan diferentes genotipos, o más bien son consecuencia de su plasticidad fenotípica. Por lo tanto, estas cianobacterias en forma de hilos delgados a menudo han sido agrupadas por diferentes autores en clasificaciones morfológicas distintas (Zwart et al., 2005).

A este respecto, el análisis bioinformático del gen 16S rRNA permitió en este estudio corroborar la identificación taxonómica hecha con base en caracteres morfológicos en la mayoría de los aislados, descartando cualquier variación fenotípica entre una misma cepa.

Asimismo, el uso de dicho marcador proporcionó un mayor grado de resolución en los taxones de cianobacterias identificados que cualquiera de las características morfológicas observadas, ya que en el caso de los aislados CHM1 (Leptolyngbya tenerrima), CH04 (Geitlerinema carotinosum), CH12 (Leptolyngbya boryana), AD17 (Phormidium pseudopristleyi), PO01 (Planktothrix agardhii) y PO07 (Limnothrix redekei), se logró identificarlos hasta especie, y éstos se agruparon con las cepas del banco de genes con las que presentaron un mayor porcentaje de similitud (>97.5%). En el caso de los aislados AC11 (Spirulina) y AC12 (Anabaenopsis) únicamente se lograron identificar hasta género presentando un porcentaje de similitud mayor al 95%.

Estos resultados coinciden con lo determinado por otros autores, quienes mencionan que los estudios filogenéticos de cianobacterias, basados en la secuencia del 16S rRNA, son de gran utilidad para una identificación taxonómica confiable (Wilmotte et al, 1994; Nelissen et al, 1996; Nübel et al., 1997).

Por el contrario, en el caso del aislado AB02, no se pudo relacionar la identificación morfológica con la molecular, e incluso al analizar la topología del árbol se observó que este aislado no se distribuye con las secuencias correspondientes a Limnothrix sp., taxón identificado por caracteres morfológicos, sino con las de Leptolyngbya foveolarum y Pseudanabaena spp. Para este último taxón algunos autores indican que Pseudanabaena y Limnothrix tienen gran parecido morfológico, lo que dificulta su correcta identificación (Acinas et al, 2009). Cabe mencionar que en el banco de genes hay un número reducido de secuencias de Pseudanabaena y Limnothrix, siendo un factor limitante para el análisis de dichas secuencias.

En el caso de los aislados AD13, AD26 y PO05, se mantuvo la identificación hecha con base en las claves taxonómicas disponibles (basadas en la morfología), descartándose la molecular, ya que el género Pseudanabaena presenta características morfológicas inconfundibles que lo diferenciaban claramente de otros aislados, como son las ligeras constricciones en las paredes y su crecimiento como filamentos solitarios y cortos (Komárek, 2003), características que la separan de Spirulina laxissima y Leptolyngbya pauciramosa, ya que estos taxa no presentan constricciones en las paredes y son filamentos muy largos que forman cúmulos que se observan a simple vista. También, con base en el análisis del árbol filogenético, se pudo verificar que estos tres aislados se distribuyen en un mismo grupo, separándose de los dos taxa antes mencionados; estos resultados confirman la necesidad de combinar la taxonomía basada en caracteres morfológicos y los estudios moleculares para lograr una identificación taxonómica más confiable (Thacker y Paul, 2004), aunque se debe señalar que la caracterización molecular no sustituye del todo a la morfológica.

Asimismo, las secuencias del banco de genes para al género Pseudanabaena, tampoco tienen una distribución en una sola rama del árbol, sino que se agrupan con cepas que corresponden a los géneros Leptolyngbya spp. y Geitlerinema spp., lo cual ponen en relieve la problemática que existe en la identificación del género Pseudanabaena, debido principalmente a que existen pocos datos acerca de sus características fenotípicas y genéticas (Acinas et al., 2009).

El uso de ambos métodos es ampliamente recomendable, ya que según Komárek y Anagnostidis (1989) más del 50% de las cepas en las colecciones son identificados erróneamente, debido a que está sujeto al juicio subjetivo del personal que las identifica, teniendo como resultado una asignación incorrecta de los aislamientos (Nübel et al., 1997; Wilson et al, 2000).

Además, se tiene que considerar que algunas características de diagnóstico, tales como vacuolas de gas o aquinetos, pueden mostrar variaciones como consecuencia de las condiciones de crecimiento, e incluso pueden llegar a perderse (Lyra et al., 2001; Rajaniemi et al, 2005; Valerio et al, 2009).

Por otra parte, en los tres lagos de estudio se encontró un crecimiento masivo de cianobacterias en el momento de la colecta. Debido a que se ha documentado que en florecimientos desarrollados en lagos de varios países se registró toxicidad en un 75% de todas las muestras que contenían cianobacterias (Sivonen y Jones, 1999), estos florecimientos representan un riesgo potencial para la salud humana y sanidad animal, debido a que los tres lagos están destinados a actividades recreativas, y en el caso de la pista olímpica, también a actividades deportivas. Como parte de estos florecimientos se identificaron las cianobacterias Microcystis, Planktothrix, Anabaenopsis, Pseudanabaena y Phormidium, siendo estos géneros los principales productores de microcistinas (Hunter 1998; De León y Yunes, 2001; Roset et al, 2001).

En los tres lagos en estudio se encontraron similitudes en las variables fisicoquímicas, ya que la temperatura fue superior a los 20°C y de acuerdo a otros estudios en los que se compararon las tasas de crecimiento de cianobacterias, diatomeas y clorofíceas a diferentes temperaturas, se comprobó que el crecimiento de las cianobacterias aumenta conforme se incrementa la temperatura, alcanzándose un crecimiento máximo por arriba de los 23°C (Chorus y Bartram, 1999; Roset et al, 2001; Jõhnk et al., 2008).

Por otra parte, el pH en las tres áreas de estudio fue mayor a 10 y corresponde al intervalo óptimo documentado para el crecimiento de estos microorganismos, el cual se ubica entre 7.5 y 10 (Vela et al, 2007). El hecho de que en los tres lagos estudiados se haya registrado un pH alcalino, hace suponer que muy probablemente este factor contribuyó al desarrollo de los blooms ya que las cianobacterias tienen preferencia por ambientes neutros y alcalinos debido a su capacidad de asimilar el carbono inorgánico en la forma de bicarbonato (Giraldez-Ruiz et al., 1999).

Como conclusión, se registraron florecimientos de cianobacterias en los tres sitios de estudio y se pudo establecer una correlación con una alta concentración de fosfatos (PO₄)^3-, temperatura mayor a los 20°C y pH mayor a 10. Además, se pudo identificar la mayoría de las cepas aisladas mediante caracteres morfológicos tradicionales y confirmar su identidad genérica con base en el análisis bioinformático del gen 16S rRNA. Se debe enfatizar que la presencia de cepas potencialmente toxigénicas pudiera representar un riesgo para la biota acuática y para el humano, por lo que la correcta identificación de los taxa presentes en un florecimiento puede contribuir a tomar medidas preventivas. Los resultados de este estudio también alertan sobre la diversidad de especies de cianobacterias filamentosas asociadas con florecimientos de Microcystis, algunas de las cuales podrían encontrar condiciones ambientales adecuadas para expresar su potencial toxigénico.

AGRADECIMIENTOS

R. Pineda-Mendoza agradece al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT), por la beca para realizar estudios de maestría. F. Martínez-Jerónimo y R. Olvera-Ramírez agradecen al Instituto Politécnico Nacional (IPN) y en particular a la Secretaría de Investigación y Posgrado (SIP), al Sistema de Estímulo al Desempeño de los Investigadores (EDI) y a la Comisión de Operación y Fomento de Actividades Académicas del IPN (COFAA), por los apoyos recibidos para realizar este estudio.

LITERATURA CITADA

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