Oedogonium capillare (Linnaeus) (Kuetzing, 1845) como estrategia para purificar alimento vivo Tubifex tubifex (Müller, 1974) para peces

Oedogonium capillare (Linnaeus) (Kuetzing, 1845) as a strategy to purify live Tubifex tubifex (Müller, 1974) food for fish

Pilar Negrete Redondo* Jorge Romero Jarero** Sandra Cruz García* Enrique Guzmán López*

* Universidad Autónoma Metropolitana, Campus Xochimilco, Departamento El Hombre y su Ambiente, Canal Nacional 1100, Col. Villa Quietud, 04950, México, D. F. Tel.: (55) 54 83 71 59. Correo electrónico: jordiromeronegrete@hotmail.com

** Instituto de Ciencias del Mar y Limnología, Universidad Nacional Autónoma de México, 04510, México, D. F.

Recibido el 28 de septiembre de 2009.
Aceptado el 26 de mayo de 2010.

Abstract

The sludge worm Tubifex sp is a good live food for aquatic species due to its high nutrimental content, short reproduction period, its broad range of habitats, and its fertility and reproductive capability in wide temperature range (0.5°C–30°C). It becomes a direct vector of bacteria such as Salmonella, Shiguella and E. coli, also, in an obliged Myxobollus cerebralis host. Nevertheless, in controlled culture conditions "clean" population can be obtained. Oedogonium capillare alga possesses bactericide capacity against different bacterial genera. The present study has the objective to prove that O. capillare alga constitutes a good source to reduce the bacterial charge of the Tubifex worm. A 100 g of Tubifex were left free in five aquariums, all in similar conditions of: water temperature, aeration and water volume, four of these were experimental, one with O. capillare alga placed freely in the aquarium, and the other one contained within a mesh so it would not have contact with the worm; in two more aquariums, 2 g of two antibiotics for aquaculture use were mixed,one with kanamicin added, another with ampicillin, and a third with only water as control. Every seven days and during five weeks, a qualitative and quantitative analysis of the bacterial charge of each worm groups was carried out, this was identified according to the Merck Manual and the API–20E. A unilateral variance analysis was applied. It was proven that O. capillare significantly decreases the sludge worm's bacterial charge, by reducing the number of species from 15 to 4 and from 2 × 10⁹ to 3 × 10⁵ cfu/mL, in two weeks of treatment.

Key words: Purification, bacterial charge, Tubifex, Oedogonium capillare, live food.

Resumen

El gusano de fango Tubifex sp es buen alimento vivo para especies acuáticas debido a su alto contenido nutrimental, corto periodo de generación, amplia gama de hábitats, fecundidad y por reproducirse en amplios intervalos de temperatura (0.5–30°C). Es vector directo de bacterias como Salmonella, Shigella y E. coli, y hospedero obligatorio de Myxobolus cerebralis. Sin embargo, en condiciones de cultivo controlado, pueden obtenerse poblaciones "limpias". El alga Oedogonium capillare posee capacidad bactericida contra diferentes géneros bacterianos. El presente estudio pretende probar que O. capillare, constituye un buen recurso para reducir la carga bacteriana del Tubifex. Se liberaron 100 g de Tubifex en cinco acuarios en iguales condiciones de aireación, temperatura y volumen de agua, en uno de ellos el alga se dejó libremente en el acuario, en el segundo, el alga fue sujetada con una red pequeña, para evitar que entrara en contacto directo con el gusano; en dos acuarios más, se mezclaron 2 g de dos antibióticos de uso en acuicultura, kanamicina y ampicilina; finalmente, se montó un último acuario, sólo con agua, el cual fue considerado como grupo testigo. Cada siete días, durante cinco semanas se llevaron a cabo los análisis cualitativo y cuantitativo de la carga bacteriana de cada grupo de gusanos, que se identificaron de acuerdo con el Manual de Merck, y el API–20E. Se aplicó análisis de varianza unilateral. Se probó que O. capillare reduce significativamente la carga bacteriana del gusano de fango, al disminuir el número de especies aisladas de 15 a 4 y de 2 × 10⁹ a 3 × 10⁵ ufc/mL, en dos semanas de tratamiento.

Introducción

El éxito en la producción de los sistemas de cultivo acuático depende en gran medida de la disponibilidad de alimento, sobre todo de alimento vivo, esencial durante la fase larvaria de los peces, ya que sólo pueden alimentarse de organismos muy pequeños que contengan los nutrimentos necesarios para alcanzar tallas comerciales en poco tiempo,¹ ya que si son mal alimentados se vuelven más susceptibles a las enfermedades y menos tolerantes a las variaciones en los factores fisicoquímicos del medio en donde se desarrollan.² El alimento debe cubrir satisfactoriamente todas las necesidades metabólicas del organismo; es decir, se debe suministrar el alimento adecuado, en la cantidad correcta y de la manera más rentable posible.³ Como parte de la dieta de las especies cultivadas, los acuicultores incluyen alimento vivo, sobre todo en las primeras fases del desarrollo de los individuos, por el alto contenido nutrimental que posee,^4–6 además de alimento inerte.

El alimento vivo tiene cualidades que no posee un alimento inerte, como el movimiento, que facilita que sea atrapado por el predador; o el color, que es atractivo para su captura; y es de mejor calidad nutritiva, pues los organismos que se aprovechan como alimento, al ser cultivados, contienen la cantidad y calidad de nutrimentos indispensables para el adecuado crecimiento de las especies en el agua. Asimismo, el alimento vivo tiene la cualidad de no afectar la calidad del agua, debido a que es consumido antes de que llegue al fondo, sin causar tipo alguno de descomposición; a diferencia del alimento inerte, que si no tiene buena flotabilidad se irá al fondo, en donde se descompone y afecta al medio, causando, a veces, una mortalidad total en el estanque.⁷ Entre estos organismos se encuentran los fitoplantónicos (microalgas), y los zooplantónicos, como los rotíferos, pulgas de agua, copépodos y anfípodos; también existen algunas otras especies de invertebrados, como el gusano de fango (Tubifex tubifex), la mosca de la fruta (Drosophila melanogaster) y la lombriz de tierra.⁶

El gusano de fango (Tubifex tubifex) es una buena opción, como alimento vivo, por las siguientes razones: a) el tiempo de generación es corto en comparación con otros organismos (42 días); b) se produce en una amplia gama de hábitats; c) tiene una alta fecundidad, de 92 a 340 huevos; y d) se reproduce dentro de un intervalo de temperatura entre 0.5–30°C.⁸ Tubifex tubifex (Müller) pertenece a la familia Oligochaeteae, es conocido como "tubi", que por reunir las características de sabor y nutrimentos que requieren los animales acuáticos (8.1% de proteína cruda, 2% de lípidos, 1.9% de extracto libre de nitrógeno, todos éstos por peso), se ha utilizado en forma tradicional como alimento para peces de ornato, ya sea suministrado directamente o como ingrediente de los alimentos balanceados.⁹

Tubifex se encuentra en lodos cenagosos de aguas putrefactas, donde pocos organismos se desarrollan debido a la contaminación, por lo que dichos gusanos se convierten en vectores directos de enfermedades que podrían infectar a los organismos en cultivo. El gusano Tubifex es portador de bacterias como Salmonella, Shigella y Escherichia coli,¹⁰ y hospedero obligado de Myxobolus cerebralis, agente infeccioso de salmónidos.¹¹ Tubifex se constituiría en excelente alternativa de alimentación para peces si no contara con la flora bacteriana formada por patógenos de alto riesgo, tanto para los cultivos como para el ser humano.¹² Lo anterior implica uno de los principales problemas de la acuicultura: el inadecuado control de la calidad microbiológica del agua y de los alimentos, responsables de alta incidencia de enfermedades, así como la falta de control y desorganización en la venta y uso de los antibióticos y otros fármacos empleados en la prevención y terapia de las enfermedades infecciosas.¹³

En cambio, en condiciones de cultivo controlado se pueden obtener poblaciones limpias.⁶ Las estrategias de purificación del gusano, hasta el momento, estaban restringidas a baños con antibióticos o de agua potable, en el mejor de los casos.¹⁴

El desarrollo de nuevos antibióticos durante los últimos 20 años se ha incrementado como consecuencia de múltiples factores, como la necesidad de disponer de antibacterianos más eficaces y de más amplio espectro.^15,16 Pese a ello, los antibióticos más frecuentemente utilizados en la acuicultura son la tetraciclina, el ácido oxolínico, la flumequina y las penicilinas.¹³

Los extractos obtenidos de diferentes géneros de algas han mostrado potente efecto sobre el crecimiento y sobrevivencia, también propiedades antimicrobianas contra patógenos de organismos acuáticos.^17,18 Se ha comprobado experimentalmente in vivo e in vitro que el alga Oedogonium capillare, perteneciente a la familia Oedoniaceae (Chloropycophyta),¹⁹ inhibe el crecimiento de diferentes especies de bacterias de importancia ictiopatogénica.

Material y métodos

Los especímenes de O. capillare fueron recolectados de estanques en el Centro de Investigaciones Biológicas y Acuáticas, en Xochimilco, cuando presentaron crecimiento masivo, se recolectaron con red de cuchara y se seleccionaron los ejemplares más vigorosos. Antes de efectuarse el muestreo se removieron las hojas y desechos orgánicos. Las algas fueron identificadas en el Laboratorio de Ficología de la Universidad Autónoma Metropolitana, Campus Xochimilco, basándose en las descripciones de Gauthier–Lievre.¹⁹

Los acuarios se montaron de la siguiente forma: se utilizaron acuarios con capacidad de 40 L, todos se llenaron con 2 L de agua libre de cloro residual; en uno de ellos, el alga se dejó libremente en el acuario; en el segundo, el alga fue sujetada con una red pequeña, para evitar que entrara en contacto directo con el gusano; en dos acuarios más, se mezclaron 2 g de dos antibióticos de uso en acuicultura, kanamicina y ampicilina; finalmente, se montó un último acuario, únicamente con agua, con el mismo volumen y calidad que los anteriores, que fue considerado como grupo testigo.

Se adquirieron 600 g de alimento vivo para peces ( Tubifex tubifex) en el mercado de peces Mixhuca, en la Ciudad de México, y se trasladaron al laboratorio para ser procesados. Se determinó cuantitativa y cualitativamente la carga bacteriana inicial de la muestra de T. tubifex, la cual se consideró como carga bacteriana inicial. Los 600 g de esta muestra se distribuyeron entre los cinco acuarios, colocando 100 g de Tubifex en cada uno, se dejó durante ocho días, al cabo de los cuales se efectuó nuevamente el análisis bacteriológico de la siguiente forma.

Con una red estéril se extrajeron diez gramos de Tubifex de cada uno de los cinco acuarios, se pesaron y homogeneizaron,* durante tres minutos, con 90 mL de agua destilada estéril. Con una pipeta automática se extrajeron 1000μL y se efectuaron diluciones a la centésima desde 10^–1 y hasta 10^–7; de cada frasco de dilución se extrajeron, igualmente, con una pipeta automática 100μL y se sembraron en placas con agar de medios específicos de eosina azul de metileno (EMB), Salmonella–Shiguella (S–S), tiosulfato–citrato de sales de bismuto (TCBS), y cerebro–corazón (ABH). El inóculo se esparció en cada una de las placas de los medios de cultivo con una varilla de vidrio acodada, todas las cajas se incubaron durante 24 h a 35.5°C. Después de ese tiempo, se efectuó el conteo de unidades formadoras de colonias (ufc/mL), con un cuentacolonias.** El análisis cualitativo de la carga bacteriana de las muestras se efectuó extrayendo, con una pipeta automática, 1 000μL de la mezcla del frasco con el homogeneizado original, y se transfirió a tubos con caldo lactosado, agua peptonada y caldo tetrationato, en este último se agregaron 1 000μL de yodo–yoduro (IKI), todo se incubó durante 24 h a 35.5°C. Después, las colonias que crecieron se resembraron en placas con agar de EMB, TCBS y S–S, respectivamente y se incubaron de nuevo bajo las mismas condiciones.²⁰ De manera ulterior, las colonias se resembraron en forma sucesiva en placas con agar de los mismos medios selectivos, hasta obtener cepas puras; lo anterior hasta obtener crecimiento homogéneo de las colonias o morfología de caja, que se confirmó mediante observación al microscopio de contraste de fase, por homogeneidad celular. Después se efectuó tinción de Gram.²⁰ Posteriormente, las cepas G(–) se identificaron siguiendo los criterios del Manual de Merck,²¹ finalmente, se confirmó la identificación de las cepas con la pruebas bioquímicas del sistema comercial API–20E.²²

Este mismo procedimiento se efectuó cada semana con los cinco grupos. Los cambios de acuarios de cada experimento se hicieron semanalmente, durante un periodo de cinco semanas, una vez identificadas y cuantificadas las especies que conformaron la carga bacteriana del Tubifex. El procedimiento de identificación de las especies aisladas se llevó a cabo con cepas de colección: Aeromonas hydrophila (ATCC356), Aeromonas caviae (ATCC154), Vibrio alginolyticus (ATCC177), Vibrio parahaemolyticus (ATCC178), Escherichia coli (ATCC11775) y Klebsiella pneumoniae (ATCC13833).

En los diferentes grupos, tanto experimentales como testigo, se aplicaron los análisis de varianza unilateral de Levin y Levin.²³

En la carga bacteriana alojada en el gusano Tubifex, que se identificó inicialmente, tanto en el grupo testigo como en la réplica, se registraron 15 diferentes especies: Enterobacter cloacae, Escherichia coli I (ATCC11775), Escherichia coli II (ATCC23716), Escherichia coli III (ATCC194) Klebsiella pneumoniae, Klebsiella spp, Proteus vulgaris, Salmonella typhimurium, Salmonella enteritidis, Serratia plymuthica, Shiguella flexneri, Vibrio parahaemolyticus, Vibrio algynolyticus, Vibrio fluviales, y Aeromonas hydrophila. El conteo promedio de bacterias totales de este lote fue de 2 × 10⁹ ufc/ mL. Las especies S. plymuthica y Pseudomonas putida se aislaron e identificaron en las dos últimas semanas del experimento.

Al ser sometido el gusano únicamente a baños de agua, después de la primera semana, en la carga bacteriana original que portaba, disminuyeron 27% de las especies identificadas originalmente, sobrevivieron al tratamiento ocho de las 11 especies. No se registró ya la presencia de Klebsiella spp, S. enteritidis, S. flexneri, ni los géneros de Vibrio: V. parahaemolythicus, V. algynolyticus, V. fluviales y Aeromonas hydrophila. La cantidad promedio de bacterias cuantificadas, disminuyó a 1 × 10⁶ ufc/mL, después de la segunda semana con el mismo tratamiento, la diversidad bacteriana disminuyó lentamente, y a finales de la quinta semana sólo se registraron cinco especies: E. cloacae, E. coli I, II, III y Klebsiella pneumoniae; cuantitativamente, la carga bacteriana bajó finalmente a 2 × 10⁵ ufc/mL.

En el grupo de Tubifex tratado con kanamicina, la carga bacteriana en cuanto a diversidad de especies identificadas a la primera semana del tratamiento, también registró disminución del 27%, con sólo cuatro especies, 2 × 10⁶ ufc/mL de bacterias promedio. A partir de la segunda semana de tratamiento con el mismo antibiótico, se registró una disminución considerable en la diversidad de especies (siete especies), 54% menos de la carga bacteriana original; y en cantidad promedio de 4 × 10⁶ ufc/mL. A partir de la tercera semana, y después de una ligera disminución, tanto cualitativa como cuantitativa, la carga bacteriana se mantuvo constante hasta el final del tratamiento, cuando únicamente se registraron seis especies, E. coli I, II, III, S. typhimurium y S. flexneri; y una cuantificación de 1 × 10⁵ ufc/mL de bacterias promedio.

En el grupo tratado con ampicilina, a la primera semana de tratamiento, la diversidad de especies sólo disminuyó 20% (tres especies), y permanecieron doce de las especies identificadas al inicio. Cuantitativamente se registró disminución a 1 × 10⁶ ufc/mL de bacterias promedio. Durante la segunda y tercera semanas de tratamiento, se registró una disminución de 46% en las siete especies. La cantidad promedio de éstas se cuantificó en 2 × 10⁶ ufc/mL. A partir de la tercera semana se registró otra importante disminución, cualitativamente, sólo se registraron cuatro especies, E. coli I, II, III y K. pneumoniae, 26% de las especies registradas al inicio; y cuantitativamente, 1 × 10⁶ ufc/ mL. En la quinta semana se registró incremento de cuatro especies, dos de ellas no identificadas inicialmente: S. plymuthica y P. putida, pero el promedio total de bacterias disminuyó a 2 × 10⁵ ufc/mL.

El lote experimental tratado con el alga O. capillare, colocada completa dentro del acuario y separada del gusano con ayuda de una red, al final de la primera semana disminuyó a diez especies (66%); de toda la carga bacteriana identificada de inicio y con 5 × 10⁵ ufc/mL promedio. Después, en la segunda semana de tratamiento, se redujo de nuevo la diversidad bacteriana a cuatro especies, 26% de las especies presentes inicialmente, con una cantidad bacteriana promedio de 2 × 10⁵ ufc/mL, condición que se mantuvo de esta forma hasta la tercera semana y que en la cuarta semana registró incremento de dos especies, que no se identificaron inicialmente: P. putida, S. plymuthica, también se incrementó el conteo a 7 × 10⁵ ufc/mL; sin embargo, disminuyó otra vez durante la quinta semana de tratamiento a cuatro especies, con 3 × 10⁵ ufc/mL. Manteniendo su presencia las especies E. coli I, II, K. pneumoniae y S. typhimurium.

Cuando se permitió el contacto directo del alga con el gusano, a manera de sustrato de éste, se registró que en la primera semana el número de especies que conformó la carga bacteriana original disminuyó a nueve; esto es, 60% de la diversidad inicial, y en cantidad de 2 × 10⁶ ufc/mL; en la segunda semana disminuyó a cuatro especies (26%), y a cantidades promedio de 1 × 10⁵ ufc/mL. Finalmente, en la quinta semana se incrementó la diversidad en una especie, S. plymuthica, que no fue aislada en el registro testigo, con conteos de bacterias promedio finales de 3 × 10⁵ ufc/mL.

Las diferentes especies presentes del género Vibrio: V. parahaemolyticus, V. algynolyticus y V. fluviales, así como la especie Aeromonas hydrophila que se aislaron e identificaron en la carga bacteriana de los grupos testigo de cada tratamiento, se volvieron a aislar e identificar por segunda y última ocasión hasta la primera semana de todos los tratamientos.

Las especies S. plymuthica y P. putida no fueron aisladas e identificadas dentro de la carga bacteriana inicial en ningún grupo; sin embargo, se registró su presencia hasta la cuarta semana en los tratamientos con agua, ampicilina y en las dos variedades de tratamiento con O. capillare, y hasta la quinta semana en el lote experimental con kanamicina.

Los cálculos obtenidos al aplicar el análisis de varianza unilateral a las muestras tomadas de los cinco grupos experimentales: agua, kanamicina, ampicilina, Oedogonium y Oedogonium libre, registraron en una razón significativa que para gl_{e (entre)} = 5 y gl_{d (dentro)} = 25, para nivel de confianza de P_.05 debe ser de por lo menos 2.6 y para nivel de confianza P_.01 debe ser igual o mayor que 3.9, por lo que la razón F calculada y obtenida para todas las posibles combinaciones entre los datos de los cinco grupos muestreados la alternativa fue rechazar la H n: (μ_agua = μ_kanamicina = μ_ampicilinaμ= _oedogonium1μ =_oedogonium2) y atribuir la diferencia obtenida entre las medias muestrales, sobre la diferencia del número de especies y cantidad de ufc/mL a los tratamientos, más que posibles errores experimentales.

Discusión

Se probó que O. capillare reduce significativamente la carga bacteriana del gusano de fango, al disminuir el número de especies aisladas de 15 a 4 y de 2 × 10⁹ a 3 × 10⁵ ufc/mL, a las dos semanas de tratamiento.

La carga bacteriana inicialmente aislada e identificada del gusano de fango Tubifex, se conformó de bacterias de tres importantes familias bacterianas: Enterobacteriaceae, Vibrionaceae y Aeromonadaceae. La identificación de las diferentes especies coincidió con diferentes autores que han registrado la presencia de enterobacterias como E. cloacae, E. coli, K. pneumoniae, Klebsiella sp, S. typhimurium, S. enteritidis, S. flexneri y P. vulgaris, especies que si bien son reconocidas como patógenas para el humano, recientes estudios experimentales sobre la capacidad infecciosa de E. coli y S. arizona, han comprobado ser bacterias que bajo condiciones de estrés ambiental pueden comportarse como patógenos oportunistas de especies acuáticas en cultivo como el pez ángel.²⁴ Las especies de los géneros Vibrio y Aeromonas se comportan tanto como patógenas de humano como de organismos acuáticos, y provocan graves pérdidas en la producción de especies en cultivo.

En cuanto a las especies consideradas patógenas de organismos acuáticos, como V. parahaemolyticus, V. algynolyticus, V. fluviales y A. hydrophila, que se aislaron como parte de la carga bacteriana que portaba originalmente la muestra de Tubifex analizada, no se volvieron a aislar, en ninguno de los tratamientos, debido probablemente a que estas especies al ser de origen marino requieren ambientes de alta concentración salina, o bien a que fueron sensibles a los antibióticos empleados, este resultado coincide con los experimentos efectuados por López et al.,¹⁸ al comprobar el efecto de O. capillare sobre bacterias del género Vibrio.

El incremento de nuevos géneros no identificados inicialmente, como S. plymuthica y P. putida, hasta la cuarta y quinta semanas de tratamiento, probablemente se deba a que el crecimiento de estas últimas se encontraba inhibido por la presencia de bacterias dominantes, como las enterobacterias, que al disminuir por efecto de los diferentes tratamientos, permitió su crecimiento y desarrollo.

Si bien el tratamiento con baños de agua resulta efectivo, se considera que desde el punto de vista ecológico y económico, su uso en una producción masiva resultaría costoso, ya que se requiere de grandes volúmenes de agua.

El tratar el alimento vivo con antibióticos (kanamicina y ampicilina), presentó una reducción importante en el número de especies de la carga bacteriana; sin embargo, habría que considerar, por un lado, el alto costo que implica el suministro de estos químicos, y, por otro, no menos importante, el que implicaría contaminación ambiental debido a la forma de administración directa al agua de los contenedores de los lotes en tratamiento, que finalmente será desechada a los flujos de agua de desecho; por último, la resistencia bacteriana que genera el uso de antibióticos, que serían incorporados al ambiente al momento de desecharse el agua de los contenedores propios a los de tratamientos.

Las dos formas de tratamiento a base del alga O. capillare resultaron efectivas, al reducir la carga bacteriana del gusano hasta en 74%. La forma de usar el alga permitiendo que ésta entre en contacto con el gusano resultó más efectiva porque logró la máxima reducción de bacterias en menor tiempo, probablemente debido a que el gusano se alimenta de ella.

Referencias

1. LIM LC. Recent development in the application of live feeds in the Freshwater ornamental fish culture. Aquaculture 2003; 2: 246–251.        [ Links ]

2. LIÑAN CM. Caracterización de los cuadros ambientales durante la reproducción inducida y obtención de postlarvas de P. vannamei, bajo diferentes regímenes alimenticios. Universidad de Colima: Facultad de Ciencias Marinas, 2003.        [ Links ]

3. STEFFENS W. Principios fundamentales de la alimentación de los peces. Barcelona: Ed. Acribia, 1987.        [ Links ]

4. ESPINOSA MJ, LABARTA U. Nutrición en acuicultura. Comisión Asesora de Investigación Científica y Técnica. Programa Especial de Acuicultura. Argentina: Plan de Formación de Técnicos Superiores, 1987.        [ Links ]

5. LIÑAN CMA. Caracterización de los cuadros ambientales durante la reproducción inducida y obtención de postlarvas de P. vannamei, bajo diferentes regímenes alimenticios. Colima (Colima) México. Universidad de Colima. Facultad de Ciencias Marinas, 1995.        [ Links ]

6. MUÑOZ E. Alimento vivo para peces. Bogotá Colombia: Universidad Militar de Nueva Granada: Revista de la Facultad de Ciencias Básicas, 2006; 2: 43–63.        [ Links ]

7. CASTRO BT, LARA R, CASTRO G, CASTRO J, MALPICA A. Alimento vivo en la acuicultura. Contactos 2003; 48: 27–33.        [ Links ]

8. MARIAN J, PANDIAN T. Culture and harvesting techniques for Tubifex tubifex. Aquaculture 1984; 42: 303–315.        [ Links ]

9. PÉREZ GRM. Actividad antimicrobiana de ácidos grasos aislados de Tubifex tubifex. Rev Mex Cien Farmacéuticas, 2005; 36: 5–10.        [ Links ]

10. NEGRETE RP, MONROY DC, ROMERO JJ. Evaluación de la calidad bacteriológica del alimento vivo (Artemia, Daphnia, Tubifex y Tenebrio) para peces en los sitios de su recolección, producción y venta. Vet Méx 2008; 39: 255–268.        [ Links ]

11. KERANS BL, STEVENS RI, LEMMON JC. Water temperature affects a host–parasite interaction: Tubifex tubifex and Myxibolus cerebralis. J Aquat Anim Health 2005; 17:216–221.        [ Links ]

12. MONROY DC, NEGRETE RP, ROMERO JR, TORRES LP. Evaluación de Escherichia coli y Salmonella arizona como patógenos oportunistas en el cultivo de pez ángel (Pterophyllum scalare). Rev Soc Mex Hist Nat 2007;1: 35-44.        [ Links ]

13. CABELLO FG. Antibióticos y acuacultura en Chile: consecuencias para la salud humana y animal. Rev Méd Chile 2004; 132:1001–1006.        [ Links ]

14. WOLFF M. Uso y abuso de antibióticos. Momento de su evaluación más allá del ser humano. Rev Méd Chile, 2004; 132: 909–911.        [ Links ]

15. JUAN MFJ. Uso actual de las penicilinas clásicas. Rev Med Clín 2000; 2: 78–121.        [ Links ]

16. ALÓS I, CARNICERO M. Consumo de antibióticos y resistencia bacteriana a los antibióticos: "algo que te concierne". Med Clín 1997; 109: 264–270.        [ Links ]

17. IMMANUEL G, VINCYBAI VC, SIVARAM V, PALAVESAM A, MARIAN MP. Effect of butanolic extracts from terrestrial herbs and seaweeds on the survival, growth and pathogen (Vibrio parahaemolyticus) load on shrimp Penaeus indicus juveniles. Aquaculture, 2004; 236: 553–556.        [ Links ]

18. LÓPEZ SR, NEGRETE RP, ROMERO JJ. Comprobación in vivo de la capacidad antibacterial de Oedogonium capiUare contra Vibrio fluvialis en pez dorado Carassius auratus. 2006; 36:209–221.        [ Links ]

19. GAUTHIER–LIEVRE L. Oedogoniacees africaines. 2^nd ed. Berlin, Germany: J. Cramer, 1963.        [ Links ]

20. APHA. Standard methods for examination of water and waste water.17^th ed. Washington DC: American Public Health Association, 1992.        [ Links ]

21. MERCK. Manual de medios de cultivo Darmstadt. Alemania: Ed. Merck, 1994.        [ Links ]

22. ANALYTICAL PROFILE INDEX. API20E Enterobacteriaceae and other Gram Negative Bacteria. 4^th ed. France, Paris: BioMerioux,1997.        [ Links ]

23. LEVIN J, LEVIN WC. Fundamentos de estadística en la investigación social. México D F: Oxford University Press, 1999.        [ Links ]

24 NEGRETE RP, ROMERO JJ, ARREDONDO FJL, LÓPEZ SR, FIGUEROA G. Comprobación in vivo de la capacidad antibacterial de Oedogonium capillare contra Vibrio fluvialis en pez dorado Carassius auratus. Vet Méx 2005; 37:209–222.        [ Links ]

Notas

* Homogeneizador marca Virtix, Estados Unidos de América.