Diversidad, ecología e importancia potencial de los hongos endófitos septados obscuros en México

Diversity, ecology and potential importance of dark septate endophytes in Mexico

Cristina Heredia-Acuña¹, Alejandro Alarcón^1,3, Laura Verónica Hernández-Cuevas², Ronald Ferrera-Cerrato¹ y Juan José Almaraz-Suárez¹

¹ Área de Microbiología. Postgrado de Edafología. Colegio de Postgraduados, Montecillo, Estado de México, México.

² Centro de investigación en ciencias Biológicas. Universidad Autónoma de Tlaxcala, Tlaxcala, México.

Recibido: 18 de octubre de 2013
Aceptado: 14 de febrero de 2014

Resumen

Como parte de los microorganismos endófitos de la raíz se encuentra un grupo de hongos que por sus características morfológicas son denominados hongos endófitos septados obscuros. Estos hongos están presentes en la mayoría de los ecosistemas terrestres y pueden cohabitar o no con los hongos micorrízicos. El conocimiento de las funciones biológicas y ecológicas de este grupo de hongos endófitos representa un nuevo reto para quienes estudian las relaciones simbióticas. En México, a pesar de ser reconocido como uno de los países con mayor diversidad vegetal a nivel mundial, la información sobre la ecología y particularmente, sobre los beneficios de los endófitos mencionados en las plantas es casi nula. Lo anterior resalta la necesidad de abordar áreas de investigación emergentes relacionadas con el aislamiento, identificación y evaluación de los hongos endófitos septados obscuros, para comprender mejor su biología, diversidad y sinergismo con otros microorganismos benéficos, con la finalidad de poder utilizar estos endófitos como una herramienta biotecnológica para el desarrollo agrícola y forestal en México.

Palabras clave: aplicación potencial, endófitos septados obscuros, fósforo, micorriza, mutualismo, nitrógeno, raíz, simbiosis.

Abstract

Key words: dark septate endophytes, mutualism, mycorrhiza, nitrogen, phosphorus, potential application, root, symbiosis.

La simbiosis representa una estrategia clave para el éxito de muchos grupos de organismos; de hecho, es un proceso ubicuo que ha favorecido la expresión y diversificación de la vida en la Tierra y contribuye en la dinámica de los nutrientes en la biosfera (Lane y Archibald, 2008). Evolutivamente, las plantas requieren de la asociación con organismos especializados que favorecen su adaptación a ciertos nichos ecológicos, y a la vez, mantienen un crecimiento y desarrollo adecuado (Yuan et al., 2010a). Muchas especies fúngicas forman relaciones simbióticas con las raíces de las plantas y ocupan diferentes posiciones en el "continuo mutualismo-parasitismo" en función de las condiciones ambientales y edáficas (Jumpponen y Trappe, 1998). Distintas asociaciones no patogénicas de hongos en las raíces se han registrado desde hace más de 450 millones de años (Bonfante y Anca, 2009). Este tipo de asociaciones pueden encontrarse en la mayoría de los ecosistemas, donde influyen en la distribución y en la abundancia vegetal (Bagyalakshmi et al., 2010). Si bien es cierto que para algunos de estos grupos de hongos se conocen con bastante certeza sus funciones, mayormente beneficiosas para las plantas, en otros hongos no se han establecido e incluso explorado, tal es el caso de los endófitos septados obscuros (DSE por sus siglas en inglés, Dark Septate Endophytes). Jumpponen y Trappe (1998) indican que Merlin en el año 1922, observó hongos pigmentados de color café o negro asociados a las raíces de las plantas, a los cuales denominó como Mycelium radicus astrovirens (MRA), los cuales coexistían con hongos micorrízicos, por lo que fueron referidos como hongos "pseudo-micorrízicos". Actualmente estos hongos reciben el nombre de endófitos septados obscuros (Rodríguez et al., 2009).

Poco se conoce de la ecología y efectos de los DSE en las plantas que colonizan. Algunos autores los han denominado "semi-micorrízicos" (Lingfei etal., 2005), pues al parecer no ejercen efectos adversos en la salud de las plantas, por el contrario, algunos DSE como Phialocephala fortinii C.J.K.Wang & H.E.Wilcox y Cadophora finlandica (C.J.K.Wang & H.E.Wilcox) T.C.Harr. & McNew incrementan las concentraciones de fósforo y nitrógeno en hojas (Saito et al., 2006; Green et al., 2008; Upson et al., 2009a). Sin embargo, los efectos positivos, neutrales o negativos hacia la planta, al parecer dependen del genotipo vegetal y fúngico que se asocien y de la fertilidad del suelo (Schadt et al., 2001; Kernaghan y Patrinquin, 2011; Mandyam et al., 2012; Mayerhofer et al., 2013). Por otra parte, las interacciones de los DSE con otros microorganismos, como los hongos micorrízicos, han sido poco estudiadas. Por ejemplo, Scervino et al (2009) reportan que el DSE Dreschlera sp., produjo incrementos en la longitud de las hifas derivas de la germinación de esporas del hongo micorrízico arbuscular (HMA) Gigaspora rosea T.H.Nicolson & N.C.Schenck, efecto que puede estar atribuido a la producción de metabolitos secundarios no identificados por parte del DSE. Por otra parte, Reininger y Sieber (2012) establecieron que el uso de hongos ectomicorrízicos como laccaria bicolor (Maire) P.D.Orton puede disminuir los efectos negativos generados por cepas pertenecientes al complejo Phialocephala fortinii sensu latoacephala applanata en el crecimiento de Picea abies (L.) H.Karst. y Pseudotsuga menziesii (Mirb.) Franco. De igual manera, el hongo ectomicorrízico Suillus granulatus (L.) Roussel inhibe los efectos patogénicos que los DSE puedan ejercer en Picea mariana (Mill.) Britton, Sterns & Poggenb. (Richard et al., 1971).

México es considerado el cuarto país con mayor diversidad, consecuencia de su historia geológica, ubicación biogeográfica (confluencia de las regiones Neotropical y Neártica) y accidentada topografía que han generado una riqueza de especies vegetales que representa alrededor del 10-12% de la flora del mundo (Llorente-Bousquets y Ocegueda, 2008), en donde habitan cerca de 22 mil especies de plantas con flores, 11 mil (50%) de las cuales son endémicas (Villaseñor y Ortíz, 2014).De manera análoga, la diversidad de hongos no es una excepción, pues México podría albergar 200,000 especies, de las cuales sólo se conoce el 5% (Aguirre-Acosta et al., 2014). Los DSE forman parte de esta diversidad y, si bien se han reportado algunas especies de este grupo de hongos para México (Allen et al., 1993; Medina-Roldán et al., 2008), es altamente probable que existan muchas más especies de DSE, lo que sugiere la importancia de realizar estudios para conocer su presencia y diversidad en los ecosistemas, las especies vegetales con las que se encuentran asociados y las funciones que desempeñan, así como su posible interacción con otros microorganismos como los hongos micorrízicos. Lo anterior representa una nueva línea de investigación dirigida potencialmente a la aplicación biotecnológica de los DSE en aspectos agrícolas y forestales.

Identidad taxonómica y aislamiento

El término endófito se utiliza para definir aquel microorganismo que habita dentro del tejido vegetal sin causar ningún daño aparente (Kageyama et al., 2008; Knapp et al., 2012); este es el caso de los DSE que han sido encontrados dentro de raíces de diversas especies vegetales (Kageyama et al., 2008) pertenecientes tanto a gimnospermas como a angiospermas (Jumpponen y Trappe, 1998). Algunos DSE se han identificado como los anamorfos de hongos ascomicetos, que en dicho estado producen conidios o son estériles y colonizan las raíces vivas de algunas plantas sin causarles un daño aparente o un desorden tisular (Jumpponen y Trappe, 1998; Jumpponen, 2001). La identidad y número de especies existentes de DSE aún se desconoce (Jumpponen y Trappe, 1998); no obstante, se considera que comprenden un grupo polifilético (Alberton et al., 2010), por lo que su clasificación es compleja. Aparentemente no forman estructuras reproductivas sexuales que ayuden a su identificación; sin embargo, sí existen criterios morfológicos que son útiles para definir su identidad taxonómica, éstos se relacionan con la descripción de las hifas septadas obscuras y los microesclerocios, en su caso, y en algunas ocasiones los escasos conidios que producen (Rodríguez et al., 2009). La conidiogénesis y la esporulación son características necesarias para su identificación, pero es poco frecuente observarlas. Las cepas de algunas especies sólo esporulan después de ser sometidas a bajas temperaturas, como es el caso de Phialocephala fortinii, cuya esporulación se presentó después de un año de incubación a 4 °C (Ahlich y Sieber, 1996).

Además de la taxonomía tradicional, la biología molecular es una herramienta que ha resultado eficiente en la identificación de DSE, a partir de secuencias del espacio transcrito interno (ITS) del ADNr, lo que ha permitido clasificar a estos hongos como anamórficos, pero su relación con taxa teleomórficos aún se desconoce (Hou y Gou, 2009). Un claro ejemplo de la complejidad de la identificación de estos organismos está representado por Phialocephala fortinii. En esta especie, circunscrita con base en caracteres morfológicos, los estudios genéticos han demostrado que está conformada por al menos ocho especies crípticas indistinguibles morfológicamente (Grünig et al., 2002; Grünig et al., 2004; Piercey et al., 2004; Queloz et al., 2005; Grünig et al., 2009). A su vez, especies como Acephala applanata Grünig & T.N.Sieber (Grünig y Sieber, 2005) y A. macrosclerotiorum Münzenberger & Bubner (Münzenberger et al., 2009) tienen relación cercana con P. fortinii, diferenciándose morfológicamente de ésta por la ausencia de micelio aéreo y de esporulación, además de tener crecimiento más lento. Lo anterior permite apreciar que el entendimiento taxonómico de estos organismos es aún incipiente.

No obstante que se han comprobado algunos efectos benéficos en planta por los DSE, en la literatura aún no se reporta el uso de inoculantes a base de éstos, además de que su propagación se ha realizado a escala mínima (Schadt et al., 2001; Zhang et al., 2008). Algunas cepas de DSE (Leptodontidium orchidicola Sigler & Currah, Paraphoma chrysanthemicola (Hollós) Gruyter, Aveskamp & Verkley y Leptodontidium sp.) actúan como promotoras decrecimiento de especies hortícolas como el tomate (Solanum lycopersicum L.), en la planta medicinal Lycium barbarum L. y en la orquídea Dendrobium nobile Lindl. (Hou y Guo, 2009; Andrade-Linares et al., 2011; Zhang et al., 2012). Dichas pruebas se han realizado a nivel de laboratorio, sin encontrarse hasta el momento información sobre su aplicación extensiva.

Estructuras funcionales

Las estructuras observadas en las raíces colonizadas por DSE se caracterizan por la formación de apresorios con los que se inicia la colonización de la raíz (Uma et al., 2012). Las hifas son septadas y hialinas en su desarrollo temprano (Figura 1A), pero cuando maduran presentan melanina; penetran los espacios intercelulares de la raíz formando en algunos casos estructuras poco diferenciadas denominadas microesclerocios (Figura 1B, C; Jumpponen, 2001). Estos microesclerocios han sido descritos como estructuras de almacenamiento y contienen sustancias de reserva que son utilizadas durante su germinación, además contienen proteínas y gránulos de polifosfato, y son resistentes a condiciones extremas como la sequía, el congelamiento y el descongelamiento (Yu et al., 2001; Brenn et al., 2008). Los microesclerocios formados por Phialocephala fortinii presentan reservas energéticas similares a las de los esclerocios formados por los hongos ectomicorrízicos Paxillus involutus (Batsch) Fr. (Moore et al., 1991) y Sclerotinia minor Jagger (Young et al., 1993). Desde el punto de vista fisiológico, los microesclerocios podrían actuar como estructuras de intercambio nutrimental entre el hongo y la planta; sin embargo, no se sabe si todas las especies de DSE forman dichas estructuras (Upson et al., 2009a). La ausencia de microesclerocios y la reducida superficie de contacto de los mismos, en comparación con estructuras como los arbúsculos formados por los HMA, o los enrollamientos hifales que se presentan en la micorriza ericoide, los hacen poco aptos para dicha función nutricional (Wu y Guo, 2008). Por otra parte, la pared gruesa y dura (Chet y Henis, 1975) y la melanina presentes en los microesclerocios representan factores limitantes para dicho intercambio nutrimental. La melanina es producto de la polimerización de sustancias insolubles de alto peso molecular como la tirosina y los compuestos dihidroxifenólicos, que hacen que la permeabilidad de los microesclerocios sea muy baja (Abo, 1999).

Un ejemplo de cómo se lleva a cabo la colonización por DSE fue observado por Cameron (1998), quien observó que las hifas de Phialocephala fortinii entran por los pelos radicales y forman microesclerocios en las células de la epidermis. Ocasionalmente las hifas penetran también el tejido vascular en especies como Populus tremuloides Michx. (Yu et al., 2001).

Diversidad y distribución

Es difícil definir la diversidad de los DSE y de las especies vegetales que colonizan, para ello se necesita del estudio intenso de las asociaciones planta-DSE en los diferentes ecosistemas (Rodríguez et al., 2009). Se han encontrado DSE asociados a 320 géneros y 114 familias botánicas (Cuadro 1; Ahlich y Sieber, 1996; Jumpponen y Trape, 1998), en las que se han identificado como especies de DSE a Chloridium paucisporum C.J.K.Wang & H.E.Wilcox, Leptodontidium orchidicola, Phialocephala dimorphospora W.B.Kendr., P. fortinii y Phialophorafinlandia C.J.K.Wang & H.E.Wilcox (= P. finlandica (C.J.K. Wang & H.E. Wilcox) T.C. Harrington & McNew (Wang y Wilcox, 1985). De estas especies, actualmente se sabe que P. fortinii es un complejo de especies crípticas; en un estudio reciente se identificaron al menos 249 cepas de P. fortinii mediante las técnicas de RFLP e ISSR-PCR (Brenn et al., 2008). Esta especie de DSE se ha reportado como dominante en las raíces de los miembros de la familia Pinaceae, aunque también se ha encontrado asociada con dicotiledóneas arbóreas y arbustivas y plantas herbáceas (Jumpponen y Trappe, 1998), en las que pueden cohabitar con otros simbiontes (Read y Haselwandter, 1981; Mandyam y Jumpponen, 2005; Alberton et al., 2010). Por ejemplo, las raíces de Salix humboldtiana Willd. están colonizadas por el DSE P. fortinii, por especies no identificadas de HMA y por hongos ectomicorrízicos (HECM) como Tomentella sp. e Inocybe sp. (Wagg et al., 2008; Becerra et al., 2009).

Upson et al. (2009b) investigaron las ainidades ilogenéticas de los DSE que colonizan las raíces de Colobanthus quitensis (Kunth) Bartl. y Deschampsia antarctica E.Dev. a partir de la secuenciación de genes ribosomales; obtuvieron diez grupos, nueve de ellos ubicados en los Helotiales, mientras que el último grupo mostró homología con un amplio número de secuencias indeterminadas de ascomicetes anamórficos. Por su parte, Yuan et al. (2010b) analizaron raíces de Oryza granulata Nees & Arn. ex Watt en China, e identificaron nuevas especies de DSE morfológicamente similares a las especies del género Harpophora.

Los primeros estudios relacionados con la distribución geográica de los DSE fueron realizados por Read y Haselwandter (1981), en los que se encontró que en especies vegetales de hábitos alpinos donde hay DSE también están asociados HMA. Al parecer, la colonización por DSE está correlacionada con la altitud, ya que fue más intensa en altitudes de 3,100 a 3,200 m, mientras que la colonización por HMA disminuye al incrementar la altitud (Currah y van Dyk, 1986; Treu et al., 1996). En contraste, Ruotsalainen et al. (2004) no observaron diferencias en la colonización por DSE en raíces de plantas muestreadas a lo largo de un gradiente altitudinal que iba de 0 a 1,400 m. Por su parte, Schmidt et al. (2008) encontraron que la colonización por DSE a los 5,300 m fue 79% en promedio en plantas de la familia Asteraceae, y Pan et al. (2013) reportaron plantas de Melandrium apetalum (L.) Fenzl y Poa litwinowiana Ovcz. colonizadas por DSE a 5,500 m en un glaciar en China. Lo anterior sugiere que los DSE tienen un papel importante para las plantas que habitan a grandes altitudes, aunque su importancia ecológica e identidad taxonómica son desconocidas. Con respecto a la latitud y las condiciones climáticas no se ha reportado una relación, se registran colonizaciones por DSE de 32 y 27%, en Colobanthus quitensisy Deschampsia antartica, respectivamente (Upson et al., 2008).

En hábitats árticos, los HMA están completamente ausentes o bien, su presencia es esporádica, por lo que los DSE pueden actuar como microorganismos mutualistas para las plantas establecidas en esos ambientes (Newsham et al., 2009). Vare et al. (1992) evaluaron la colonización por DSE en 76 especies vegetales de 19 familias botánicas en zonas árticas de Noruega, encontrando que los DSE son colonizadores predominantes, mientras que los HECM y los hongos micorrízicos ericoides (HMEric) se detectaron en un número restringido de plantas, y los HMA no estuvieron presentes en ninguna de las especies vegetales analizadas. En el caso de bosques templados, Kovács y Szigetvári (2002) encontraron que el 67% de las plantas estudiadas estaban colonizadas por HMA y DSE, y de manera más específica, 18 especies de plantas consideradas como no micorrízicas, presentaron hifas septadas o microesclerocios intra- e intercelulares característicos de los DSE. Barrow y Aaltonen (2001) observaron raíces de Atriplex canesces (Pursh) Nutt en ecosistemas semiáridos en Nuevo México y descubrieron que su sistema radical estaba colonizado exclusivamente por DSE. En ecosistemas tropicales, Rains et al. (2003) evaluaron la presencia de HMA y HMEric en especies de plantas epifitas y terrestres de bosque lluvioso neotropical de Costa Rica, encontraron colonización por microesclerocios e hifas melanizadas de DSE. La presencia de asociaciones simbióticas en los ecosistemas mencionados es importante debido a la constante limitante de nutrimentos en los suelos, principalmente de N y P, escasez que puede ser compensada por efecto de dichas asociaciones.

Efecto de los hongos endófitos septados obscuros en la nutrición vegetal

Poco se conoce de los efectos que los DSE tienen en las plantas, aunque se ha reportado que estos organismos pueden funcionar como patógenos, saprófitos, o bien como mutualistas semejantes a los hongos micorrízicos (Lingfei et al., 2005). Dentro de las funciones ecológicas de estos hongos se encuentra la mineralización de compuestos orgánicos ricos en P y N (Saito et al., 2006; Green et al., 2008; Upson et al., 2009a), lo que confiere una función saprofítica semejante al resto de los hongos filamentosos. De acuerdo con Jumpponen (2001), el efecto ejercido por el DSE en la planta que resulta de la traslocación mineral, por ejemplo del nitrógeno, puede ser positivo, negativo o neutral. Sin embargo, debido al limitado número de estudios realizados sobre este aspecto, aún no se puede generalizar, pues el efecto puede variar, como sucede en las asociaciones micorrízicas (Johnson et al., 1997; Karst et al., 2008). Por ejemplo, Phialocephala fortinii presentó un efecto neutral en el crecimiento de Pinus contorta Douglas, cuando los niveles de N fueron bajos; en contraste, ante niveles altos de N se observó la promoción del crecimiento (Jumpponen et al., 1998). Phialocephala fortinii se encuentra comúnmente en viveros donde se suministran altos niveles de N; en cambio, los hongos Cadophora finlandica y Scytalidium vaccinii Dalpé, Litten & Sigler son más comunes en viveros donde el suministro de N es bajo (Kernaghan et al., 2003). En contraste, Mandyam y Jumpponen (2008) encontraron que la fertilización con N no afectaba de manera significativa la colonización por DSE en pastos como Andropogon gerardii Vitman, Sorghastrum nutans (L.) Nash., Shizachyrium scoparium (Michx.) Nash. y Panicum virgatum L. En tanto que en plántulas del pasto antártico Deschampsia antarctica (Poaceae) inoculadas con los DSE Oculimacula yallundae (Wallwork & Spooner) Crous & W.Gams, Topesia sp., Mollisia sp. y una especie de ascomiceto anamórfico, se encontró que la concentración de N en brotes y raíz incrementó al aplicar fuentes orgánicas de N; dada la falta de estructuras reconocidas de intercambio nutrimental, el aumento de la concentración de N en la planta se atribuye a la mineralización del N orgánico por parte de los DSE (Upson et al., 2009a).

En el caso del fósforo, los estudios realizados por Saito et al. (2006) demostraron que las hifas de Phialocephala fortinii presentan estructuras vacuolares que almacenan polifosfatos; sin embargo, se desconoce si estas vacuolas están involucradas en el transporte de fósforo. El comportamiento del sistema vacuolar encontrado en P. fortinii es similar al conocido en la simbiosis micorrízica, en donde el P está presente en las hifas del hongo, desde donde es transportado como gránulos de polifosfatos hacia las estructuras micorrízicas de intercambio nutrimental (Ashford y Allaway, 2002). El DSE identificado como Aspergillus ustus (Bainier) Thom & Church fue aislado e inoculado en plántulas de Atriplex canescens (Pursh) Nutt., dicho hongo es capaz de solubilizar fósforo a partir de fuentes inorgánicas como la roca fosfórica y fosfato tricálcico, lo que facilita la adquisición de fósforo por la planta (Barrow y Osuna, 2002).

Debido al poco entendimiento de la biología de estos hongos, no se sabe si considerar a los DSE como hongos análogos a los hongos micorrízicos, pues no se ha demostrado que exista una traslocación de nutrimentos a través de las hifas fúngicas como sucede en la simbiosis micorrízica (siddiqui y pichtel, 2008; smith y Read, 2008); aparentemente, los DSE no forman estructuras con dicha capacidad (Peterson et al., 2008). Upson et al. (2009a) postulan que es probable que la mayoría de los DSE utilicen enzimas proteolíticas para mineralizar el N orgánico y con ello hacerlo disponible para la planta (Caldwell et al., 2000). Existen evidencias de que el DSE Heteroconium chaetospira (Grove) M.B.Ellis transfiere N proveniente de aminoácidos, como la leucina, a la planta Brassica capestris L. a cambio de fuentes de carbono (Usuki y Narisawa, 2007). Asimismo, otros estudios proponen que los DSE promueven el uso eficiente de los nutrimentos cuando existen elevadas concentraciones de CO₂ (Alberton et al., 2010), lo cual sugiere que los DSE pueden regular la respuesta de la planta a los cambios bióticos y abióticos del ecosistema (Zhang et al., 2013).

En plántulas de abeto rojo inoculadas con Hebeloma bryogenes Vesterh (HECM), Phialocephala fortinii (DSE) y Cadophora finlandica (HMEric) se evaluó la nutrición y la composición de las acículas; con la inoculación de P. fortinii aumentó la concentración de cera, aunque el contenido de carotenoides disminuyó (Mrnka et al., 2009). La inoculación del DSE Leptodontidium orchidicola Single & Currah en Solanum lycopersicum incrementó el contenido de glucosa, así como la biomasa del fruto; además, redujo la incidencia del patógeno Verticillium dahliae Kleb. (Andrade-Linares et al., 2011).

Hamilton et al. (2012) sugieren que las relaciones endosimbióticas contribuyen a la actividad antioxidante de una planta, lo que genera una retroalimentación entre las células vegetales y fúngicas mediante la producción de especies reactivas de oxígeno (ROS, por sus siglas en inglés). Así, las plantas inoculadas con DSE presentaron una actividad incrementada de polifenol oxidasas como mecanismo para destoxificar la acumulación de ROS (Mandyam et al., 2010). Algunas especies de Phialocephala son capaces de producir metabolitos que pueden impactar positivamente en la fisiología de la planta (Grünig et al., 2003). Bartholdy et al. (2001) cuantificaron la producción de sideróforos de hidroxamato producidos por P. fortinii bajo diferentes condiciones de pH; los sideróforos de quelato de hierro ayudan a la absorción de hierro en suelos en donde existe limitación de este elemento, lo que sugiere un potencial en la traslocación de hierro en el mutualismo endófito-planta (Bartholdy et al., 2001). Khastini et al. (2012) determinaron que el DSE Veronaeopsis simplex (Papendorf) Arzanlou & Crous es capaz de producir sideróforos e incrementar el vigor y la biomasa de Brassica campestris L. De acuerdo con dichos autores, la producción de sideróforos por parte de V. simplex, en conjunción con la formación de una abundante red de hifas melanizadas, confieren a las plantas resistencia contra Fusarium oxysporum Schltdl. Tellenbach et al. (2013) probaron que P. europaea Grünig & T.N.Sieber inhibe el crecimiento de Phytophtora citricola Sawada por medio de la producción de metabolitos secundarios identificados como esclerotininas: esclerotinina A y esclerotinina B.

Interacciones de los hongos endófitos septados obscuros con hongos micorrízicos

Los primeros reportes sobre las interacciones entre hongos micorrízicos y los DSE datan de los años 1922 y 1924 (Read y Haselwandter, 1981). Además, se sugiere que ocasionalmente los DSE reemplazan a los HMA y a los HECM en ecosistemas árticos y alpinos debido a las condiciones ambientales extremas, ya que estos hongos se encuentran de manera constante (Redman et al., 2002; Chaudhry et al., 2009; Upson et al., 2009b; Pan et al., 2013).

Los DSE Leptodontidium sp., L. orchidicola y Phialocephala fortinii han sido registrados como colonizadores de orquídeas como Calypso bulbosa (L.) Oakes, Coeloglossum viride (L.) Hartm., Corallorhiza maculate Raf. y Dendrobium nobile (Currah et al., 1987; Currah y Sherburne, 1992; Fernando y Currah, 1996; Hou y Guo, 2009). Se han encontrado, asimismo asociados con las raíces de equisetos (Equisetum spp.) en interacción con HMA cuya colonización fue menos abundante con respecto a la producida por DSE (Hodson et al., 2009).

La presencia de DSE en ambientes acuáticos se ha reportado en plantas hidróilas, aunque su identificación taxonómica se desconoce. La colonización por estos hongos es similar a la causada por HMA (Kai y Zhiwei, 2006). Macrofitas acuáticas como Limnobium variegatum (H.B.K. ex Willd) Heine y Polygonum ferrugineum Wedd. presentan colonización por HMA y DSE (Fraccaro de Marins et al., 2009). La presencia constante de DSE en hábitats acuáticos sugiere que son importantes en este tipo de ambientes; sin embargo, existen pocas investigaciones de las interacciones entre éstos y los HMA en plantas acuáticas (Weishampel y Bedford, 2006).

Ruotsalainen et al. (2002) evaluaron la estacionalidad de la colonización por HMA y DSE en especies vegetales como Alchemilla glomerulans Buser, Carex vaginata Tausch, Ranunculus acriss subsp. pumilus (Wahlenb.) A.Löve & D.Löve y Trollius europaeus L. durante la época de crecimiento, observando que aunque la colonización por DSE fue variable en cada especie, ésta disminuyó al inal de la estación de crecimiento (Ruotsalainen et al., 2002). La presencia de hifas melanizadas y microesclerocios es afectada por la época del año, como sucede con los HMA; por ejemplo, en especies como Mentha piperita L. y Equisetum arvense L. la densidad de microesclerocios e hifas incrementaron al final de la temporada de lluvias, en comparación con la temporada de secas, donde no se observaron estas estructuras (Likar et al., 2009).

En ecosistemas perturbados se han observado DSE en especies vegetales capaces de asociarse con hongos micorrízicos. Horton et al. (1998) encontraron que las raíces de plántulas de Pinus muricata D.Don estaban colonizadas simultáneamente por HECM, HMA y DSE después de un incendio natural; en el caso de los DSE se observó la abundancia de microesclerocios. En bosques de tierras bajas algunas especies vegetales monocotiledóneas y dicotiledóneas se asocian con DSE y HMA después de sufrir inundaciones, aunque la colonización por DSE estuvo negativamente correlacionada con la colonización de HMA (Weishampel y Bedford, 2006; Stevens et al., 2010). La colonización por HMA se reduce dependiendo de la magnitud de la inundación a la que esté sometida la planta; mientras que los DSE, al parecer, se adaptan a condiciones de inundación severa por lo que pueden persistir en el hospedante (Miller, 2000).

En el caso de suelos contaminados por metales pesados (Cd y Pb), la colonización por DSE en Arrhenatherum elatius (L.) P.Beauv. ex J.Presl & C.Presl. aunque baja, fue constante, mientras que la colonización por HMA fue limitada; lo que indica una mayor tolerancia de los DSE con respecto a los HMA a estos contaminantes (Deram et al., 2008). Además, los DSE no sólo confieren tolerancia hacia Pb en Salix cuprea L., sino que su colonización incrementó al aumentar la concentración de pb de 7 a 51 mg kg^-1 (Regvar et al., 2010). Los pastos Carexfluviatilis Boott y Arenaria serpyllifolia L., y el arbusto Buddleja officinalis Maxim., que crecen en suelos contaminados por Pb, Zn y Cd se encuentran colonizados por especies de DSE de los géneros Exophiala, Cadophora (anamorfo de Phialophora), Phialocephala y Leptodontidium (Zhang et al., 2013). Estas especies de DSE son comunes en suelos contaminados por metales pesados (Likar y Regvar, 2009; Regvar et al., 2010; Likar, 2011). El uso de DSE en sistemas de biorremediación (incluyendo la fitorremediación) de suelos contaminados por metales pesados e hidrocarburos resulta un área atractiva en México, debido a la existencia de al menos 25,967 km² de suelo degradado como consecuencia de la actividad minera, industria química y petroquímica (Martínez-Prado et al. 2011).

Perspectivas y conclusiones

Como se indicó a lo largo del manuscrito, plantas de los géneros Pinus, Quercus y Salix, y de grupos como bromelias, pastos, solanáceas y asteráceas, entre otros muchos, se asocian con DSE; por lo que en México, donde se encuentran 72 especies de Pinus, 150 de Quercus (Perry, 1991; Valencia-A., 2004), 342 de bromelias (Espejo-Serna et al.,, 2004), entre las que se incluyen las del género Tillandsia, cuyas especies han sido también reportadas como hospedantes de DSE, (Lugo et al., 2009) por mencionar algunos, es claro que existe una enorme cantidad de hospedantes potenciales. Sin embargo, sólo existen dos menciones acerca de la colonización por DSE en algunas plantas de territorio mexicano. La primera corresponde a un reporte acerca de la colonización por DSE en 15 especies de bromelias recolectadas en el estado de Jalisco (Allen et al., 1993). En la segunda mención Medina-Roldán et al. (2008) estudiaron los niveles de colonización por DSE y HMA en Bouteloa gracilis H.B.K. Lag. ex Steud. en pastizales semiáridos sometidos a diferentes niveles de pastoreo en el centro de México. Los autores encontraron niveles de colonización cuatro veces más altos por DSE que por HMA, que asociaron con un efecto de competencia por C entre ambos grupos de simbiontes; no obstante, resaltan que el mantenimiento constante de ambas simbiosis fúngicas, por DSE y HMA, bajo todas las condiciones de pastoreo, puede constituir una estrategia de supervivencia adecuada para que B. gracilis resista dicha actividad. Sin embargo, también señalan la necesidad de realizar más investigaciones para dilucidar con claridad esta respuesta.

Con respecto a especies de interés agrícola, en México se cultivan maíz, fríjol, chile y jitomate, los cuales son alimentos básicos en la dieta de la población; sin embargo, los estudios enfocados a la evaluación de los DSE como microorganismos promotores de crecimiento vegetal en dichas plantas son escasos, aun cuando su presencia y algunos efectos benéficos en cultivos hortícolas han sido señalados (Muthukumar y Tamilselvi, 2010; Andrade-Linares et al., 2011).

Lo anterior justifica la necesidad de realizar investigaciones para, en principio, conocer a los DSE que existen en el país y a las especies vegetales con las que están asociados, así como para comprender desde el punto de vista básico, los efectos directos e indirectos que potencialmente pueden tener los DSE en las plantas que colonizan (adquisición de nutrimentos, liberación de metabolitos secundarios y resistencia a patógenos, etc.). De igual forma, las interacciones tripartitas (DSE-planta-hongos micorrízicos) representan fuentes de investigación emergentes encaminadas a entender la función y beneficios que pueden tener cada uno de los organismos involucrados y el papel funcional del sinergismo establecido entre ellos.

Los DSE son un reto para los investigadores, pues esta innovadora línea de investigación, de ser bien explorada, puede generar cepas o consorcios que promuevan el crecimiento de especies de interés forestal y agrícola; así como de biotecnologías dirigidas a aspectos ambientales, ya que los datos recopilados aquí permiten vislumbrar el potencial de los DSE en procesos de remediación de zonas contaminadas por hidrocarburos, metales pesados o bien, de zonas perturbadas por desastres naturales en México.

Literatura citada

Abo E.A.H.A. 1999. Sclerotial development, melanin production and lipid peroxidation by Sclerotium rolfsii. Folia Microbiologica 44:181-186.         [ Links ]

Ahlich K. y Sieber T.N. 1996. The profusion of dark septate endophytic fungi in non-ectomycorrhizal fine roots of forest trees and shrubs. New Phytologist 132:259-270.         [ Links ]

Aguirre-Acosta E., Ulloa M., Aguilar S., Cifuentes J. y Valenzuela R. 2014. Biodiversidad de hongos en México. Revista Mexicana de BiodiversidadSupl. 85:S76-S81.         [ Links ]

Alberton O., Kuyper T.W. y Summerbell R.C. 2010. Dark septate root endophytic fungi increase growth of Scots pine seedling under elevated CO₂ through enhanced nitrogen use eficiency. Plant and Soil 328:459-470.         [ Links ]

Allen M.F., Rincon E., Allen E.B., Huante P. y Dunn J.J. 1993. Observations of canopy bromeliad roots compared with plants rooted in soils of seasonal tropical forest, Chamela, Jalisco, Mexico. Mycorrhiza 4:27-28.         [ Links ]

Andrade-Linares D.R., Grosch R., Restrepo S., Krumbein A. y Franken P. 2011. Effects of dark septate endophytes on tomato plant performance. Mycorrhiza 21:413-422.         [ Links ]

Ashford A.E. y Allaway W.G. 2002. The role of the motile tubular vacuole system in mycorrhizal fungi. Plant and Soil 244:177-187.         [ Links ]

Bagyalakshmi G., Muthukumar T., Sathiyadash K. y Muniappan V. 2010. Mycorrhizal and dark septate fungal associations in shola species of Western Ghats, Southern India. Mycoscience 51:44-52.         [ Links ]

Barrow J.R. 2003. Atypical morphology of dark septate fungal root endophytes of Bouteloua in arid southwestern USA rangelands. Mycorrhiza 13:239-247.         [ Links ]

Barrow J. y Aaltonen R. 2001. Evaluation of the internal colonization of Atriplex canescens (Pursh) Nutt. roots by dark septate fungi and the influence of host physiological activity. Mycorrhiza 11:199-205.         [ Links ]

Barrow J.R. y Osuna P. 2002. Phosphorus solubilization and uptake by dark septate fungi in fourwing saltbush, Atriplex canescens (Pursh) Nutt. Journal of Arid Environments 51:449-459.         [ Links ]

Bartholdy B.A., Berreck M. y Haselwandter K. 2001. Hydroxamate siderophore synthesis by Phialocephala fortinii, a typical dark septate fungal root endophyte. Biometals 14:33-42.         [ Links ]

Becerra A.G., Nouhra E.R, Silva M.P. y McKay D. 2009. Ectomycorrhizae, arbuscular mycorrhizae, and dark-septate fungi on Salix humboldtiana in two riparian populations from central Argentina. Mycoscience 50:343-352.         [ Links ]

Bonfante P. y Anca I.A. 2009. Plants, mycorrhizal fungi, and bacteria: A network of interactions. Annual Review of Microbiology 63:363-383.         [ Links ]

Brenn N., Menkis A., Grünig C.R., Sieber T.N. y Holdenrieder O. 2008. Community structure of Phialocephala fortinii s. lat. in European tree nurseries, and assessment of the potential of the seedlings as dissemination vehicles. Mycological Research 112:650-662.         [ Links ]

Caldwell B.A., Jumpponen A. y Trappe J.M. 2000. Utilization of mayor detrital substrates by dark-septate, root endophytes. Mycologia 92:230-232.         [ Links ]

Cameron S.L. 1998. Colonization of Populus tremuloides seedlings by the fungus Phialocephala fortinii in the presence of the ectomycorrhizal fungus Thelephora terrestris. M.Sc. Thesis, The Faculty of Graduate Studies of The University of Guelph, Guelph. 61 pp.         [ Links ]

Chaudhry M.S. Rahman S.U., Ismaiel M.S. , Sarwar G., Saeed B. y Nasim F.H. 2009. Coexistence of arbuscular mycorrhizae and dark septate endophytic fungi in an undisturbed and a disturbed site of an arid ecosystem. Symbiosis 49:19-28.         [ Links ]

Chet I. y Henis Y. 1975. Sclerotial morphogenesis in fungi. Annual Review of Phytopathology. 13:169-192.         [ Links ]

Currah R.S. y Sherburne R. 1992. Septal ultrastructure of some fungal endophytes from boreal orchid mycorrhizas. Mycological Research 96:583-587.         [ Links ]

Currah R.S. y Tsuneda A. 1993. Vegetative and reproductive morphology of Phialocephala fortinii (Hyphomycetes, Mycelium radicis atrovirens) in culture. Transactions of the Mycological Society of Japan 34:345-356.         [ Links ]

Currah, R.S. y van Dyk M. 1986. A survey of some perennial vascular plant species native to Alberta for occurrence of mycorrhizal fungi. Canadian Field Naturalist 100:330-342.         [ Links ]

Currah R.S., Sigler L. y Hambleton S. 1987. New records and new taxa of fungi from the mycorrhizae of terrestrial orchids of Alberta. Canadian Journal of Botany 65:2473-2482.         [ Links ]

Currah R.S., Smreciu E.A. y Hambleton S. 1990. Mycorrhizae and mycorrhizal fungi of boreal species of Platanthera and Coeloglossum (Orchidaceae). Canadian Journal of Botany 68:1171-1181.         [ Links ]

Currah R.S., Tsuneda A. y Murakami S. 1993. Morphology and ecology of Phialocephala fortinii in roots of Rhododendron brachycarpum. Canadian Journal of Botany 71:1639-1644.         [ Links ]

De Hoog G.S., Weenink X.O. y Gerrits van den Ende A.H.G. 1999. Taxonomy of the Phialophora verrucosa complex with the description of two new species. Studies of Mycology 43:107-122.         [ Links ]

Deram A., Languereau-Leman F., Howsam M., Petit D. y van Haluwyn C. 2008. Seasonal patterns of cadmium accumulation in Arrhenatherum elatius (Poaceae): influence of mycorrhizal and endophytic fungal colonization. Soil Biology and Biochemistry 40:845-848.         [ Links ]

Espejo-Serna A., López-Ferrari A., Ramírez-Morillo I., Holst B.K., Luther H.E. y Till W. 2004. Cheklist of Mexican Bromeliaceae with notes on species distribution and levels of endemism. Selbyana 25:33-86.         [ Links ]

Fernando A.A. y Currah R.S. 1995. Leptodontidium orchidicola (Mycelium radicis atrovirens complex): aspects of its conidio-genesis and ecology. Mycotaxon 54:287-294.         [ Links ]

Fernando A.A. y Currah R.S. 1996. A comparative study of the effects of the root endophytes Leptodontidium orchidicola and Phialocephala fortinii (Fungi imperfecti) on the growth of some subalpine plants in culture. Canadian Journal of Botany 74:1071-1078.         [ Links ]

Fraccaro de Marins J., Carrenho R. y Thomaz S.M. 2009. Occurrence and coexistence of arbuscular mycorrhizal fungi and dark septate fungi in aquatic macrophytes in a tropical river-floodplain system. Aquatic Botany 91:13-19.         [ Links ]

Green L.E., Porras-Alfaro A. y Sinsabaugh R.L. 2008. Translocation of nitrogen and carbon integrates biotic crust and grass production in desert grassland. Journal of Ecology 96:1076-1085.         [ Links ]

Grünig C.R. y Sieber T.N. 2005. Molecular and phenotypic description of the widespread root symbiont Acephala applanata gen. et sp. nov., formerly known as dark-septate endophyte Type 1. Mycologia 97:628-640.         [ Links ]

Grünig C.R., Linde C.C., Sieber T.N. y Rogers S.O. 2003. Development of single-copy RFLP markers for population genetic studies of Phialocephala fortinii and closely related taxa. Mycological Research 107:1332-1341.         [ Links ]

Grünig C.R, Queloz V., Duò A. y Sieber T.N. 2009. Phylogeny of Phaeomollisia piceae gen. sp. nov.: a dark, septate, conifer-needle endophyte and its relationships to Phialocephala and Acephala. Mycological Research 113:207-221.         [ Links ]

Grünig C.R, Sieber T.N., Rogers S.O. y Holdenrieder O. 2002. Genetic variability among strains of Phialocephala fortinii and phylogenetic analysis of the genus Phialocephala based on rDNA ITS sequence comparisons. Canadian Journal of Botany 80:1239-1249.         [ Links ]

Grünig C.R., McDonald B.A., Sieber T.N., Rogers S.O. y Holdenrieder O. 2004. Evidence for subdivision of the root-endophyte Phialocephala fortinii into cryptic species and recombination within species. Fungal Genetics and Biology 41:676-687.         [ Links ]

Hambleton S. y Currah R.S. 1997. Fungal endophytes from the roots of alpine and boreal Ericaceae. Canadian Journal of Botany 75:1570-1581.         [ Links ]

Hamilton C.E., Gundel P.E., Helander M. y Saikkonen K. 2012. Endophytic mediation of reactive oxygen species and antioxidant activity in plants: a review. Fungal Diversity 54:1-10.         [ Links ]

Hodson E., Shahid F., Basinger J. y Kaminskyj S. 2009. Fungal endorhizal associates of Equisetum species from Western and Artic Canada. Mycological Progress 8:19-27.         [ Links ]

Horton T.R., Cázares E. y Bruns T.D. 1998. Ectomycorrhizal, vesicular-arbuscular and dark septate fungal colonization of bishop pine (Pinus muricata) seedlings in the irst 5 months of growth after wildire. Mycorrhiza 8:11-18.         [ Links ]

Hou X.Q. y Guo S.X. 2009. Interaction between a dark septate endophytic isolate from Dendrobium sp. and roots of D. nobile seedlings. Journal of Integrative Plant Biology 51:374-381.         [ Links ]

Johnson N.C., Graham J.H. y Smith F.A. 1997. Functioning of mycorrhizal association along the mutualism-parasitism continuum. New Phytologist 135:575-585.         [ Links ]

Jumpponen A. 2001. Dark septate endophytes ? are they mycorrhizal? Mycorrhiza 11:207-211.         [ Links ]

Jumpponen A. y Trappe J.M. 1998. Dark septate root endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytologist 140:295-310.         [ Links ]

Jumpponen A., Mattson K.G. y Trappe J.M. 1998. Mycorrhizal functioning of Phialocephala fortinii with Pinus contorta on glacier forefront soil: interactions with soil nitrogen and organic matter. Mycorrhiza 7:261-265.         [ Links ]

Kageyama S.A., Mandyam K.G. y Jumpponen A. 2008. Diversity, function and potential applications of the root-associated endophytes. In: Varma A. Ed. Mycorrhiza, 3^th ed., pp. 29-57, Springer-Verlag, Germany.         [ Links ]

Kai W. y Zhiwei Z. 2006. Occurrence of arbuscular mycorrhizas and dark septate endophytes in hydrophytes from lakes and streams in Southwest China. International Review Hydrobiology 91:29-37.         [ Links ]

Karst J., Marczak L., Jones M.D. y Turkington R. 2008. The mutualism-parasitism continuum in ectomycorrhizas: a quantitative assessment using meta-analysis. Ecology 89:1032-1042.         [ Links ]

Kernaghan G. y Patriquin G. 2011. Host associations between fungal root endophytes and boreal trees. Microbial Ecology 62:460-473.         [ Links ]

Kernaghan G., Sigler L. y Khasa D. 2003. Mycorrhizal and root endophytic fungi of containerized Picea glauca seedlings assessed by rDNA sequence analysis. Microbial Ecology 45:128-136.         [ Links ]

Khastini R.O., Ohta H. y Narisawa K. 2012. The role of dark septate endophytic fungus, Veronaeopsis simplex Y34, in Fusarium disease suppression in Chinese cabbage. Journal of Microbiology 50:618-624.         [ Links ]

Knapp D.G., Pintye A. y Kovács G.M. 2012. The dark side is not fastidious - dark septate endophytic fungi of native and invasive plants of semiarid sandy areas. PLoS ONE. 7:e32570.         [ Links ]

Kovács G.M. y Szigetvári C. 2002. Mycorrhizae and other root-associated fungal structures of the plants of a sandy grassland on the great Hungarian plain. Phyton 42: 211-223.         [ Links ]

Lane C.E. y Archibald J.M. 2008. The eukaryotic tree of life: endosymbiosis takes its TOL. Trends in Ecology and Evolution 23:268-275.         [ Links ]

Likar M. 2011. Dark septate endophytes and mycorrhizal fungi of trees affected by pollution. In: Pirttilä, A.M. y Frank A.C. Eds. Endophytes of Forest Trees. Biology and Applications, pp. 189-201, Springer, Nueva York.         [ Links ]

Likar M. y Regvar M. 2009. Application of temporal temperature gradient gel electrophoresis for characterisation of fungal endophyte communities of Salix caprea L. in a heavy metal polluted soil. Science of the Total Environment 407:6179-6187.         [ Links ]

Likar M., Regvar M., Mandic-Mulec I., Stres B. y Bothe H. 2009. Diversity and seasonal variations of mycorrhiza and rhizosphere bacteria in three common plant species at the Slovenian Ljubljana Marsh. Biology and Fertility of Soils 45:573-583.         [ Links ]

Lingfei L., Anna Y. y Zhiwei Z. 2005. Seasonality of arbuscular mycorrhizal symbiosis and dark septate endophytes in a grassland site in Southwest China. FEMS Microbiology Ecology 54:367-373.         [ Links ]

Lugo M.A., Molina M.G., y Crespo E.M. 2009. Arbuscular mycorrhizas and dark septate endophytes in bromeliads from South American arid environment. Symbiosis 47:17-21.         [ Links ]

Llorente-Bousquets J. y Ocegueda S. 2008. Estado de conocimiento de la biota. En: Soberón J., Halffter G. y Llorente-Bousquets J. Eds., Capital Natural de México, Vol. I. Conocimiento actual de la biodiversidad, pp. 283-322, México, D.F.         [ Links ]

Mandyam K. y Jumpponen A. 2005. Seeking the elusive function of the root-colonizing dark septate endophytic fungi. Studies in Mycology 53:173-189.         [ Links ]

Mandyam K. y Jumpponen A. 2008. Seasonal and temporal dynamics of arbuscular mycorrhizal and dark septate endophytic fungi in a tallgrass prairie ecosystems are minimally affected by nitrogen enrichment. Mycorrhiza 18:145-155.         [ Links ]

Mandyam K., Fox C. y Jumpponen A. 2012. Septate endophyte colonization and host responses of grasses and forbs native to a tallgrass prairie. Mycorrhiza 22:109-119.         [ Links ]

Mandyam K., Loughin T. y Jumpponen A. 2010. Isolation and morphological and metabolic characterization of common endophytes in annually burned tallgrass prairie. Mycologia 102:813-821.         [ Links ]

Mandyam K.G., Roe J. y Jumpponen A. 2013. Arabidopsis thaliana model system reveals a continuum of responses to root endophyte colonization. Fungal Biology 117:250-260.         [ Links ]

Martínez-Prado A., Pérez-López MaE., Pinto-Espinoza J., Gurrola-Nevárez B.A. y Osorio-Rodríguez A.L. 2011. Biorremediación de suelo contaminado con hidrocarburos empleando lodos residuales como fuente alterna de nutrientes. Revista Internacional de Contaminación Ambiental 27:241-252.         [ Links ]

Mayerhofer M.S., Kernaghan G. y Harper K.A. 2013. The effects of fungal root endophytes on plant growth: a meta-analysis. Mycorrhiza 23:119-128.         [ Links ]

Medina-Roldán E., Arredondo J.T., Huber-Sannwald E., Chapa-Vargas L. y Oldalde-Portugal V. 2008. Grazing effects on fungal root symbionts and carbon and nitrogen storage in a shortgrass steppe in Central Mexico. Journal of Arid Environments 72:546-556.         [ Links ]

Miller S.P. 2000. Arbuscular mycorrhizal colonization of semi-aquatic grasses along a wide hydrologic gradient. New Phyto-logist 145:145-155.         [ Links ]

Moore A.E.P., Ashford A.E. y Peterson R.L. 1991. Reverse substances in Paxillus involutus sclerotia. Determination by histochemistry and X-ray microanalysis. Protoplasma 163:67-81.         [ Links ]

Mrnka L., Tokárová H., Vosátka M. y Mat?jka P. 2009. Interaction of soil ilamentous fungi affects needle composition and nutrition of Norway spruce seedlings. Trees 23:887-897.         [ Links ]

Münzenberger B., Bubner B., Wöllecke J., Sieber T.N, Bauer R., Fladung M. y Hüttl R.F. 2009. The ectomycorrhizal morphotype Pinirhiza sclerotia is formed by Acephala macrosclerotiorum sp. nov., a close relative of Phialocephala fortinii. Mycorrhiza 19:481-492.         [ Links ]

Muthukumar T. y Tamilselvi V. 2010. Occurrence and morphology of endorhizal fungi in crop species. Tropical and Subtropical Agroecosystems 12:593-604.         [ Links ]

Newsham K.K., Upson R. y Read D.J. 2009. Mycorrhizas and dark septate endophytes in Polar Regions. Fungal Ecology 2:10-20.         [ Links ]

O'Dell T.E., Massicotte H.B. y Trappe J.M. 1993. Root colonization of Lupinus latifolius Agardh. and Pinus contorta Dougl. by Phialocephala fortinii Wang & Wilcox. New Phytologist 124:93-100.         [ Links ]

Pan J., Liu Y., He X., Kang S., Hou Y., An L. y Feng H. 2013. Arbuscular mycorrhizal and dark septate endophytic fungi at 5,500 m on a glacier forefront in the Qinghai- Tibet Plateau, China. Symbiosis 60:101-105.         [ Links ]

Perry J.P.Jr. 1991. The Pines ofMexico and Central America. Timber Press, Portland.         [ Links ]

Peterson R.L., Wagg C. y Pautler M. 2008. Associations between microfungal endophytes and root: do structural features indicate function? Canadian Journal of Botany 86:445-456.         [ Links ]

Piercey M.M., Graham S.W. y Currah R.S. 2004. Patterns of genetic variation in Phialocephala fortinii across a broad latitudinal transect in Canada. Mycological Research 108:955-964.         [ Links ]

Queloz V., Grünig C.R., Sieber T.N. y Holdenrieder O. 2005. Monitoring the spatial and temporal dynamics of a community of the tree-root endophyte Phialocephala fortinii s.l. New Phytologist 168:651-660.         [ Links ]

Rains K.C., Nadkarni N.M. y Bledsoe C.S. 2003. Epiphytic and terrestrial mycorrhizas in a lower montane Costa Rican cloud forest. Mycorrhiza 13:257-264.         [ Links ]

Read D.J. y Haselwandter K. 1981. Observations on the mycorrhi-zal status of some alpine plant communities. New Phytologist 88:341-352.         [ Links ]

Redman R.S., Sheehan K.B., Stout R.G., Rodríguez R.J. y Henson J.M. 2002. Thermotolerance generated by plant/fungal symbiosis. Science 298:1581.         [ Links ]

Regvar M., Likar M., Piltaver A., Kugoni? N. y Smith J.E. 2010. Fungal community structure under goat willows (Salix caprea L.) growing at metal polluted site: the potential of screening in a model phytostabilisation study. Plant and Soil 330:345-356.         [ Links ]

Reininger V. y Sieber T.N. 2012. Mycorrhiza reduces adverse effects of dark septate endophytes (DSE) on growth of conifers. PLoS ONE 7:e42865.         [ Links ]

Richard C. y Fortin J.A. 1973. The identiication of Mycelium radicis atrovirens (Phialocephala dimorphospora). Canadian Journal of Botany 51:2247-2248.         [ Links ]

Richard C. y Fortin J.A. 1974. Distribution géographique, écologie, physiologie, pathogenicité et sporulation du Mycelium radicis atrovirens. Phytoprotection 55:67-88.         [ Links ]

Richard C., Fortin J.A. y Fortin A. 1971. Protective effect of an ectomycorrhizal fungus against the root pathogen Mycelium radicis atrovirens. Canadian Journal of Forest Research 1:246-251.         [ Links ]

Rodríguez R.J., White J.F.Jr., Arnold A.E., y Redman R.S. 2009. Fungal endophytes: diversity and functional roles. New Phytologist 182:314-330.         [ Links ]

Ruotsalainen A., Väre H. y Vestberg M. 2002. Seasonality of root fungal colonization in low-alpine herbs. Mycorrhiza 12:29-36.         [ Links ]

Ruotsalainen A.L., Väre H., Oksanen J. y Tuomi J. 2004. Root fungus colonization along an altitudinal gradient in North Norway. Arctic, Antarctic, and Alpine Research 36:239-243.         [ Links ]

Saito K., Kuga-Uetake Y., Saito M. y Peterson R.L. 2006. Vacuolar localization of phosphorus in hyphae of Phialocephala fortinii, a dark septate fungal root endophyte. Canadian Journal of Microbiology 52:643-650.         [ Links ]

Scervino J.M., Gottlieb A., Silvani V.A., Pérgola M., Fernández L. y Godeas A.M. 2009. Exudates of dark septate endophyte (DSE) modulate the development of the arbuscular mycorrhizal fungus (AMF) Gigaspora rosea. Soil Biology and Biochemistry 41:1753-1756.         [ Links ]

Schadt C.W., Mullen R.B. y Schmidt S.K. 2001. Isolation and phylogenetic identiication of a dark-septate fungus associated with the alpine plant Ranunculus adoneus. New Phytologist 150:747-755.         [ Links ]

Schmidt S.K., Sobieniak-Wiseman L.C., Kageyama S.A., Halloy S.R.P. y Schadt C.W. 2008. Mycorrhizal and dark-septate fungi in plant roots above 4270 meters elevation in the Andes and Rocky Mountains. Arctic, Antarctic, and Alpine Research 40:576-583.         [ Links ]

Siddiqui Z.A.. y Pichtel J. 2008. Mycorrhizae: an overview. In: Siddiqui Z.A., Akhtar M.S. y Futai K. Eds. Mycorrhizae: Sustainable Agriculture and Forestry, pp.1-35, Springer. Berlín.         [ Links ]

Silvani V.A, Fracchia S., Fernández L., Pérgola M. y Godeas A. 2008. A simple method to obtain endophytic microorganisms from ield-collected roots. Soil Biology and Biochemistry 40:1259-1263.         [ Links ]

Smith S.E. y Read D.J. 2008. Mycorrhizal Symbiosis. 3^a ed, Academic Press, Londres.         [ Links ]

Stevens K.J., Wellner M.R. y Acevedo M.F. 2010. Dark septate endophyte and arbuscular mycorrhizal status of vegetation colonizing a bottomland hardwood forest after a 100 year flood. Aquatic Botany 92:105-111.         [ Links ]

Tellenbach C., Sumarah M.W., Grünig C.R. y Miller J.D. 2013. Inhibition of Phytophthora species by secondary metabolites produced by the dark septate endophyte Phyalocephala europaea. Fungal Ecology 6:12-18.         [ Links ]

Treu R., Laursen G.A., Stephenson S.L., Landolt J.C. y Densmore R. 1996. Mycorrhizae from Denali National Park and Preserve, Alaska. Mycorrhiza 6:21-29.         [ Links ]

Uma E., Sathiyadash K., Loganathan J. y Muthukumar T. 2012. Tree species as hosts for arbuscular mycorrhizal and dark septate endophyte fungi. Journal of Forestry Research 23:641-649.         [ Links ]

Upson R., Newsham K.K. y Read D.J. 2008. Root-fungal associations of Colobanthus quitensis and Deschampsia antarctica in the maritime and subantarctic. Arctic, Antarctic, and Alpine Research 40:592-599.         [ Links ]

Upson R., Read D.J. y Newsham K.K. 2009a. Nitrogen form influences the response of Deschampsia antarctica to dark septate root endophytes. Mycorrhiza 20:1-11.         [ Links ]

Upson R., Newsham K.K., Bridge P.D., Pearce D.A. y Read D.J. 2009b. Taxonomic afinities of dark septate root endophytes of Colobanthus quitensis and Deschampsia antarctica, the two native Antarctic vascular plant species. Fungal Ecology 2:184-196.         [ Links ]

Usuki F. y Narisawa K. 2005. Formation of structures resembling ericoid mycorrhizas by the root endophytic fungus Heteroconium chaetospira within roots of Rhododendron obtusum var. kaempferi. Mycorrhiza 15:61-64.         [ Links ]

Usuki F. y Narisawa K. 2007. A mutualistic symbiosis between a dark septate endophytic fungus, Heteroconium chaetospira, and nonmycorrhizal plant, Chinese cabbage. Mycologia 99:175-184.         [ Links ]

Valencia-A. S. 2004. Diversidad del género Quercus (Fagaceae) en México. Boletín de la Sociedad Botánica de México 75:33-53.         [ Links ]

Väre H., Vestberg M. y Eurola S. 1992. Mycorrhiza and root-associated fungi in Spitsbergen. Mycorrhiza 1:93-104.         [ Links ]

Villaseñor J.L. y Ortíz E. 2014. Biodiversidad de las plantas con flores (División Magnoliophyta) en México. Revista Mexicana de Biodiversidad. 85(supl.):S134-S142.         [ Links ]

Wagg C., Pautler M., Massicotte H.B. y Peterson R.L. 2008. The co-occurrence of ectomycorrhizal, arbuscular mycorrhizal, and dark septate fungi in seedlings of four members of the Pinaceae. Mycorrhiza 18:103-110.         [ Links ]

Wang C.J.K. y Wilcox H.E. 1985. New species of ectendomycorrhizal and pseudomycorrhizal fungi: Phialophora finlandia, Chloridium paucisporum, and Phialocephala fortinii. Mycologia 77:951-958.         [ Links ]

Wang W., Tsuneda A., Gibas C.F. y Currah R.S. 2007. Cryptosporiopsis species isolated from the roots of aspen in central Alberta: identification, morphology, and interactions with the host, in vitro. Canadian Journal of Botany 85:1214-1226.         [ Links ]

Weishampel P.A. y Bedford B.L. 2006. Wetland dicots and monocots differ in colonization by arbuscular mycorrhizal fungi and dark septate endophytes. Mycorrhiza 16:495-502.         [ Links ]

Wilcox H.E. y Wang C.J.K. 1987. Ectomycorrhizal and ectendo-mycorrhizal associations of Phialophora finlandia with Pinus resinosa, Picea rubens, and Betula alleghaniensis. Canadian Journal of Forest Research 17:976-990.         [ Links ]

Wilson B.J., Addy H.D., Tsuneda A., Hambleton S. y Currah R.S. 2004. Phialocephala sphaeroides, sp. nov., a new species among the dark septate endophytes from a boreal wetland in Canada. Canadian Journal of Botany 82:607-617.         [ Links ]

Wu L. y Guo S. 2008. Interaction between an isolate of dark-septate fungi and its host plant Saussurea involucrata. Mycorrhiza 18:79-85.         [ Links ]

Yonezawa M., Takahashi J., Hashiba T., Usuki F. y Narisawa K. 2004. Anatomical study on the interaction between the root endophytic fungus Heteroconium chaetospira and Chinese cabbage. Mycoscience 45:367-371.         [ Links ]

Young N., Bullock S., Orlovich D.A. y Ashford A.E. 1993. Association of polyphosphate with protein in freeze-substituted sclerotia of Sclerotinia minor. Protoplasma 174:134-141.         [ Links ]

Yu T., Nassuth A. y Peterson R.L. 2001. Characterization of the interaction between the dark septate fungus Phialocephala for-tinii and Asparagus officinalis roots. Canadian Journal of Microbiology 47:741-753.         [ Links ]

Yuan Z.L., Zhang C.L. y Lin F.C. 2010a. Role of diverse non-systemic fungal endophytes in plant performance and response to stress: progress and aproaches. Journal of Plant Growth Regulation 29:116-126.         [ Links ]

Yuan Z.L., Lin F.C., Zhang C.L. y Kubicek C.P. 2010b. A new species of Harpophora (Magnaporthaceae) recovered from healthy wild rice (Oryza granulata) roots, representing a novel member of a beneficial dark septate endophyte. FEMS Microbiology Letters 307:94-101.         [ Links ]

Zhang Y., Li T. y Zhao Z.W. 2013. Colonization characteristics and composition of dark septate endophytes (DSE) in a lead and zinc slag heap in Southwest China. Soil and Sediment Contamination 22:532-545.         [ Links ]

Zhang H.H., Tang M., Che H. y Wang Y.J. 2012. Effects of dark-septate endophyte isolate LBF-2 on the medicinal plant Lycium barbarum L. Journal of Microbiology 50:91-96.         [ Links ]

Zhang Y., Zhang Y., Liu M., Shi X. y Zhao Z. 2008. Dark septate endophyte (DSE) fungi isolated from metal polluted soils: Their taxonomic position, tolerance, and accumulation of heavy metals In Vitro. Journal of Microbiology 46:624-634.         [ Links ]