Broccoli juice in the inhibition of Alternaria alternata in minimally processed arugula. Postharvest quality

María Antonia Flores-Córdova¹; María Teresa Martínez-Damián¹*; Juan Enrique Rodríguez-Pérez¹; María Teresa Colinas-León¹; Daniel Nieto-Ángel²

¹ Departamento de Fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo. Carretera México-Texcoco km 38.5. Chapingo, Texcoco, Estado de México. MÉXICO. C.P. 56230. Correo-e: teremd13@gmail.com (*Autora para correspondencia)

² Colegio de Postgraduados, Campus Montecillo. Carretera México-Texcoco km 36.5. Montecillo, Texcoco, Estado de México. MÉXICO. C.P. 56230.

Resumen

Algunos vegetales de la familia de las Brassicas poseen propiedades antifúngicas, contra varios microorganismos de importancia económica, atribuidas a los glucosinolatos (GLs) mediante la hidrólisis de la enzima mirosinasa. En el presente estudio, inicialmente en condiciones in vitro, se evaluó la germinación de esporas de Alternaria alternata en medio de cultivo de papa dextrosa agar, en concentraciones 0.15, 0.11, 0.07, 0.04, 0.01 y 0 μg·μl^-1. Posteriormente se verificó el efecto antifúngico del jugo de brócoli mediante la severidad e incidencia del daño y sobre la calidad postcosecha de hojas de arúgula almacenada en temperaturas de 0, 4 °C y ambiente (22 ± 3 °C) por 15 días; para ello, se inocularon con solución de esporas de Alternaria (1 x 10⁶) más jugo de brócoli en concentración de 2.98 y 1.49 μg·ml·¹; adicionalmente se ensayó un testigo. Ángulo hue, croma, luminosidad, clorofilas, CO₂ y etileno, fueron las variables a medir. Los resultados mostraron que la mínima concentración de jugo de brócoli in vitro fue de 0.07 μg·μl·¹ con un 100 % de inhibición. La concentración in vivo de 2.98 μg·ml·¹ con 0 % de daño y temperatura de 0 °C fueron las que conservaron los parámetros de calidad en excelentes condiciones al final del almacenamiento. Por lo que el jugo de brócoli (GLs) puede ser usado en postcosecha para el control de Alternaria alternata.

Palabras clave: Eruca vesicaria (L.) Cav. subsp. sativa (Mill.) Thell., glucosinolatos, bajas temperaturas, color, respiración.

Abstract

Some plants of the Brassica family have antifungal properties against various microorganisms of economic importance. These properties are attributed to Glucosinolates (GLs) by hydrolysis of the myrosinase enzyme. This study, initially under in vitro conditions, we evaluated the germination of Alternaria alternata spores on potato dextrose agar culture medium at concentrations 0.15, 0.11, 0.07, 0.04, 0.01 and 0 μg·μl^-1. Subsequently we evaluated the antifungal effect of broccoli juice by severity and incidence of damage on post-harvest quality of arugula leaves stored at 0 and 4 °C and temperature (22 ± 3 °C) for 15 days; for this, leaves were inoculated with Alternaria spores solution (1 x 10⁶) plus broccoli juice concentration of 2.98 and 1.49 μg·ml^-1; control treatment was tested additionally. Hue angle, chroma, brightness, chlorophyll, CO₂ and ethylene were the variables measured. The results showed that the minimum concentration of broccoli juice was 0.07 μg·μl^-1 with 100 % inhibition. In vivo the concentration of 2.98 μg·mg^-1 with 0 % damage and temperature of 0 °C maintained the quality parameters in excellent condition at the end of storage. So broccoli juice (GLs) can be used in postharvest to control Alternaria alternata.

Keywords: Eruca vesicaria (L.) Cav. subsp. sativa (Mill.) Thell., glucosinolates, low temperatures, color, respiration.

INTRODUCCIÓN

Los cambios demográficos y sociales han ejercido un efecto marcado en el consumo de alimentos en el mundo, lo que ha tenido como resultado que se demanden alimentos naturales, de apariencia, valor nutricional y microbiológicamente seguros (García-Iglesias et al., 2006); un ejemplo, son las hierbas aromáticas frescas las cuales, en muchos países en desarrollo, representan el rubro principal de exportación y fuente de divisas. La pérdida del valor del producto y de su calidad, puede ocurrir durante el manejo postcosecha, almacenamiento y distribución, factores que causan considerables pérdidas económicas (González-Aguilar, 2005).

La arúgula (Eruca sativa Mill.), es una hierba aromática de origen mediterráneo y gracias a la demanda por la industria de mínimos procesados ha visto resurgir su consumo como un ingrediente de gran demanda, debido a sus hojas, además de enriquecer el sabor de las ensaladas, son una fuente de compuestos antioxidantes, como los polifenoles y vitamina C (Herrero y Romero, 2006). Sin embargo, esta hierba es susceptible al deterioro, así como al daño causado por Alternaría sp, hongo patógeno causante de la pérdida de calidad del producto, lo que acorta su tiempo de vida útil. Mantener el producto en refrigeración y envasado, lo salvaguarda frente a posibles alteraciones mecánicas, microbiológicas y biológicas (Artés-Calero, 2006). Asimismo, la calidad de los alimentos mejora significativamente con la incorporación de productos naturales denominados antimicrobianos, sustancias que retardan el crecimiento o inactivan la actividad metabólica de los microorganismos y, por lo tanto, detienen el deterioro del producto (Rodríguez-Sauceda, 2011).

Los principales productos naturales, que se utilizan para el control microbiológico, son metabolitos secundarios como flavonoides, taninos, glucosinolatos, entre otros. A algunos vegetales, como el brócoli de la familia Brassicaceae se les atribuye la capacidad de sintetizar compuestos ricos en sulfuro, como los glucosinolatos, que contienen nitrógeno, azufre y se biosintetizan a partir de diversos aminoácidos (Bellostas et al., 2004).

Al producirse daño tisular, los glucosinolatos (GLs) se hidrolizan rápidamente por la enzima mirosinasa, y actúan como precursores, relativamente estables de los isotiocianatos, tiocianatos o nitrilos, con propiedades antimicrobianas que pueden ser empleados para controlar diferentes enfermedades fitopatógenas (Zukalová y Vasák, 2002).

El potencial fungicida del género Brassica se ha comprobado en estudios in vitro, donde el uso de extractos acuosos de nabo inhibió completamente el crecimiento de oosporas de Aphanomyces euteiches (Hernández-Lauzardo et al., 2007). Asimismo, aplicaciones de isotiocianato de alilo en vapor redujo 90 % la incidencia de Penicillium (Mari et al., 2002). Este mecanismo de acción no está claro; sin embargo, el efecto perjudicial de los tejidos de crucíferas en otros microorganismos, se atribuye principalmente a la liberación de productos glucosinolatos, de degradación volátiles (Smolinska et al., 2003).

Los productos de degradación de GLs, tanto solubles en agua como volátiles, pueden participar en la supresión de algunas enfermedades y ser útiles en el control de patógenos en plantas. Es por ello, que en el presente estudio se evaluó, durante la conservación de hojas de arúgula en refrigeración (0 y 4 °C) y en ambiente (22 ± 3 °C), el efecto de diferentes concentraciones de jugo de brócoli (que contiene GLs) tanto in vitro como en vivo, sobre la inhibición de Alternaria alternata, así como la calidad y vida de anaquel de arúgula.

MATERIALES Y MÉTODOS

Se empleó brócoli proveniente del mercado de abastos de Texcoco, Estado de México, el cual fue trasladado al laboratorio de Fisiología de Frutales de la Universidad Autónoma Chapingo (UACh). Los floretes y tallos de brócoli, fueron desinfectados con hipoclorito de sodio, y molidos en extractor marca Moulinex, mediante la metodología establecida por Brandi et al. (2006). El jugo obtenido se dejó reposar 1 hora, con el fin de llevar a cabo el proceso de hidrólisis mediante la enzima mirosina. La muestra se centrifugó a 1,077.04 rad·s^-1 durante 10 min. El sobrenadante se almacenó a -20 °C hasta su uso.

Método para determinar GLs en brócoli, mediante espectrofotometría

Para el proceso de liofilizado se obtuvo el jugo de brócoli mediante extractor marca Moulinex, el jugo se colocó en viales que fueron congelados a -20 °C, durante 24 horas, posteriormente se instalaron en el liofilizador durante 5 días hasta su deshidratación.

Se tomaron 0.5 mg de extracto de brócoli liofilizado (Jezek et al., 1999), se le adicionaron 7.5 ml de buffer acetato 0.2 M y pH 4.2, 1.5 ml de acetato de plomo y bario 0.5 M. La mezcla se agitó vigorosamente en vortex. Se adicionaron 0.4 g de polivinilpolipirrolidona (PVPP) y se incubó a temperatura ambiente (22 ± 3 °C), con agitación en vortex, por 15 min. Después se agregaron 1.5 ml de sulfato de sodio 2 M y se centrifugó a 1,187.10 rad·s^-1 por 5 min a temperatura ambiente. Se tomó 0.9 ml del extracto tratado con PVPP, se mezcló con 0.9 ml de hidróxido de sodio 2 M y se incubó por 30 min. A la mezcla se le adicionó 0.138 ml de ácido clorhídrico concentrado y se centrifugó a 418.88 rad·s^-1 por 10 min. Para la determinación espectrofotométrica, 0.5 ml de sobrenadante se mezcló con 0.5 μl de solución de ferricianuro 2 mM en buffer fosfato 0.2 M y pH 7.0. Finalmente se midió la absorbancia de la solución a 420 nm antes de 15 s; se usó buffer fosfato, 0.2 M y pH 7.0, como blanco. Para la construcción de la curva de calibración se utilizó el patrón sinigrina 5.60 x 10^-3 M con diferentes diluciones, desde 0 hasta 90 μΙ Con los datos del espectrofotómetro se ajustó un modelo de regresión, para determinar la concentración de los GLs obtenidos del jugo de brócoli.

Efecto del jugo de brócoli GLs en Alternaria alternata (Fr.) Keissl in vitro

El aislamiento de Alternaria alternata (Fr.) Keissl se obtuvo de hojas de arúgula con síntomas de mancha de hoja, procedentes del estado de Morelos. El aislamiento se hizo en medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA). Las características fueron estudiadas de acuerdo a las claves morfológicas de Barnett y Hunter (1998) y Rotem (1994) y la identificación se realizó mediante secuenciación de ADN.

La inhibición de la germinación de esporas de A. alternata fue probada con diferentes concentraciones de jugo de brócoli: 0.15, 0.11, 0.07, 0.04, 0.01, 0 μg·μl^-1, el cual fue colocado en el medio de cultivo PDA, junto a 20 μl de la solución de esporas de A. alternata. Después, de sembrar la solución de esporas en los recipientes de PDA (que contenían el jugo de brócoli), con la ayuda de un microscopio binocular marca Labomed modelo LX400, USA, se cuantificó la germinación de las esporas de A. alternata a las 2, 4 y 6 horas. Se consideraron 100 esporas al azar y de cada concentración se hicieron tres repeticiones. El porcentaje de inhibición se calculó mediante la fórmula: IN (%) = [(a - b) / a]-100, donde: a es el total de esporas germinadas del testigo y b el total de esporas germinadas del tratamiento.

Efecto del jugo de brócoli GLs en Alternaria alternata (Fr.) Keissl in vivo

El experimento se llevó a cabo en el laboratorio de Fisiología de Frutales de la UACh, la arúgula fue proporcionada por la empresa Glezte ubicada en Axochiapan, Morelos. La arúgula se lavó y desinfectó con hipoclorito de sodio a 100 ppm. Posteriormente se dividió el material en cuatro grupos para las aplicaciones correspondientes, donde el grupo uno, fue sumergido por 1 min en una concentración de 2.98 μg·ml^-1 de jugo de brócoli más la inoculación de las esporas de A. alternta (1 x 10⁶); grupo dos, fue sumergido por 1 min en una concentración de 1.49 μg·ml^-1 de jugo de brócoli más la inoculación de esporas de Alternaria; grupo tres, solamente se inoculó con la solución de esporas de Alternaria (1 x 10⁶) y el grupo cuatro correspondió al testigo que consistió únicamente en arúgula. Posteriormente se secaron, se envasaron 100 g en charolas rígidas y se almacenaron en refrigeración a 0, 4 °C y temperatura ambiente (22 ± 3 °C), durante 15 días.

La severidad del daño se evaluó cada tercer día, como porcentaje de infección por planta, con una escala diagramatizada elaborada con el programa 2 log. Con esta calificación nominal, se obtuvo el índice poblacional de severidad al aplicar la fórmula:donde: IS = índice de severidad; X_i = nivel del daño en el momento i; N_i = número de plantas con el nivel del daño en el momento i; N_i = número total de plantas evaluadas.

La incidencia del daño en las hojas se determinó mediante la fórmula: I % = (n_i / N)-100 donde: I (%) = incidencia de la enfermedad en porcentaje; n_i= número de plantas enfermas en el momento i, y N = número total de plantas evaluadas.

Efecto de GLs en la calidad postcosecha de arúgula en vivo

El efecto del jugo de brócoli en la calidad y vida de anaquel de las hojas de arúgula, fue determinado mediante la evaluación de las variables:

Color. Se midió con un espectrofotómetro de esfera X Rite modelo SP62, el cual mediante un sistema triestímulo permite obtener las dimensiones L, a y b. El parámetro L mide directamente la luminosidad o brillantez y varia de 0, que representa color totalmente obscuro, hasta 100 (máximo brillo). El valor "a" representa al color rojo si es positivo y verde si es negativo, y el parámetro "b" corresponde al amarillo si es positivo y azul si es negativo (Figueroa et al., 2005).

Clorofila total. Se determinó por el método descrito por Witham et al. (1971). Se pesó 0.1 g de tejido fresco, se cortó en pequeños trozos, se maceró con 5 ml de acetona al 100 % v/v y se dejó reposar por 3 min. Posteriormente se uniformizó la muestra con un homogenizador T25 basic IKA Labortechnik, para luego filtrar con gasa. Al residuo se le adicionó acetona hasta aforar a 5 ml y se dejó reposar. Después se aforó a 25 ml con acetona para determinar la absorbancia a A₆₆₂ y A₆₄₅ nm en un espectrofotómetro Genesys thermo scientific (USA). Los cálculos se realizaron de acuerdo con: Clorofila total (Ca + b) = 7.05 (A662) + 18.09 (A645) y la concentración se expresó como mg·g^-1 de peso fresco.

Diseño experimental y análisis estadístico

El diseño experimental fue completamente al azar con tres repeticiones. Los datos obtenidos in vitro e in vivo se sometieron a análisis de varianza y a comparación de medias de Tukey (α = 0.05) mediante el programa estadístico SAS^® (Statistical Analysis System) ver. 9.0.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Determinación de GLs en brócoli, mediante espectrofotometría

El modelo utilizado fue: Y = -0.0041x + 0.9313 (R² = 0.97, P ≤ 0.002) y la concentración de GLs obtenida fue de 0.0029 mg·ml^-1.

Efecto del jugo de broccoli GLs en Alternaria alternata in vitro

En la Figura 1 se muestra el efecto de diferentes concentraciones de jugo de brócoli GLs en la inhibición de la germinación de esporas a las 6 horas a 26 °C, en donde se observa que las concentraciones de jugo de brócoli 0.15, 0.11 y 0.07 μg·μl^-1, no presentaron la germinación del 0 %, las concentraciones 0.04, 0.01 μg·μl^-1 tuvieron menor efecto; aunque los tratamientos con jugo de brócoli GLs disminuyeron el crecimiento del hongo. Se ha demostrado que los GLs tienen efecto en contra de algunos patógenos. Por ejemplo, Sisti et al. (2006), probaron jugo acuoso crudo de Brassica en la inhibición de Candida albicans después de 4 horas de incubación, con 0.054 μg·μl^-1, obtuvieron 95 % de inhibición, similar a lo encontrado en este estudio. Mari et al. (1996) reportan que los isotiocianatos derivados de los glucosinolatos utilizados en una concentración de 3.6 mg·ml^-1, fueron probados en diversos hongos controlando totalmente al patógeno en frutos de peras.

Asimismo sustancias volátiles de plantas de Brasiccarapa (20 mg·g^-1) inhibieron el crecimiento micelial de Rhizoctonia solani (Masahiro et al., 2006).

Efecto del jugo de broccoli GLs en Alternaria alternata in vivo

En el Cuadro 1 se observan los porcentajes de severidad (porcentaje del tejido dañado en relación al total del tejido evaluado) causados por A. alternata en hojas de arúgula. El tratamiento sin GLs + inóculo presentó la mayor severidad durante todo el periodo de evaluación; la menor severidad (0 %) se presentó cuando se aplicó 2.98 μg·ml^-1 de GLs, por lo que es evidente el efecto del jugo de brócoli GLs en el control de la alteración causada por A. alternata. El control obtenido en el presente estudio fue superior a los reportados por Troncoso-Rojas et al. (2005), quienes tuvieron una reducción de 80 % de daño causado por A. alternata en tomates, con el uso de isotiocianatos (ITCs) derivados de los GLs, en concentración de 0.56 mg·ml^-1. En el presente estudio, no existieron diferencias significativas hasta el día cinco de evaluación, y a partir del día siete, la concentración 2.98 μg·ml^-1 de GLs fue más efectiva para el control de A. alternata; resultados similares a los de Tiznado-Hernández y Troncoso-Rojas (2006) quienes mostraron que el isotiocianato (ITC) 3-metilsufnil-3-butenil en concentración de 3.6 mg·ml^-1 inhibió totalmente el crecimiento de Monilinia laxa en frutos de pera. Por otra parte el ITC de bencil en concentraciones de 0.28 y 0.56 mg-ml^-1 inhibió por completo el crecimiento micelial de A. alternata en frutos de pimiento morrón (Troncoso et al., 2005).

En cuanto a la temperatura ambiente con 22 ± 3 °C se presentó mayor daño causado por A. alternata durante el periodo de almacenamiento; en 0 y 4 °C el daño fue estadísticamente igual en tres y cinco días de conservación; sin embargo, a partir del día siete existieron diferencias significativas, en donde sólo la temperatura de 0 ºC proporcionó control adecuado sobre la presencia de A. alternata. Esto coincide con Koukounaras et al. (2007) ya que las hojas de arúgula se pueden refrigerar con buenos resultados a 0 °C, con vida de almacén máximo de 16 días. Los mismos autores señalan que con 5 °C se genera un ligero deterioro de la calidad del producto y su vida útil se reduce a 3 días, resultado similar a lo obtenido en este estudio con 4 °C. Se obtienen mejores resultados con temperatura de 0 °C para prolongar la vida de anaquel de arúgula.

Los resultados obtenidos, dan una idea clara del efecto de los GLs sobre la inhibición de A. alternata en las hojas de arúgula, sin embargo, el modo de acción de los GLs aún no está plenamente establecido, aunque se cree que puede causar rompimiento de la pared celular y membrana celular, degradación de enzimas, inhibición de síntesis de proteína y sistema génico del patógeno (Rodríguez-Sauceda, 2011).

En cuanto al porcentaje de incidencia de A. alternata (Cuadro 2), la concentración de 2.98 μg·ml^-1 de GLs presentó 0 % de incidencia y el tratamiento sin GLs + inóculo la mayor incidencia con 87.5 % al final de la vida útil. Monfor et al. (2007) comprobaron que especies de Brassica cultivadas en Georgia, EUA, como el nabo, brócoli y rábano, contienen propiedades que actúan contra hongos del suelo, los cuales disminuyeron 80 % la incidencia de estos microorganismos.

A partir del día cinco de almacenamiento, se presentaron diferencias significativas, en los efectos de tratamientos evaluados; sin embargo, a partir del día nueve la concentración de 2.98 μg·ml^-1 de GLs, mantuvo incidencia de 0 %, lo anterior coincide con el resultado obtenido en severidad.

Ángulo hue

En relación al ángulo hue, hubo diferencias significativas entre las concentraciones de GLs durante todos los días de evaluación (Cuadro 3). A partir del día tres, el tratamiento con 2.98 μg·ml^-1 de GLs + inóculo fue estadísticamente superior al resto de tratamiento seguido por 1.49 μg·ml^-1 de GLs + inóculo. El color verde es un importante atributo para la percepción de frescura en hojas de arúgula, por lo que el empleo del GLs favorece la permanencia del color verde y mantiene su calidad (Char et al., 2012). El tratamiento con inóculo y sin Gls tuvo los promedios más bajos que oscilaron entre 111 (verde) y 98 amarillo durante los 15 días de la evaluación y presentó mayores daños en las hojas; así, se podría hacer referencia a que el hongo inhibió la fosforilación debido a que se une al cloroplasto y genera pérdida de color (Pavón-Moreno et al., 2012). Koukounaras et al., (2009), en un trabajo también realizado en arúgula, obtuvieron valores de 126 a 122, con poco decremento, manteniendo el color verde, situación que, también se observó en este trabajo. En relación a la temperatura, el almacenamiento a 0 °C, superó estadísticamente a las otras temperaturas empleadas, en cuanto a la mantención del color del día 3 al 15 de almacenamiento, reteniendo con mayor eficacia el color verde pues se obtuvieron valores más altos, situación observada por Koukounaras et al. (2007) quienes afirman que las hojas de arúgula pueden refrigerarse con buenos resultados a 0 °C. Además, se coincide con Marie et al. (2012) quienes encontraron que con 2 °C, la arúgula mantuvo su color verde hasta 7 días; sin embargo, con 20 °C durante 4 y 6 días, el amarillamiento fue intenso, y por consecuencia hubo pérdida de la calidad del producto.

Croma

En cuanto a croma, se apreciaron diferencias significativas, en el tratamiento 2.98 μg·ml^-1 de GLs + inóculo que presentó la menor pérdida de saturación de color (P ≤ 0.05) y sin GLs + inóculo tuvo la mayor pérdida de saturación, tornándose al final de un color amarillo (Cuadro 4). Estos resultados concuerdan con estudio de hojas de arúgula, donde el croma de las hojas aumentó de 26.39 a 34.22 después de 14 días de almacenamiento, con una pérdida de la vida de anaquel (Koukounaras et al., 2008). Las temperaturas de 0, 4 y 22 °C, fueron estadísticamente diferentes desde el día tres hasta el día 15 de almacenamiento, en donde la temperatura de 22 °C, tuvo el valor más alto con 39.0 a los 7 días y el más bajo se presentó a los 0 °C, considerándose como la temperatura más adecuada para mantener la intensidad del color en el producto, situación que también se observa en los resultados obtenidos en el ángulo hue, donde se mantiene el color verde.

Luminosidad

En el Cuadro 5, se observa que hubo diferencias significas de luminosidad entre todos los tratamientos, en donde se aprecia que la concentración de 2.98 μg·ml^-1 tuvo un ligero incremento de 32.4 a 34.0 durante los 15 días de almacenamiento, lo que indica que conservó su brillantez. En cambio, el tratamiento sin GLs + inóculo, presentó mayor luminosidad con valor L que aumentó de 32.4 a 49.0, perdiendo la brillantez. En relación con las temperaturas, a partir del día tres todas fueron estadísticamente diferentes. Con 22 °C, la arúgula presentó mayor luminosidad con valor de 50.2, mientras que en 0 °C fue de 39.1, coincidiendo con los resultados de hue y croma. Esto indicaría, que la combinación de GLs más temperatura de 0 °C produce un efecto positivo al evitar la pérdida de brillantez y de calidad después de 15 días de conservación del producto. Koukounaras et al. (2007, 2008) mencionan que las hojas almacenadas a 10 °C muestran una gran alteración en los parámetros de color, con valores de luminosidad de 41.3 a 56.11 en hojas maduras, lo que implica oscurecimiento de los tejidos como consecuencia de reacciones oxidativas (Guevara et al., 2003), a diferencia de los resultados obtenidos en este estudio, donde la pérdida de luminosidad fue muy baja, por lo que el tratamiento aplicado, mantiene en mejores condiciones la calidad de la hoja.

Clorofila total

Con 2.98 μg·ml^-1 de GLs + inóculo se obtuvo la menor pérdida de clorofila total con un contenido de 0.55 mg·g^-1 después de 15 días de almacenamiento, mientras que sin GLs + inóculo se presentó la mayor pérdida, finalizando con 0.36 mg·g^-1, por lo que 2.98 μg·ml^-1 de GLs permitió la conservación de la clorofila total (Cuadro 6). Los valores obtenidos en este estudio son superiores a los encontrados por Koukounaras et al. (2007), donde señalan que la arúgula presenta un contenido de clorofilas de 0.49 μg·g^-1. Al mismo, tiempo los niveles encontrados son diferentes a los mencionados por Nicola et al. (2010) con 0.58 mg·g^-1. Por otra parte, se encontraron diferencias significativas entre todas las concentraciones aplicadas durante los 15 días. El mayor contenido de clorofila total de arúgula ocurrió con 2.98 μg·ml^-1 de GLs + inóculo, lo que significa una disminución, en el día 15, de 36 %. En relación con las temperaturas, la de 22 °C tuvo mayor pérdida de clorofila durante el periodo de almacenamiento, respecto a 0 y 4 °C. De acuerdo con lo observado, la concentración de 2.98 μg·ml^-1 de GLs + inóculo fue la mejor, al preservar, la clorofila, lo que coincide con mayor ángulo hue y luminosidad. Asimismo, Nicola et al. (2010) confirman que bajas temperaturas retardan la pérdida de clorofila, toda vez que con 12 °C obtuvieron un decremento de 53 % en 10 días.

CO₂

La respiración en arúgula tratada con 2.98 μg·ml^-1 de GLs, presentó a los 15 días de almacenamiento una producción de 3.37 mg de CO₂·kg^-1·h^-1 (Cuadro 7), significativamente menor que 9.76 mg de CO₂·kg^-1·h^-1 producido por la arúgula sin GLs + inóculo, con diferencias significativas a partir del día tres y hasta el final de almacenamiento. Martínez-Sánchez et al. (2008) evaluaron la respiración de diferentes hojas "baby" de arúgula, con valores entre 300 y 940 nmol CO₂·kg^-1·g^-1, lo que mostró que la tasa de respiración se modifica fuertemente ante pequeñas variaciones de temperatura. La respiración se mantuvo constante, alrededor de 4.94 mg de CO₂ kg^-1·h^-1 en 0 y 4 °C, mientras que bajo temperatura ambiente, al tercer día de almacenamiento, se registró un aumento de 8.84 mg de CO₂ kg^-1·h^-1 de CO₂, lo que produjo pérdida de nutrientes y vapor de agua (González-Aguilar, 2005).

Etileno

En el Cuadro 8, es posible observar que la arúgula tratada con 2.98 μg·ml^-1 de GLs registró a los 15 días una producción de etileno de 0.33 μl·kg^-1-h^-1 a diferencia del tratamiento sin Gls + inóculo que fue 0.67 μl·kg^-1·h^-1. A partir del día tres de almacenamiento se observan diferencias estadísticas, entre los tratamientos aplicados. Koukounaras et al. (2009) reportan que después de un día de almacenamiento, se incrementó significativamente la concentración de etileno, el cual alcanzó 2 μl·litro^-1decayendo hasta 0.5 μl·litro^-1 al día 14 de almacenamiento. Los autores señalan que una concentración de 1 μl·litro^-1 produce amarillamiento de las hojas de arúgula.

En 0 °C la producción de etileno de hojas de arúgula, fue de 0.40 μl·kg^-1·h^-1 con un ligero decremento; sin embargo, en temperatura ambiente se incrementó a 0.83 μl·kg^-1·h^-1 con diferencias significativas entre las temperaturas evaluadas desde el día tres hasta el día 15 de almacenamiento. Able et al. (2005), obtuvieron valores similares de 0.9 a 0.5 μl·kg^-1·h^-1 a 2 °C relativamente bajos en comparación a los encontrados por Char et al. (2012) que reportan valores de 77.7 a 47.6 μl·kg^-1·h^-1 a 5 °C.

CONCLUSIONES

La calidad de hojas de arúgula y vida de anaquel tuvo una mejor conservación con aplicación de GLs y almacenadas a 0 °C, lo que permitió conservar el color y la calidad. El jugo de brócoli GLS tuvo efecto antifúngico, lo que representa una alternativa potencial para el control de Alternaria alternata durante el manejo postcosecha en arúgula.

LITERATURA CITADA

ABLE, A. J.; WONG, L. S.; PRASAD, A.; O'HARE, T. J. 2005. The physiology of senescence in detached pak choy leaves (Brassica rapa var. Chinensis) during storage at different temperatures. Postharvest Biology and Technology 35:271278. doi: 10.1016/j.postharvbio.2004.10.004        [ Links ]

ANDERSEN, B.; KROGER E.; ROBERTS, G. 2001. Chemical and morphological segregation of Alternaria alternata, A. gaisen and A. longipes. Mycological Reseach 105:291-299. doi: 10.1017/S0953756201003446        [ Links ]

ARTÉS-CALERO, F. 2006. El envasado en atmósfera modificada mejora la calidad de consumo de los productos hortofrutícolas intactos y mínimamente procesados en fresco. Revista Iberoamericana de Tecnología Postcosecha 7 (2): 61-85. http://www.redalyc.org/pdf/813/81370202.pdf        [ Links ]

BARNETT, H. L.; HUNTER, B. B. 1998. Illustrated genera ofimperfect fungi. Cuarta edicción. Minnesota. APS Press. 210 p.         [ Links ]

BELLOSTAS, N.; SORENSEN, J. C.; SORENSEN, H. 2004. Quantitative and qualitative evaluation of glucosinolates in cruciferous plants during their life cycles. Agroindustria 3(3):5-10. http://orgprints.org/5611/1/5611.pdf        [ Links ]

BRANDI, G.; AMAGLIANI, G.; SCHIAVANO, G.; DE SANTI, M.; SISTI, M. 2006. Activity of Brassica oleracea leaf juice on foodborne pathogenic bacteria. Journal of Food Protection 69(9):2274-2279.         [ Links ]

CHAR, C.; SILVEIRA, A. C.; INESTROZA-LIZARDO C.; HINOJOSA, A.; MACHUCA, A.; ESCALONA, V. H. 2012. Effect noble gas-enriched atmospheres on the overall quality of ready-to-eat arúgula salads. Postharvest Biology and Technology 73: 50-55. doi: 10.1016/j.postharvbio.2012.05.010        [ Links ]

FIGUEROA, I.; COLINAS, M. T.; MEJÍA, J.; RAMÍREZ, F. 2005. Cambios fisiológicos en postcosecha de dos cultivares de rosa con diferente duración en florero. Cien. Inv. Agr. 32(3):209-219.         [ Links ]

FRAIRE-CORDERO, M. L.; NIETO-ÁNGEL, D.; CÁRDENAS-SORIANO, E. 2010. Alternaria tenuissima, A. alternata y F. oxysporum Hongos causantes de la pudrición de florete de brócoli. Revista Mexicana de Fitopatología 28(1):25-33. http://www.scielo.org.mx/pdf/rmfi/v28n1/v28n1a3.pdf        [ Links ]

GARCÍA-IGLESIAS. E.; GAGO-CABEZAS. L.; FERNÁNDEZ-NUEVO, J. L. 2006. Tecnología del envasado en atmósfera protectora. CIEM. Dirección General de Universidades e Investigación. 141 p. http://www.madrid.org/edupubli/m_cata.htm        [ Links ]

GONZÁLEZ-AGUILAR, G. A. 2005. Nuevas tecnologías de conservación de productos vegetales frescos cortados. CIAD México. 558 p.         [ Links ]

GUEVARA, J. C.; YAHIA, E. M.; BRITO DE LA FUENTE, E.; BISERKA, S.P. 2003. Effects of elevated concentrations of CO₂ in modified atmosphere packaging on the quality of prickly pear cactus stems (Opuntia spp). Postharvest Biology and Technology 29: 167-176. doi:10.1016/S0925-5214(03)00021-8        [ Links ]

HERNÁNDEZ-LAUZARDO, A.; BAUTISTA-BAÑOS, S.; VELÁZQUEZ, M. 2007. Prospectiva de Extractos Vegetales para controlar enfermedades postcosecha hortofrutícolas. Revista Fitotecnia Mexicana 2:119-123. http://www.redalyc.org/articulo.oa?id=61030202        [ Links ]

HERRERO, A. M.; ROMERO-DE ÁVILA, M. D 2006. Innovaciones en el procesado de alimentos: Tecnologías no térmicas. Rev. Med. Univ. Navarra 50:71-74. www.unav.es/revistamedicina/50_4/10-INNOVACIONES.pdf        [ Links ]

JEZEK, J.; BARRY, G.; HAGGETT, D.; ATKINSON, A.; RAWSON, D. M. 1999. Determination of glucosinolates using their alkaline degradation and reaction with ferricyanide. J. Agric. Food Chem. 47: 4669-4674. doi: 10.1021/jf9906026        [ Links ]

KOUKOUNARAS, A.; SIOMOS, A. S.; SFAKIOTAKIS, E. 2007. Postharvest CO₂ and ethylene production and quality of rocket (Eruca Sativa Mill.) leaves as affected by leaf age and storage temperature. Postharvest Biology and Technology 46: 167-173. doi: 10.1016/j.postharvbio.2007.04.007        [ Links ]

KOUKOUNARAS, A.; SIOMOS, A. S.; SFAKIOTAKIS, E. 2008. Effects of degree of cutting and storage on atmosphere composition, metabolic activity and quality of rocket leaves under modified atmosphere packaging. Journal of Food Quality 33: 303-316. doi: 10.1111/j.1745-4557.2010.00302.x        [ Links ]

KOUKOUNARAS, A.; SIOMOS, A. S.; SFAKIOTAKIS E. 2009. Impact of heat treatment one ethylene production and yellowing of modified atmosphere packaged rocked leaves. Postharvest Biology and Technology 54:172-176. doi: 10.1016/j.postharvbio.2009.07.002        [ Links ]

MARI, M.; IORI, R.; LEONI, O.; MARCHI, A. 1996. Bioassays of glucosinolate-derivedisothiocyanates against postharvest pear pathogens. Plant pathology 45:753-760. doi: 10.1046/j.1365-3059.1996.d01-5.x        [ Links ]

MARI, M.; LEONI O.; LORI, R.; CEMBALI, T. 2002. Antifungal vapour-phase activity of allyl-isothiocyanate against Penicillium expansum on pears. Plant pathology 51: 231236. doi: 10.1046/j.1365-3059.2002.00667.x        [ Links ]

MARIE, L. M.; FAST, S. H.; EDELENBOS, M. 2012. Freshness and sensory quality of packaged wild rocket. Postharvest Biology and Technology 73:99-106. doi: 10.1016/j. postharvbio.2012.06.004        [ Links ]

MARTÍNEZ-SÁNCHEZ, A.; ALLENDE, A.; CORTÉS-GALERA, Y.; GIL, M. I. 2008. Respiration rate response of four baby leaf Brassica species to cutting at harvest and fresh-cut washing. Postharvest Biology and Technology 47:382-388. doi: 10.1016/j.postharvbio.2007.07.010        [ Links ]

MASAHIRO, K.. ; ANDRIANTSOA, R.; YOKO, O.; MOTOAKI, T.; HITOSHI, H.; RYO F. 2006. Induction of soil suppressiveness against Rhizoctonia solani by incorporation of dried plant residues into soil. Phytopathology 96:1372-1379. doi: 10.1094/PHYTO-96-1372        [ Links ]

MONFORT, W. S.; CSINOS, A.; DESAEGER, J.; SEEHOLD, K.; WEBSTER, T.; DÍAZ-PÉREZ, J.C. 2007. Evaluating Brassica species as an alternative control measure for root-knot nematode (M. Incognita) in Georgia vegetable plasticulture. Crop Protection 26:1359-1368. doi:10.1016/j.cropro.2006.11.008        [ Links ]

NICOLA, S.; FONTANA, E.; TIBALDI, G.; ZHAN, L. 2010. Qualitative and physiological response of minimally processed rocket (Eruca sativa Mill.) to package filling amount and shelf-Life temperature. Acta Horticulturae 877:611-618.         [ Links ]

PAVÓN-MORENO, M. A.; GONZÁLEZ-ALONSO, I.; MARTÍN-DE SANTOS, R.; GARCÍA-LACARRA, T. 2012. Importancia del género Alternaria como productor de micotoxinas y agente causal de enfermedades humanas. Nutrición Hospitalaria 27:(6)1772-1781. doi: 10.3305/nh.2012.27.6.6017        [ Links ]

RODRÍGUEZ-SAUCEDA, E. N. 2011. Uso de agentes antimicrobianos naturales en la conservación de frutas y hortalizas. Ra Ximhai 7(1):153-170.         [ Links ]

ROTEM, Y. 1994. The genus Alternaria: Biology, Epidemiology and Pathogenicity. APS Press,American Phytopathological Society. 326 p.         [ Links ]

SAS Institute. 1998. Language guide for personal computer release. 9.0 Edition. SAS Institue. Cary. N.C. USA. 1028 p. https://support.sas.com/documentation/cdl/en/statugintroduction/61750/PDF/default/statugintroduction.pdf        [ Links ]

SISTI, M.; AMAGLIANI, G.; BRANDI, B. 2006. Antifungal activity of Brassica oleracea var. botritys fresh aqueous juice. Fitoterapia 74:453-458. doi: 10.1016/S0367-326X(03)00108-4        [ Links ]

SMOLINSKA, U.; MORRA, M.; KNUDSEN, G.; JAMES, R. L. 2003. Isothiocyanantes produced by brassicaceae species as inhibitors of Fusarium oxysporum. Plant disease 87(4):407-412. doi: 10.1094/PDIS.2003.87.4.407        [ Links ]

TIZNADO-HERNÁNDEZ, M.; TRONCOSO-ROJAS, R. 2006. Control of fungal diseases with isothiocyanates. Stewart Postharvest Review 1(4):1-14. doi: http://dx.doi.org/10.2212/spr.2006.1.4        [ Links ]

TRONCOSO-ROJAS, R.; SÁNCHEZ-ESTRADA, A.; RUELAS, C.; GARCÍA, H. S. 2005. Effect of benzyl isothiocyanate on tomato fruit infection development by Alternaria alternata. Journal of the Science of Food and Agriculture. 85:14271434. doi: 10.1002/jsfa.2129        [ Links ]

TRONCOSO, R.; ESPINOZA, C.; SÁNCHEZ-ESTRADA, A.; TIZNADO, M. E.; GARCÍA H. S. 2005. Analysis of the isothio-cyanates present in cabbage leaves extract and their potential application to control Alternaria rot in bell peppers. Food Research International 38:701-708. doi:10.1016/j.foodres.2005.02.004        [ Links ]

WITHAM, H. F.; BLAYDES, D. F.; DEVLI R. M. 1971. Experiments in Plant Physiology. Van Nostrand Reinhold. New York, USA. 245 p.         [ Links ]

ZUKALOVÁ, H.; VASÁK, J. 2002. The role and effects of glucosinolates of Brassica species-a review. Rostlinná Vyroba 48(4):175-180. http://www.agriculturejournals.cz/publicFiles/52986.pdf        [ Links ] ]]> 2005 35 271278 2001 105 291-299 2006 7 2 2 61-85 1998 Cuarta 210 2004 3 3 3 5-10 2006 69 9 9 2274-2279 2012 73 50-55 2005 32 3 3 209-219 2010 28 1 1 25-33 2006 141 2005 558 2003 29 167-176 2007 2 119-123 2006 50 71-74 1999 47 4669-4674 2007 46 167-173 2008 33 303-316 2009 54 172-176 1996 45 753-760 2002 51 231236 2012 73 99-106 2008 47 382-388 2006 96 1372-1379 2007 26 1359-1368 2010 877 611-618 2012 27 6 6 1772-1781 2011 7 1 1 153-170 1994 326 SAS Institute 1998 9 1028 2006 74 453-458 2003 87 4 4 407-412 2006 1 4 4 1-14 2005 85 14271434 2005 38 701-708 1971 245 2002 48 4 4 175-180