Efecto de plantas hospederas en la inducción enzimática detoxificativa de Bemisia tabaci (Gennadius)*

Effect of host plants on the induction of detoxifying enzymes of Bemisia tabaci (Gennadius)

Ernesto Cerna Chávez¹, Yoseni Martínez Martínez¹, Jerónimo Landeros Flores¹, Omegar Hernández Bautista¹ y Yisa Ochoa Fuentes^1§

¹ Departamento de Parasitología-Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro. Buenavista, Saltillo, Coahuila. C. P. 25315, Tel y Fax: 844 4110226. (yoseni_17@hotmail.com; jlanflo@uaaan.mx; jabaly1@yahoo.com; stoopy_doo@hotmail.com). ^§Autora para correspondencia: yisa8a@yahoo.com.

* Recibido: octubre de 2014
Aceptado: enero de 2015

Resumen

Bemisia tabaci (Gennadius) es una de las plagas más importantes en la agricultura, debido al amplio rango de plantas hospederas y a las pérdidas económicas que ocasiona. En los últimos años su control ha sido ineficiente, generando resistencia a insecticidad. Sin embargo, se ha comprobado que el hospedero también influye en la inducción de resistencia natural hacia los plaguicidas. El objetivo de la investigación fue determinar los mecanismos y cambios en los niveles enzimático detoxificativos de B. tabaci, recolectada en seis diferentes hospederos en el año 2012, en el estado de Chiapas. Se utilizó el insecticida Bifentrina para evaluar la susceptibilidad de estas poblaciones y la realización de pruebas bioquímicas con el fin de conocer los niveles de las enzimas α y β-esterasas, oxidasas y glutatión s-transferasas. Se observaron cambios en los niveles de α y β-esterasas en poblaciones de B. tabaci desarrolladas en las arvenses Solanum nigrum y Melampodium divaricatum. Por lo que se puede mencionar que la planta hospedera influye en la inducción de enzimas detoxificativas en la resistencia de B. tabaci.

Palabras clave: hospederos y enzimas detoxificativas, mosquita blanca, susceptibilidad a insecticidas.

Abstract

Bemisia tabaci (Gennadius) is one of the most important pests in agriculture, due to the wide range of host plants and economic losses that produces. In recent years, its control has been inefficient, generating insecticide resistance. However, it has been found that the host also influences the induction of natural resistance to pesticides. The objective of the research was to determine the mechanisms and changes in detoxifying enzyme levels of B. tabaci, collected from six different hosts in 2012, in the state of Chiapas. Bifenthrin insecticide was used to assess the susceptibility of these populations and biochemical tests in order to know the levels of α and β-esterase, oxidases and glutathione s-transferases enzymes. Changes in the levels of α and β-esterases were observed in populations of B. tabaci developed in weeds Solanum nigrum and Melampodium divaricatum. It can be said that the host plant influences the induction of detoxifying enzymes in the resistance of B. tabaci.

En las últimas tres décadas, B. tabaci Biotipo B, ha causado pérdidas en agroecosistemas en todo el mundo (Morales y Anderson 2001). En América constituye un grave problema desde el sur de Estados Unidos hasta Argentina (Anderson, 1993). En México, B. tabaci es una de las plagas que más daños ocasiona en hortalizas (Holguín-Peña et al., 2010), al succionar la savia y la secreción de mielecilla, propicia el desarrollo de hongos que dificultan la fotosíntesis, afectando el vigor del hospedero (Rodríguez y Cardona 2001). Sin embargo, el daño más severo lo causan indirectamente al ser vectores de virus (Byrne y Bellows 1990). Su control se ha basado principalmente en el método químico; sin embargo, el uso indiscriminado de insecticidas, ha dado lugar a la inducción en la aparición de resistencia (NaeeM, 2006). Asimismo, se ha demostrado que también los hospederos tienen influencia en la resistencia de ciertos artrópodos a pesticidas; por lo que, el alimento puede influir en la tolerancia, debido a la presencia de metabolitos secundarios en las plantas; que al ser ingeridos por los insectos, alteren sus sistemas enzimáticos de degradación de xenobióticos, para poder asimilarlos (Yu, 1982).

Esta resistencia en B. tabaci, está asociado a tres sistemas de destoxificación enzimático, como son esterasas, monooxigenasas y glutatión s-transferasas, que son los mecanismos bioquímicos del metabolismo de xenobióticos mas importantes (incluyendo aleloquímicos y pesticidas) (Ndakidemi y Dakora, 2003). En algunas investigaciones se ha reportado a B. tabaci con un alto grado de resistencia natural, debido a que es una especie polífaga, cuenta con más de 900 especies de plantas hospederas, cultivadas y silvestres (Polack, 2005), mostrándose como una especie candidata a presentar resistencia, como resultado de su adaptabilidad a una elevada gama de hospederos.

Por tal motivo, el conocer el efecto del hospedero sobre las enzimas detoxificativas, puede ser utilizada como referencia en estudios de resistencia, dando evidencia teórica para el uso seguro y racional de plaguicidas (Castle et al., 2009). Debido a lo anterior el objetivo de este trabajo fue investigar el efecto de inducción enzimática detoxificativa, de seis plantas hospederas sobre la susceptibilidad de B. tabaci.

El presente trabajo se realizó en el Laboratorio de Toxicología del Departamento de Parasitología Agrícola de la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro (UAAAN). Para el establecimiento del pie de cría de B. tabaci, se realizaron seis muestreos en el municipio de Villacorzo, Chiapas, en noviembre de 2012, donde se seleccionaron los siguientes cultivos y arvense asociada, tomate Solanum lycopersicum, maleza I (maleza I= Solanum nigrum: Solanacea), frijol (Phaseolus vulgaris), maleza II (Melampodium divaricatum: Asteracea), calabaza (Cucurbita spp.) y maleza III (Heliotropium angiospermun: Boraginacea). El material biológico recolectado se trasladó al invernadero de Parasitología Agrícola de la UAAAN, donde se colocaron en seis camas de siembra (una para cada cultivo y maleza). La cría se realizó bajo condiciones de invernadero con 26 + 4 °C, HR del 70% y 14:10 h luz: oscuridad. Se utilizó el producto Bifentrina (Brigadier 20 P^® 209 g de i.a. L^-1, piretroide), como indicador de la susceptibilidad mediante la técnica de bioensayo, inmersión de hoja para mosquita blanca, con modificaciones (IRAC, 2009).

Utilizando ninfas de cuarto estadio con al menos tres generaciones en el hospedero. Para la preparación de las diferentes concentraciones se utilizó agua destilada y el producto Bionex^® como dispersante, en una proporción 1mL: 1L de agua. Las concentraciones utilizadas fueron de 100, 250, 500, 1 000, 1 500 y 2 000 ppm. Las lecturas de mortalidad se realizaron a las 24 h. Para determinar el nivel enzimático, se utilizaron las seis poblaciones de cada uno de los hospederos, mediante cuatro pruebas, determinando a las enzimas α y β-esterasas, oxidasas y glutation S-transferasas. Todas las pruebas se corrieron por triplicado en placas de 96 pozos y leídas mediante el lector de microplacas Stat fax-2100^®. Los reactivos utilizados fueron solución amortiguadora de fosfato de potasio a 0.05 M y pH 7.2 (BFP), α o β-naftil acetato (α o βNAF), o-dianisidina (OD), albúmina sérica bovina (ASB), homogeneizado de ninfas (HM), dihidrocloruro de 3, 3’, 5, 5’-tetrametil-bencidina (TMBZ) y glutatión reducido (GR).

Previo a esto, se determinó la cantidad de proteína, mediante el método de Bradford (1976) modificado por Brogdon (1984), usando como proteína de referencia a la albúmina sérica bovina. Se evaluaron 10 concentraciones (0.5, 1, 5, 10, 15, 30, 50,100, 200, 300) de ninfas de cuarto estadio, cada una con ocho repeticiones. Una vez que se determinó la cantidad de muestra con relación a la proteína (100 ninfas de B. tabaci= 100 μg de proteína/mL), se homogenizó en 100 µL de BFP y se diluyó a 1 mL (Brogdon, 1984). Se prepararon 90 muestras para cada una de las líneas. Se determinaron los niveles de α-esterasas (αEST), β-esterasas (βEST), oxidasas (Ox) y glutatión s-transferasas (GST), Se utilizaron las metodologías descritas por Brogdon (Brogdon et al., 1983, 1990 y 1997). Sin embargo, para las Ox y GST los niveles de lectura fueron más bajos que los controles por lo que se omitieron los resultados. Para determinar los niveles enzimáticos; para las α y β-esterasas, se colocaron 100 μL del HM en cada pocillo de la microplaca y 100 μL de α o βNAF acetato (mezcla de 56 mg de α o βNAF en 20 mL de acetona y aforada a 100 mL con BFP) y se dejó reaccionar 15 min. Se adicionaron 100 μL de OD y se tomó la lectura usando el filtro de 545 nm.

A los resultados del bioensayo se le aplicó un análisis Probit, mediante el método de máxima verosimilitud (Finney, 1971), utilizando el programa SAS System version 9.0 (2002). Para las enzimas, se utilizaron los datos de las absorbancias, donde se realizó una distribución de frecuencias y un análisis de varianza de clasificación simple y una prueba de Tukey (p= 0.05). En el Cuadro 1, se muestran los valores de CL₅₀ del producto Bifentrina con relación a las seis poblaciones de B. tabaci en estudio.

En tomate, Solanum lycopersicum se presentó una CL₅₀ de 24.44 ppm y su maleza asociada (maleza I) obtuvo una CL₅₀ de 177.76 ppm; para el frijol (Phaseolus vulgaris) fue de 150.79 ppm, mientras que para su maleza (maleza II) con 278.75 ppm, la calabaza (Cucurbita spp.) muestró una CL₅₀ de 144.14 ppm, mientras que su maleza (maleza III) de 78.63 ppm. La maleza II fue la que presentó los valores más altos de CL₅₀ (278.748 ppm), seguida de la maleza I, frijol y calabaza.

En el Cuadro 2 se presentan los valores de absorbancia para α-esterasas. La maleza I presenta las lecturas más altas con 2.11, seguido de tomate, calabaza y la maleza III con valores de 1.44, 1.20 y 1.2242 respectivamente; el frijol y la maleza II fueron los que presentaron los valores más bajos de absorbancia (0.94 y 0.96).

Con relación a los resultados de bifentrina, se encontró que la maleza II, seguida de la maleza I, el frijol y la calabaza fueron los que presentaron los valores más altos de CL₅₀ (177.76 a 144.14 ppm). Al respecto Zang et al. (2006) encontraron que poblaciones de mosquita blanca desarrolladas en cinco diferentes hospederos (algodón, tabaco, brócoli, calabaza y frijol) mostraron diferencias en la susceptibilidad a insecticidas. De este modo, Tian y Guo (1996) utilizando diferentes plantas hospederas como dieta en Heliothis armígera, encontraron respuestas diferenciales de este insecto a la Deltametrina. Castle et al. (2009) encontraron una alta correlación entre poblaciones de mosquita blanca desarrollada en brócoli y valores altos de CL₅₀ a Bifentrina. Para el caso de las malezas (I y II) podemos observar, que los hospederos tienen un efecto importante en la resistencia de B. tabaci a Bifentrina. Al respecto Martinson et al. (1991), mencionan que los factores ambientales que podrían influir en la creación de fenotipos resistentes, incluyendo a los metabolitos secundarios de la plantas hospederas; zingibereno para Melampodium divaricatum y solasonina para Solanum nigrum (Simmons et al., 2004).

Al respecto Hunter et al. (1994) encontraron un aleloquímico (dihydrochalcone glycoside phloridzin) en el follaje del cultivo del manzano, que indujo cambios en la respuesta de Platynota idaeusalis al insecticida azinfos metil. Asimismo, estos metabolitos secundarios pueden influir en la activación de enzimas detoxificativas que suscitan cambios metabólicos en las mosquitas blancas hacia los insecticidas (Bush et al. 1993). Con relación a la cantidad de enzima, Tian y Guo (1996) utilizando diferentes plantas hospederas como dieta para evaluar la Deltametrina en Heliothis armigera, obtuvieron un aumento general de actividad de esterasas, afectado procesos metabólicos de detoxificación de este insecticida. Estas enzimas son activas contra insecticidas organofosforados y piretroides. Al respecto Oppenoorth y Van (1960), encontraron una alta actividad de esterasas y una menor susceptibilidad al insecticida azinfos metil de la palomilla Platynota idaeusalis alimentada con brotes de manzana. Lindroth (1989), reporta los efectos de larvas alimentadas con abedul (Betula glandulosa) y nogal (Juglans regia) utilizando el intestino medio para determinar la actividad de esterasas, encontrando que las larvas alimentadas en nogal presentaron 1.8 veces mayor contenido de esterasas que las alimentadas en abedul.

Conclusión

Al respecto podemos concluir, que el hospedero influye en la tolerancia a bifentrina, principalmente debido a la resistencia natural, que es obtenida a través de las diferentes características fitoquímicas intrínsecas de cada una de las familias de plantas hospederas, proporcionándole la capacidad de detoxificar mediante el uso de enzimas, al observarse un incremento en la presencia de estas.

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