Growth, feed intake, survival, and histological response of white shrimp Litopenaeus vannamei fed diets containing grains naturally contaminated with aflatoxin

M Tapia-Salazar, OD García-Pérez, RA Velásquez-Soto, MG Nieto-López*, D Villarreal-Cavazos, D Ricque-Marie, LE Cruz-Suárez

Programa Maricultura, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Autónoma de Nuevo León, Ciudad Universitaria, San Nicolás de los Garza, Nuevo León 66450, México. *Corresponding author: E-mail: mgnietol@hotmail.com, martha.nietolp@uanl.edu.mx

Received December 2011, ]]> Received in revised form May 2012,
Accepted June 2012.

RESUMEN

Se llevaron a cabo dos bioensayos para evaluar el efecto de granos de maíz y maní contaminados naturalmente con aflatoxinas sobre el crecimiento, consumo de alimento, supervivencia y daños histológicos de juveniles del camarón blanco Litopenaeus vannamei. Para el bioensayo 1, se formularon cuatro dietas con 0, 500, 1000 y 2000 μg kg^-1 de aflatoxinas totales (AT) y se proporcionaron a juveniles de L. vannamei durante 28 días. Para el bioensayo 2, se formularon seis dietas con 0, 10, 20, 40, 60 y 120 μg kg^-1 AT y se proporcionaron a juveniles de L. vannamei durante 64 días. El consumo de alimento fue significativamente afectado por la presencia de aflatoxinas. La tasa de conversión alimenticia incrementó significativamente a partir de un nivel de inclusión de 60 μg kg^-1. La supervivencia fue significativamente reducida solamente en los camarones que fueron alimentados con las dietas suplementadas con 1000 y 2000 μg kg^-1 AT. Los camarones expuestos a los niveles de inclusión altos presentaron un menor nivel de vacuolas lipídicas en las células R (12-28%), y una menor actividad de las células B y de la actividad mitótica de las células E. La atrofia de los túbulos del epitelio se incrementó a partir de un nivel de inclusión de 20 μg kg^-1. La descamación de las células del hepatopáncreas fue significativamente mayor en camarones alimentados con las dietas suplementadas con 1000 y 2000 μg kg^-1 AT, mientras que para las dosis bajas no se observaron diferencias significativas, aunque en camarones alimentados a partir de 40 μg kg^-1 AT se observa un coeficiente de descamación alto. Con base en los resultados, se concluye que la presencia de aflatoxinas, incluso a niveles bajos, reduce el consumo de alimento y el aumento de peso y altera las células del hepatopáncreas.

Palabras clave: aflatoxinas, crecimiento, camarón, Litopenaeus vannamei.

ABSTRACT

Two feeding trials were carried out to evaluate the effect of diets containing corn or peanut grains naturally contaminated with aflatoxins on the growth, feed intake, survival, and histological response of the white shrimp Litopenaeus vannamei. In trial 1, four experimental diets were formulated to contain 0, 500, 1000, and 2000 μg kg^-1 of total aflatoxins (TA) and fed to L. vannamei juveniles for 28 days. In trial 2, six experimental diets were formulated to contain 0, 10, 20, 40, 60, and 120 μg kg^-1 TA and fed to L. vannamei juveniles for 64 days. Feed intake and weight gain were significantly affected by the presence of aflatoxins from naturally contaminated grains. Feed conversion rate increased significantly from a level of inclusion of 60 μg kg^-1. Survival was significantly reduced only for shrimp fed diets supplemented with 1000 and 2000 μg kg^-1 TA. Shrimp exposed to higher aflatoxin inclusion levels presented significantly lower lipid vacuole levels in R-cells (12-28%), lower B-cell activity, and lower mitotic E-cell activity. Tubular epithelial atrophy increased from the inclusion level of 20 μg kg^-1. Hepatopancreatocyte sloughing was significantly higher in shrimp fed diets supplemented with 1000 and 2000 μg kg^-1 TA. It is worth noting that shrimp fed 40 μg kg^-1 TA presented a high hepatopancreatocyte sloughing coefficient. Based on these results we conclude that the presence of aflatoxins, even at low levels, reduces feed intake and weight gain, and alters the cells of the hepatopancreas.

Key words: aflatoxin, shrimp, growth, Litopenaeus vannamei.

INTRODUCCIÓN

El objetivo final de los fabricantes y proveedores de alimento acuícola es asegurar que los alimentos producidos sean seguros y saludables (Tacon y Metian 2008). Las micotoxinas son metabolitos secundarios producidos por diferentes especies de hongos, especialmente de Aspergillus, Penicillium, Fusarium y Alternaria (Kabak et al. 2006), y pueden aparecer en los alimentos en forma conjugada (Berthiller et al. 2009). Se ha observado una reducción considerable en el consumo de alimento, aumento de peso y supervivencia, así como necrosis hepatopancreática (Boonyaratpalin et al. 2001, Soonngam y Hutacharoen 2007, Gopinath y Raj 2009) en camarones que recibieron la forma pura de aflatoxina B1, ya sea inyectada o añadida en la dieta. Se ha determinado que los alimentos contaminados naturalmente son más tóxicos que los que contienen una concentración similar de micotoxina pura (Applebaum et al. 1982, Foster et al. 1986) debido al efecto aditivo, sinérgico, potenciador o antagonístico causado por otras micotoxinas (Klaasen y Eaton 1991). No obstante, no existe información sobre el efecto en camarones de la presencia de granos contaminados naturalmente; por lo tanto, el objetivo de este trabajo fue determinar el efecto de diferentes niveles de inclusión de micotoxinas (principalmente aflatoxinas, producidas naturalmente mediante el crecimiento de moho) sobre la tasa de crecimiento, el consumo de alimento, la supervivencia y la respuesta histológica de juveniles del camarón blanco Litopenaeus vannamei.

MATERIALES Y MÉTODOS

Granos contaminados

Los granos de maíz y maní fueron proporcionados por la empresa Nutek, Tehuacán, Puebla, México, y fueron contaminados naturalmente para contener principalmente aflatoxinas siguiendo la metodología descrita por Shotwell et al. (1966). De forma resumida, se preparó un inóculo fungal a partir de cultivos de esporas únicas de Aspergillus parasiticus y se cultivó durante 5 días a 25 °C en un medio de agar papa dextrosa comercial (placa). Los granos se incubaron con esporas de A. parasiticus (1 x 10⁶) durante 7 días a 28 °C. Posteriormente, la muestra contaminada se esterilizó durante 30 min a 121 °C y se dejó secar durante 4 días a temperatura ambiente con circulación de aire. La muestra de granos contaminados se molió hasta alcanzar un tamaño de partícula promedio de 850 (malla #20). La concentración de aflatoxina se determinó mediante cromatografía líquida de alta eficacia (HPLC por sus siglas en inglés) (método 2005.08 First Action 2005, AOAC 2006). Las muestras de maíz y maní fueron utilizadas en los bioensayos 1 y 2, respectivamente.

DIETAS EXPERIMENTALES

Para los bioensayos 1 y 2 se formuló una dieta control no contaminada que contenía 38% de proteína cruda y 8% de lípidos crudos. En el bioensayo 1 se formularon otras tres dietas con la misma composición nutricional que la dieta control, pero a éstas se les añadieron 500, 1000 y 2000 μg kg^-1 de aflatoxinas totales. En el bioensayo 2 se formularon otras cinco dietas con la misma composición nutricional que la dieta control y se les añadieron 10, 20, 40, 60 y 120 μg kg^-1 de aflatoxinas totales. En ambos experimentos se ajustaron los niveles de inclusión de harina de pescado y harina de trigo para cumplir con los contenidos de lípidos y proteína cruda (tablas 1, 2).

Preparación y composición química de la dieta y análisis de micotoxinas de las pruebas experimentales

Los ingredientes alimenticios fueron molidos en un molino Cyclotec (Tecator, modelo 1093) hasta obtener un tamaño de partícula promedio de 500 μm. Los ingredientes se mezclaron durante 10 min en una mezcladora Kitchen Aid; se agregó agua (30%) y se continuó mezclando otros 15 min. La mezcla húmeda se pasó por un molino de carne (equipado con un dado con orificios de 1.6 mm de diámetro) a una tasa de 40 min kg^-1 y hasta alcanzar una temperatura de 70-75 °C. Las tiras en forma de espagueti fueron secadas en un horno de convección a 100 °C durante 8 min y se dejaron enfriar y secar durante la noche a temperatura ambiente antes de empaquetarlas. La composición química de los ingredientes de las dietas experimentales se determinó mediante los métodos descritos por Cruz-Suárez et al. (2009). Las concentraciones de aflotoxinas (B1, B2, G1 y G2) en las dietas fueron analizadas mediante HPLC (método 999.07, AOAC 2005) en Trilogy Analytical Laboratory, Washington, MO.

Las dietas control también fueron analizadas para el deoxinivalenol (MacDonald et al. 2005); las fumonisinas B1, B2 y B3 (método 49.5.02, AOAC 2002); la ocratoxina A (método 2000.03, AOAC 2002); y la toxina T-2 (Croteau et al. 1994).

BIOENSAYOS DE ALIMENTACIÓN

Ambos bioensayos se realizaron en un sistema cerrado de recirculación con agua marina artificial. El sistema consistió de tanques de fibra de vidrio de 60 L, cada uno alimentado continuamente con agua marina sintética (Fritz, Dallas, TX) a un flujo de 350 mL min^-1. Cada tanque tenía un doble fondo cubierto con una malla de color negro y un sistema de recirculación de agua interna. El sistema se diseñó para que las variaciones en la calidad del agua afecten todos los tanques simultáneamente. La salinidad y la temperatura fueron medidos diariamente, mientras que el pH, el amoníaco total y los nitritos y nitratos fueron registrados semanalmente. En el bioensayo 1, los parámetros de la calidad del agua fueron: salinidad, 34-37; temperatura, 24-29 °C; pH, 8.0-8.2; amoníaco total, 0-0.2 mg L^-1; nitritos, 0-0.4 mg L^-1; y nitratos, 10 mg L^-1. En el bioensayo 2, fueron: salinidad, 32-38; temperatura, 29-30 °C; pH, 8.0-8.2; amoníaco total, 0-0.3 mg L^-1; nitritos, 0-0.3 mg L^-1; y nitratos, 50 mg L^-1. Los parámetros se mantuvieron dentro de los valores óptimos para L. vannamei a lo largo de los bioensayos. Se tomaron muestras de agua del sistema y se analizaron para aflatoxinas mediante HPLC siguiendo los métodos descritos anteriormente. Los resultados confirmaron que la concentración de aflatoxinas estuvo por debajo del límite de detección, descartando así cualquier posible efecto tóxico potencial debido a la acumulación de aflatoxinas en el sistema. Los juveniles de L. vannamei provinieron del Laboratorio de Langostinos y Camarones en Boca del Río, Veracruz, México, y se aclimataron a las condiciones del sistema utilizado para los bioensayos en tanques de 500 L antes del experimento. En el bioensayo 1, cada dieta se evaluó en seis tanques (réplicas) que contenían 15 camarones con un peso promedio inicial de 121 ± 16 mg. En el bioensayo 2, cada dieta se evaluó en tres tanques (réplicas) que contenían 10 camarones con un peso promedio inicial de 614 ± 7 mg. Los camarones se pesaron individualmente en una balanza digital después de secarlos con una tela húmeda. Se tuvo cuidado de distribuir los animales con el mismo patrón de talla en cada tanque. Los tratamientos dietéticos fueron asignados a los tanques al azar. En los tres primeros días después de haber distribuido los animales, los camarones muertos fueron reemplazados con otros alimentados con el mismo tratamiento. El fotoperiodo fue de 12 h luz y 12 h oscuridad.

Protocolo de alimentación

La ración de alimentación inicial fue de 10% de la biomasa de cada tanque. El alimento se administró en bandejas y el alimento no consumido se estimó mediante la metodología descrita por Cerecer-Cota et al. (2004). Tres horas después de haber proporcionado el alimento, las bandejas se retiraron de los tanques, se dejaron secar y se pesaron para determinar la cantidad de alimento no consumido por diferencia. Los camarones fueron alimentados dos veces al día (50% de la ración a las 9:00 y 17:00); el alimento no consumido se retiró con un sifón antes de proporcionar el alimento. Las tiras de alimento se pesaron y se rompieron en pedazos pequeños para asegurar un mínimo de un pellet por camarón por vez.

Parámetros zootécnicos y análisis histológico

En los bioensayos 1 y 2, los camarones fueron alimentados durante 28 y 64 días, respectivamente. El aumento de peso se registró cada siete días. Se determinaron las siguientes variables de respuesta para cada tanque experimental. El porcentaje de aumento de peso, el consumo de alimento, la tasa de conversión alimenticia y la tasa de supervivencia se calcularon con las fórmulas descritas por Cruz-Suárez et al. (2009). En el bioensayo 1, el índice hepatosomático (IHS) se midió usando la siguiente fórmula: IHS = (hepatopáncreas (g)/peso individual (g)) x 100. Al final del experimento, tres camarones de cada tanque se fijaron en solución de Davidson para el análisis histológico en el Laboratorio de Patología Acuícola de la Universidad de Arizona, Tucson. Las muestras se procesaron según las técnicas convencionales para la incrustación en parafina y cortes. Las secciones longitudinales del cefalotórax y secciones transversales del primer segmento abdominal de los juveniles de L. vannamei fueron teñidas con hematoxilina/eosina-floxina (H&E) de Mayer-Bennett y se examinaron con un microscopio de luz para su evaluación diagnóstica. La evaluación del daño histológico se realizó mediante un método cualitativo. La cantidad de reservas lipídicas se evaluó en una escala de 0 a 4: L4 = el citoplasma de la mayoría de las células R completamente lleno de vacuolas o gotas de lípidos (76-100% de la supuesta capacidad de las células R del hepatopáncreas); L3 = el citoplasma de la mayoría de las células R con muchas vacuolas o gotas de lípidos (51-75% del nivel L4); L2 = se observa una mezcla de células R sin o con una cantidad pequeña o moderada de vacuolas o gotas de lípidos (26-50% de L4); L1 = células R con gotas de lípidos pequeñas o escasamente distribuidas (10-25% de L4); y L0 = células R sin vacuolas o gotas de lípidos o focos dispersos de células R con sólo unas cuantas gotas (<10% de L4). El grado de severidad del daño celular en el hepatopáncreas se determinó con una escala de 0 a 4, donde 0 indica ausencia de daño, 1 indica daño disperso (pocos núcleus anómalos, la mayoría de los túbulos hepatopancreáticos no afectados, ausencia de descamación de células epiteliales hacia el lumen), 2 indica daño frecuente (frecuentes núcleus anómalos en numerosos túbulos hepatopancreáticos, alguna separación de células infectadas de sus vecinos, descamación epitelial poco frecuente), 3 indica daño abundante (la mayoría de los túbulos heptatopancreáticos con muchos núcleus anómalos, separación de un gran número de células infectadas de sus células vecinas, poca descamación de células epiteliales infectadas hacia el lumen, algunos túbulos degenerados), y 4 indica daño severo (la mayoría de los túbulos hepatopancreáticos con células con muchos núcleos anómalos, separación y apoptosis aparente de un gran número de células infectadas, descamación de un gran número de células epiteliales en el lumen, degeneración de túbulos, frecuentemente involucrando las células epiteliales del intestino medio). La actividad mitótica de las células E se estimó considerando el total de células en metafase observadas en la sección apical de los túbulos hepatopancreáticos, usando el número de células en metafase encontradas en camarones normales y saludables como referencia (100%). La actividad de las céluas B se estimó considerando el número relativo de éstas en todo el hepatopáncreas expresado como el porcentaje de la máxima abundancia observable en camarones normales y saludables.

ANÁLISIS ESTADÍSTICOS

Se compararon los parámetros de crecimiento mediante un análisis de varianza de una vía, y cuando se obtuvieron diferencias significativas (P < 0.05), se utilizó la prueba de Tukey. Los datos histológicos se analizaron con la prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis para determinar si existían diferencias entre grupos; posteriormente se usó la prueba U de Mann-Whitney para analizar dos grupos consecutivamente. Todos los datos se analizaron con el programa estadístico SPSS 16.0 (SPSS Inc., Chicago, IL).

RESULTADOS

Dietas experimentales

La composición química fue similar entre las dietas experimentales (tablas 1, 2). No se observaron micotoxinas en las dietas control. Las concentraciones de aflatoxinas totales (AT) en las dietas experimentales fueron comparables a los valores esperados (tablas 1, 2). En el bioensayo 1, las aflatoxinas B1 y B2 fueron las predominantes (alrededor de 85% y 11% AT), seguidas por las aflatoxinas G1 y G2 (<2.5% de AT). En el bioensayo 2, las aflatoxinas B1 y G1 predominaron (77-83% y 10-28% AT), mientras que las aflatoxinas B2 y G2 estuvieron ausentes en estas dietas.

Aumento de peso, consumo de alimento y tasa de conversión alimenticia

En el bioensayo 1, el aumento de peso y el consumo de alimento fueron significativamente diferentes (P < 0.05) entre tratamientos después de 7 días. Al final del experimento, los camarones alimentados con las dietas contaminadas consumieron menos alimento que los proporcionados las dietas no contaminadas (table 3). La reducción en el consumo de alimento causó una reducción significativa en aumento de peso con un incremento significativo de la tasa de conversión alimenticia (tabla 3). Al final del experimento, los aumentos de peso totales fueron 268%, 203%, 172% y 145% para los camarones alimentados con la dieta no contaminada y las dietas con 500, 1000 y 2000 μg kg^-1 AT, respectivamente. La supervivencia fue significativamente reducida después de 21 días y, al final del experimento, los camarones proporcionados las dietas suplementadas con 1000 y 2000 μg kg^-1 AT presentaron menor supervivencia (72% y 62%) en comparación con los camarones alimentados con la dieta no contaminada y con 500 μg kg^-1 AT (94% y 88%). El IHS fue significativamente mayor para los camarones alimentados con 2000 μg kg^-1 AT que para los alimentados con las otras dietas experimentales. Este parámetro fue de 6.3, 5.9, 6.0 y 7.1 para los camarones alimentados con las dietas con 0, 500, 1000 y 2000 μg kg^-1 AT, respectivamente.

En el bioensayo 2, los camarones alimentados con las dietas conteniendo 10 μg kg^-1 AT incrementaron significativamente su consumo de alimento (en un 17% en comparación con los proporcionados la dieta control), mientras que los individuos proporcionados 120 μg kg^-1 AT presentaron el menor consumo de alimento (tabla 3). Se observó menor aumento de peso en los camarones proporcionados las dietas con 60 and 120 μg kg^-1 AT (729% y 766%). Las dietas suplementadas con 10, 60 y 120 μg kg^-1 AT promovieron mayores tasas de conversión alimenticia (tabla 3). La supervivencia no resultó afectada por los bajos niveles de inclusión de aflatoxinas y, al final del experimento, fue entre 70% y 85% para las dietas experimentales.

Análisis histológico

Actividad de las células B, actividad mitótica de las células E y vacuolas lipídicas en el hepatopáncreas

En los bioensayos 1 y 2, La actividad de las células B fue menor para los camarones alimentados con las dietas contaminadas (40-67%, tabla 4) que para los individuos proporcionados la dieta no contaminada (78-83%). Se observó la misma tendencia para la actividad de las células mitóticas: los camarones proporcionados las dietas contaminadas mostraron menor actividad (34-57%) que los alimentados con la dieta control (68-77%). En el bioensayo 1, el almacenamiento de lípidos decreció significativamente (P < 0.05) según incrementaron los niveles de inclusión de aflatoxinas (2.7, 1.2, 0.7 y 0.5 para camarones proporcionados 0, 500, 1000 y 2000 |ag kg^-1 AT, respectivamente). En contraste, los camarones expuestos a niveles bajos de aflatoxinas no mostraron diferencias significativas entre las dietas experimentales; el valor medio de lípidos varió de 1.0 a 1.5 entre tratamientos.

Degeneración del tejido hepatopancreático

DISCUSIÓN

Crecimiento

Aumento de peso

La reducción significativa en aumento de peso registrada para los camarones alimentados con las dietas contaminadas concuerda con lo encontrado en otros estudios con camarones usando formas purificadas de aflatoxina B1 (Bautista et al. 1994, Ostrowski-Meissner et al. 1995, Boonyaratpalin et al. 2001). La reducción en aumento de peso fue de 13-17% (para camarones proporcionados menores cantidades de aflatoxinas) a 26-48% (para camarones proporcionados mayores niveles). Considerando que la aflatoxina B1 es la micotoxina predominante en las dietas experimentales, se observó poco aumento de peso en los camarones alimentados con las dietas conteniendo 60 and 120 μg kg^-1 AT, en las cuales la concentración de aflatoxina B1 fue de 49 y 92 μg kg^-1, respectivamente. La reducción de este parámetro se observó a niveles de inclusión más bajos que los obtenidos por Bautista et al. (1994), quienes encontraron una reducción significativa en aumento de peso en juveniles del camarón tigre Penaeus monodon proporcionados dietas contaminadas con 75 y 100 μg kg^-1 de aflatoxina B1 pura; este resultado indica un efecto aditivo causado por la presencia de otras aflatoxinas en la dieta.

Varios estudios independientes han mostrado que el consumo de aflatoxina afecta el crecimiento de una manera bifásica y hormética con una estimulación a dosis bajas y una inhibición a dosis altas (Diaz et al. 2008). La estimulación a dosis baja es típicamente máxima a sólo entre 30% y 60% mayor que el control (Calabrese 2002). Se ha registrado mayor peso corporal (1-7%) para polluelos alimentados con dietas con 625 a 1250 μg kg^-1 de aflatoxinas en comparación con animales proporcionados dietas no contaminadas (Huff 1980, Huff et al. 1986). Huang et al. (2011) registraron un peso significativamente mayor (12%) para la carpa gibel alimentada con dietas contaminadas con 50 μg kg^-1 de aflatoxina B1 pura que con una dieta no contaminada. En el presente trabajo, los camarones alimentados con dietas suplementadas con 10 y 40 μg kg^-1 AT presentaron mayor aumento de peso (de 2.1% a 2.5%) que los individuos alimentados con la dieta control; sin embargo, no se observaron diferencias significativas entre los tratamientos.

Consumo de alimento

Una disminución en el consumo de alimento es un resultado común de la aversión causada por la presencia de aflatoxinas en la dieta. Esta reducción se ha observado en especies acuáticas y terrestres, tales como la carpa gibel (Huang et al. 2011), tilapia (Deng et al. 2010) y camarón (Wiseman et al. 1982, Ostrowski-Meissner et al. 1995). En el presente estudio, los camarones alimentados con las dietas contaminadas consumieron menos alimentos (2% a 24%) que los camarones alimentados con la dieta control, y esto se relacionó con los niveles de inclusión de aflatoxinas en las dietas experimentales, con excepción de los camarones alimentados con la dieta suplementada con 10 μg kg^-1 AT, los cuales mostraron mayor consumo de alimento (∼17%) que los proporcionados la dieta no contaminada.

Supervivencia

Se han documentado altas tasas de mortalidad para camarones alimentados con altos niveles de inclusión (de 15,000 a 300,000 μg kg^-1) de aflatoxina B1 pura (Wiseman et al. 1982, Ostrowski-Meissner et al. 1995). En contraste, los resultados de estudios realizados con menores niveles de inclusión son contradictorios. Ostrowski-Meissner et al. (1995) no observaron una reducción significativa de la supervivencia de individuos de L. vannamei alimentados con dietas suplementadas con 15 a 900 μg kg^-1 de aflatoxina B1 pura. Bautista et al. (1994) concluyeron que la adición de 25, 50, 75 y 100 μg kg^-1 de aflatoxina B1 pura a las dietas de P. monodon causó mortalidades significativas (40-60%) después de 60 días de alimentación. Boonyaratpalin et al. (2001) documentaron una disminución significativa de la supervivencia de P. monodon después de ocho semanas de alimentación con dietas suplementadas con 2500 μg kg^-1 de aflatoxina B1 pura (26% vs 87-93% para las demás dietas experimentales); sin embargo, los camarones alimentados con dietas suplementadas con 500 y 1000 μg kg^-1 mostraron una pequeña disminución en la supervivencia (4% y 7%, respectivamente). Soonngam y Hutacharoen (2007) documentaron que el consumo de dietas suplementadas con 500 μg kg^-1 de aflatoxina B1 pura no afectó la supervivencia de juveniles de P. monodon. En el presente estudio, se observó una disminución significativa de la supervivencia después de 21 días para los camarones alimentados con 1000 y 2000 μg kg^-1 AT (62-72% vs 88-94%), mientras que la supervivencia de los camarones alimentados con bajos niveles de inclusión no se vio afectada. Las menores tasas de supervivencia observadas para los camarones proporcionados dietas con 1000 y 2000 μg kg^-1 AT, junto con los resultados documentados en los trabajos de Boonyaratpalin et al. (2001) y Soonngam y Hutacharoen (2007) a similares niveles de inclusión de aflatoxina B1 pura, sugieren que la presencia de otras micotoxinas producidas durante la contaminación natural de los granos aumenta la mortalidad.

Daños histológicos

Actividad de las células B, actividad mitótica de las células E y vacuolas lipídicas en el hepatopáncreas

Las modificaciones en la actividad de las células B y la actividad mitótica de las células E observadas en el presente estudio son consistentes con las documentadas previamente para el camarón P. monodon alimentado con dietas contaminadas con aflatoxina B1 pura (Gopinath y Raj 2009): alteración de la función normal de absorción y almacenamiento de nutrientes debido a un número reducido de células R, producción de enzimas digestivas por las células F y secreción de enzimas por las células B, resultando en la perturbación de las funciones digestivas, metabólicas y de detoxificación del hepatopáncreas. Lightner et al. (1982) y Bautista et al. (1994) observaron una reducción significativa de vacuolas lipídicas en Litopenaeus stylirostris inyectado con 20 μg kg^-1 de aflatoxina B1 pura y en P. monodon alimentado con dietas con aflatoxina B1 pura. En el presente trabajo, sólo los camarones alimentados con dietas suplementadas con 500, 1000 y 2000 μg kg^-1 AT presentaron una reducción significativa de vacuolización lipídica, mientras que no se observaron cambios significativos en los individuos expuestos a bajos niveles de inclusión (<120 μg kg^-1 AT). Las diferencias entre los estudios podrían estar relacionadas con la fuente de aflatoxina utilizada (pura vs producida naturalmente) y con la susceptibilidad de la especie, etapa de desarrollo, composición del alimento, etc.

Degeneración del tejido hepatopancreático

La degeneración del hepatopáncreas ha sido documentada en camarones alimentados con dietas contaminadas con aflatoxina pura. Lightner et al. (1982) y Ostrowski-Meissner et al. (1995) registraron lesiones generales en el hepatopáncreas, el órgano mandibular y los órganos hematopoyéticos de los camarones L. stylirostris y L. vannamei alimentados con dietas suplementadas con aflatoxina B1 pura (50 a 300,000 μg kgr¹). Boonyaratpalin et al. (2001) observaron daños severos en el hepatopáncreas (atrofia, necrosis y degeneración de los túbulos) en juveniles y adultos de P. monodon alimentados durante 28 días con dietas contaminadas con 2500 μg kg^-1 de aflatoxina B1, mientras que los camarones alimentados con 1000 μg kg^-1 de aflatoxina B1 mostraron necrosis del hepatopáncreas con atrofia celular en algunas partes; sin embargo, después de 56 días, ambos niveles de inclusión produjeron severos cambios histológicos. Gopinath y Raj (2009) informaron que la presencia de aflatoxina B1, incluso en concentraciones bajas (50 μg kg^-1 de aflatoxina B1 pura), en las dietas para P. monodon podía causar daño a las células hepatopancreáticas después de 28 días de alimentación y que este daño incrementó conforme aumentó la concentración de aflatoxina B1. La atrofia de los túbulos del epitelio observada en el presente estudio en camarones alimentados con dietas contaminadas concuerda con lo encontrado en otros estudios. En contraste, los camarones proporcionados dietas con bajos niveles de aflatoxina mostraron una mayor tasa de descamación de las células del hepatopáncreas (50-92%) que los individuos que recibieron altos niveles (4-38%); aun los camarones alimentados con la dieta no contaminada en el bioensayo 2 presentaron mayor daño (33%) que los proporcionados la dieta no contaminada en el bioensayo 1 (9%). Las lesiones severas en el hepatopáncreas podrían estar asociadas con una infección bacteriana, lo que explicaría el alto valor de descamación celular encontrado para los camarones alimentados con la dieta control en el bioensayo 2. Sin embargo, si se considera que la infección bacteriana es resultado de la depresión del sistema inmunológico causada por la presencia de micotoxinas, esto explicaría la mayor tasa de descamación de las células del hepatopáncreas obtenida para los camarones proporcionados bajos niveles de aflatoxinas; estos animales fueron alimentados durante 64 días en comparación con los alimentados con dietas conteniendo niveles más altos de aflatoxina en el bioensayo 1, el cual se detuvo después de 28 días debido a la alta mortalidad.

Implicación para condiciones comerciales

La sustitución de la harina de pescado por ingredientes derivados de plantas en los alimentos comerciales para camarones incrementa la probabilidad de contaminación por micotoxinas. Villarreal-Cavazos et al. (2004) y Fegan (2005) documentaron que los alimentos formulados para camarones y peces están contaminados por aflatoxina, T2, zearalenona y ocratoxina. Por otro lado, el almacenamiento inadecuado de los alimentos en las granjas, especialmente en climas tropicales, incrementa aún más el riesgo, y la incidencia de intoxicación por más de una micotoxina puede incrementar considerablemente. En el presente estudio, los camarones expuestos a menores niveles de aflatoxina redujeron su consumo de alimento y crecimiento sin afectar la supervivencia. La micotoxicosis también suprime el sistema inmunológico del organismo (Pier et al. 1980); por ende, si estos compuestos se encuentran en los alimentos comerciales, incluso en niveles bajos, aumentará considerablemente el riesgo de enfermedad. Por tal razón es importante encontrar productos que ayuden a reducir el impacto negativo causado por la presencia de micotoxinas en los alimentos para camarones.

CONCLUSIONES

La presencia, incluso en bajos niveles, de aflatoxinas producidas naturalmente redujo el consumo de alimento y la tasa de crecimiento, y causó daño histológico en el hepatopáncreas de juveniles de L. vannamei. Sólo los altos niveles de inclusión causaron mortalidad considerable. Se requiere de más estudios para evaluar el efecto aditivo de otras micotoxinas presentes in los diferentes ingredientes empleados en los alimentos para camarones.

AGRADECIMIENTOS

Este trabajo fue apoyado por la Secretaría de Educación Pública/Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (SEP/ CONACYT, México) y por la Universidad Autónoma de Nuevo León (PAICyT-UANL, México). Agradecemos al Laboratorio Langostinos y Camarones (Boca del Río, Veracruz, México) el haber proporcionado los camarones para el experimento, y la empresa Nutek (Tehuacán, Puebla, México) el haber proporcionado los granos contaminados

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Nota

Traducido al español por Christine Harris.