Detección y Evaluación del Fitoplasma Maize Bushy Stunt en el Estado de Veracruz, México.

Detection and Evaluation of Maize Bushy Stunt Phytoplasm in the State of Veracruz, Mexico.

Susana Alcántara–Mendoza¹, Daniel Téliz–Ortíz¹, Carlos De León¹, Elizabeth Cárdenas–Soriano¹, Ana María Hernández–Anguiano¹, Dimas Mejía–Sánchez², y Rodolfo De La Torre–Almaraz³.

¹ Colegio de Postgraduados, Instituto de Fitosanidad, Fitopatología, Texcoco, México, CP 56230. Correspondencia: dteliz@colpos.mx

² Universidad Autónoma Chapingo, Instituto de Parasitología, Chapingo, México, CP 56230.

Recibido: Julio 29, 2009
Aceptado: Mayo 14, 2010

Resumen

Una enfermedad del maíz de etiología desconocida apareció epidémicamente en el estado de Veracruz, México durante 2003–2004. Las plantas enfermas se caracterizaron por muerte prematura de plantas, producción múltiple de jilotes estériles, pudrición vascular, hojas con manchas blancas, amarillamiento, enrojecimiento y franjeado foliar y necrosis. El fitoplasma Maize bushy stunt (MBS) se detectó por PCR asociado a plantas con amarillamiento, enrojecimiento foliar y proliferación de jilotes en los municipios de Tlalixcoyan, Cosoleacaque y Paso de Ovejas en 2006 y 2007. La incidencia, severidad y rendimiento se evaluaron en diez genotipos de maíz en una plantación experimental en Tlalixcoyan, Ver. en 2007. MBS se detectó por PCR en CP–562, 30F83, 30F92, Orca, 30F96, Nutria y Asgrow 7573, mientras que Pioneer 3086, 30F97 y CP–560 resultaron negativos. La mayor incidencia se presentó en los genotipos 30F83 (27%), AS7573 (21%) y 30F97 (21%) con una severidad de 0.29, 0.14 y 0.15, respectivamente. Los genotipos con mayor rendimiento de grano fueron AS–7573 (5.4 ton ha^–1), Orca (4.7 ton ha^–1) y 30F97 (4.0 ton ha^–1). Hubo correlación positiva de la incidencia con la severidad de la enfermedad (r=0.69**), pero no de la enfermedad con el rendimiento.

Palabras clave: Maíz, rendimiento, incidencia, severidad, PCR.

Abstract

Key words: Maize, yield, incidence, severity, PCR.

En 2003–2004 apareció una enfermedad de etiología desconocida en plantaciones de maíz Asgrow 7573 en los municipios de Tlalixcoyan, Cosoleacaque, Piedras Negras y Paso de Ovejas, Veracruz, que causó la muerte prematura de plantas de maíz en etapa reproductiva R₂ (Ritchie y Hanway, 1982). La enfermedad se caracterizó por síntomas de amarillamiento, enrojecimiento y secado de hojas, secado de la planta, producción múltiple de jilotes raquíticos, falta de fecundación y granos vanos, pudrición vascular en el tallo, franjeado foliar, necrosis en la nervadura central, necrosis en la vaina de la hoja, manchas blanco–amarillentas en las brácteas y deformación del jilote. El síntoma de amarillamiento comenzó en el margen de las hojas inferiores y avanzó hacia las superiores. El margen de las hojas se enrojeció tomando después un color púrpura. Las plantas presentaron achaparramiento, producción múltiple de jilotes con deficiente o nula fecundación y mazorcas con deficiente desarrollo de granos. Las hojas se secaron de la punta a la base y la planta de maíz se secó de la base hacia el ápice. Los síntomas iniciaron en la etapa vegetativa V_t (Ritchie y Hanway, 1982) y terminaron con deshidratación total de la planta en la etapa reproductiva R₂ (Ritchie y Hanway, 1982). Todas las plantas sintomáticas murieron sin llegar a la madurez fisiológica. Gijón et al., 2008 detectaron la presencia de bacterias en plantas sintomáticas e identificaron a Burkolderia gladioli asociada a los síntomas de las manchas pequeñas, blanco amarillentas que se fusionaron en franjas secas necróticas, a la pudrición y necrosis de la base de la hoja bandera, enrollamiento hacia el haz y desecación, presencia ocasional de enrojecimiento, pudrición en la corona de los tallos y al achaparramiento de la planta. Los síntomas de enrojecimiento foliar y producción múltiple de jilotes que se encontraron como parte del síndrome, son similares a los ocasionados por el fitoplasma Maize bushy stunt (MBS). Los síntomas causados por el MBS incluyen clorosis en los márgenes de las hojas, enrojecimiento en las puntas de las hojas más viejas, presencia de numerosos brotes axilares y basales, formación de mazorcas estériles, mazorcas con diámetro y tamaño de granos reducidos y plantas con poco sistema radical (CIMMYT, 2004; Nault, 1998; Madden y Nault, 1983). El Maize bushy stunt es el causante de la enfermedad del enanismo arbustivo del maíz. Sin embargo, el nombre de achaparramiento del maíz se utiliza en México para referirse a un complejo causado por la acción combinada del fitoplasma Maize bushy stunt (MBS), Spiroplasma kunkelli (CSS) y el virus rayado fino del maíz (MRFV). El achaparramiento del maíz se reportó inicialmente en California y Texas (Alstatt, 1945). Maramorosh (1955), reportó como agentes causales del achaparramiento del maíz a dos razas del virus, a las que denominó raza Rio Grande y Mesa Central. Davis y Worley reportaron en 1973 la presencia de espiroplasmas en plantas de maíz con achaparramiento tipo Rio grande. Nault (1980) reportó que los síntomas del fitoplasma MBS son idénticos a los de la enfermedad conocida como Mesa Central y Louisiana y en 1981 Bascopé y Galindo determinaron que los dos tipos de achaparramiento en maíz eran causados por diferentes patógenos, uno por espiroplasmas y otro por organismos parecidos a micoplasmas. La enfermedad del achaparramiento del maíz se ha registrado en Veracruz (Sierra et al., 2007) y asociada con el MBS en Tlaltizapan, Mor. y Texcoco, Méx. por Harrison, et al. (1996). Por la semejanza de algunos de los síntomas de esta enfermedad con los del fitoplasma MBS, la presente investigación se concentró en determinar la presencia del MBS como agente involucrado en la enfermedad que causó muerte prematura de plantas de maíz en Veracruz en 2003–04 y en evaluar la incidencia y severidad del MBS con el rendimiento de diferentes genotipos de maíz.

MATERIALES Y MÉTODOS

Detección del fitoplasma MBS.

Colecta de material vegetal. Se recorrieron las áreas maiceras de los municipios de Cosoleacaque, Tlalixcoyan y Paso de Ovejas, Veracruz; en cada municipio se muestrearon 20 parcelas y solo se registró la ubicación geográfica de aquellas con presencia del síndrome, mediante un GPS38 personal navigator. Las muestras en cada parcela se colectaron en diferentes ciclos de cultivo durante 2006 y 2007 (Cuadro 1) en etapa vegetativa V_t (Ritchie y Hanway, 1982) del maíz, en siembras del cultivar de maíz elotero Asgrow 7573, el único que se siembra en la región muestreada. El muestreo de cada lote fue sistemático (Campbell y Madden, 1990; Guigón y González, 2001) y se realizó siguiendo un patrón de muestreo en W, considerando 10 puntos de muestreo, en cada uno de los cuales se tomaron muestras compuestas de hojas y raíces adventicias de plantas con presencia de la enfermedad. La muestra compuesta consistió de tres plantas con uno o más síntomas de enrojecimiento en el margen de las hojas, amarillamiento y producción múltiple de jilotes. El total de muestras compuestas por parcela fueron 10. Las muestras se colectaron en bolsas de plástico, se etiquetaron y se trasportaron en una hielera para procesarse en laboratorio.

Extracción de Ácidos Nucleicos. Hojas y raíces adventicias se usaron para extraer DNA total por el método Plant DNA–Zol®. Las raíces adventicias se lavaron con agua corriente para eliminar los residuos de tierra y se enjuagaron con agua destilada estéril. El tejido vegetal se colocó en un mortero estéril y se congeló a –70C por 5 h. El tejido congelado se trituró y 0.01 g se transfirieron de a un tubo Eppendorf de 1.5 ml. Se adicionaron 300 μl del reactivo Plant DNA–Zol®. La suspensión se incubó por 5 min. a temperatura ambiente en agitación. La suspensión se mezcló con 300 μl de cloroformo y se agitó por 20 segundos. Se incubó a temperatura ambiente durante 5 min. en agitación y se centrifugó a 12000 rpm por 10 min. El sobrenadante se transfirió a un tubo Eppendorf estéril de 1.5 ml y se adicionaron 250 μl de etanol absoluto frío (–8 ºC). Se mezcló por inversión de 6 a 8 veces y se incubó por 5 min. a temperatura ambiente. La mezcla se centrifugó a 6500 rpm por 7 min. y se tiró el sobrenadante. La pastilla se lavó adicionando 300 μl de etanol al 75% y se centrifugó a 6500 rpm por 5 min. El sobrenadante se eliminó y la pastilla se resuspendió en 50 μl de agua desionizada estéril libre de DNAasas y RNAasas (Gibco). La calidad del DNA se determinó mediante electroforesis en un gel de agarosa al 1%. La electroforesis se realizó con tinción en Bromuro de etidio en proporción de 2 x 10^–4 μl ml, con un tiempo de corrida de 45 min. a 80 volts. El DNA obtenido se almacenó a 4°C hasta su uso.

Condiciones de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Los iniciadores que se usaron para la amplificación de DNA del MBS mediante PCR fueron MBSF1 (5'–AA TGT CGA ACT AAC AGG CGG–3') y MBSR1 (3'–GGT TTT GGT TTA GCG GTT–5') (Barros, et al., 2001) que consisten en una secuencia parcial de DNA genómico del fitoplasma MBS para obtener un producto del DNA sintético con 740 pb. La mezcla final de reacción del PCR (50 μυ volumen total) consistió en 2.5 mM MgCl2, Buffer de reacción de PCR 1X, 200 mM de mezcla de dNTP's, 0.2 mM de cada iniciador, 2.5 unidades de Taq DNA polimerasa, y 2 μL de DNA (20–200 ng /μL). La amplificación de PCR fue llevada a cabo en un termociclador automático (Bio Rad®) con temperatura de desnaturalización inicial de 94°C por 1 min., 35 ciclos de temperatura de desnaturalización de 94°C por 1 min, anillamiento a 57°C por 2 min, extensión del iniciador a 72°C por 3 min. y 7 min. en el ciclo final. Los productos de PCR (10 μl) fueron analizados por electroforesis en gel de agarosa al 1.5%. La electroforesis se realizó con tinción en Bromuro de etidio en proporción de 2 x 10^–4 μl ml, con un tiempo de corrida de 45 min. a 80 volts. El gel de agarosa se fotodocumentó después de la electroforesis. El testigo positivo consistió de una muestra de DNA del fitoplasma MBS, donada por el Dr. Robert Davis de USDA, Beltsville que amplifica una banda de 740 pb con los iniciadores MBSF1 y MBSR1 (Barros, et al., 2001). El testigo negativo fue agua destilada estéril libre de RNAsas y DNAsas.

Efecto de la incidencia y severidad en el rendimiento. La incidencia de la enfermedad y el rendimiento se estudió entre Abril y Agosto de 2007 en una parcela experimental que se estableció en Tlalixcoyan, Ver. La parcela experimental se ubicó a 18.7 latitud Norte y 96.1 longitud Oeste. El clima de la región es cálido subhúmedo con lluvias en verano, Aw2 (w) (i')gw''. La preparación del área de siembra se realizó por medio de chapeo, un paso de arado, y un paso de rastra para realizar la siembra. La parcela experimental se estableció con 10 genotipos de maíz: CP–562, 30F83, 30F92, Orca, 30F96, Nutria, Asgrow 7573, Pioneer 3086, 30F97 y CP–560. La siembra se realizó en la segunda semana de Abril de 2007. El diseño experimental fue en bloques al azar con cuatro repeticiones en surcos de 5 m. de largo y 0.8 m. entre surcos, con una densidad de población de 5 plantas por metro cuadrado que equivale a 50, 000 plantas por ha^–1. Cada repetición consistió de 8 m² por repetición y una superficie total del experimento de 368 m. El control de malezas y aporque se realizó de forma manual a los 35 días después de la siembra. A los 30 días después de la siembra se aplicó Lorsban* 480 EM con dosis de 0.75 ml por litro para el control de gusano cogollero (Spodopterafrugiperda). La fertilización se realizó con dos aplicaciones del fertilizante granulado tripe 17 (17 – 17 –17 de N, P y K, respectivamente). Se realizaron dos fertilizaciones: la primera a los 25 días después de la siembra y la segunda a los 45 días después de la siembra. La fertilización se complemento con aplicaciones foliares de Bayfolán en dosis de 1 ml por litro, a partir de los 45 días después de la siembra con dos aplicaciones semanales durante un mes. Las variables relacionadas con la enfermedad fueron la Incidencia y la Severidad. Incidencia (INC)= es el número de plantas enfermas en etapa vegetativa V_t (Ritchie y Hanway, 1982), con respecto al total de plantas por hectárea. La incidencia se evaluó a los 72 días después de la siembra en todas las plantas de toda a parcela experimental. La presencia del fitoplasma MBS en las plantas con incidencia de la enfermedad se corroboro mediante detección molecular. Se colectaron muestras de tres plantas con incidencia de la enfermedad por parcela útil y se trasladaron al laboratorio para su análisis. El transporte, la extracción de ácidos nucleídos y las condiciones de detección mediante la amplificación por PCR, fueron las mismas que se utilizaron en la detección del MBS en tres municipios de Veracruz y se explico con anterioridad. Severidad (SEVER)= suma del grado de severidad todas cada planta con síntomas dividido entre el número de plantas enfermas. La severidad se evaluó en todas las plantas de cada repetición por genotipo, en toda la parcela experimental. El grado de severidad de cada planta se midió utilizando una escala visual arbitraria con seis clases, 0: Planta sana, 1: Planta de altura normal con hojas de bordes enrojecidos, 2: Planta achaparrada con hojas de bordes enrojecidos, 3: Plantas de altura normal con producción múltiple de mazorca, 4: Planta achaparrada con producción múltiple de mazorca, 5: Plantas de altura normal con hojas de bordes enrojecidos y producción múltiple de mazorca y 6: Planta achaparrada con hojas de bordes enrojecidos y producción múltiple de mazorca. Las variables de medición relacionadas con el rendimiento fueron: Rendimiento (RTO)= Peso de mazorcas en toneladas por hectárea. Peso de grano (PSEM)= Peso total de grano en toneladas por hectárea, Peso de grano de mazorcas enfermas (PESENF)= peso de grano en toneladas por hectárea de mazorcas enfermas, Diferencia de peso (DIFPES)= peso de mazorcas sanas menos peso de mazorcas enfermas por hectárea con respecto al peso de mazorcas sanas expresado en porcentaje, Disminución de rendimiento (DISREND)= Peso de grano enfermo con respecto al peso de grano sano expresado en porcentaje. El peso de mazorcas y de grano (sana o enferma o de ambas), se calculó al multiplicar el peso de las mazorcas cosechadas o el peso del grano en la parcela útil, por su respectivo factor de superficie y ajustar al 15% de humedad (Mejía y Molina 1999). El peso de las mazrocas se midió con una báscula colgante Torino, modelo AC–10 y el peso de grano cosechado por parcela útil se midió con una balanza marca Ohaus modelo Scout Pro SP6000 con precisión de ± 1 g.

Mazorcas enfermas (MAZENF)= número de mazorcas enfermas por hectárea. Las mazorcas enfermas se evaluaron contando el número de piezas de mazorcas podridas, sin desarrollar, con deficiencia de grano y granos vanos por parcela útil y se calculó por hectárea. Las variables de la enfermedad y del rendimiento fueron tomadas de la misma parcela experimental y se analizaron todas las plantas de toda la parcela útil. Los datos se analizaron con el paquete estadístico Statistical Análisis System SAS, 1999, de acuerdo al diseño experimental. La comparación de medias de las variables se efectuó mediante la prueba de Tukey con un á ^ 0.01. Las variables de enfermedad y rendimiento se correlacionaron para observar si existe efecto entre variables con el procedimiento CORR de SAS.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Detección molecular de fitoplasmas y síntomas asociados a MBS. El resultado de la detección molecular fue un fragmento de 740 pb con los primers MBSF1 y MBSR1 que corresponde al fitoplasma MBS (Barros, et al., 2001) (Figura 1).

La detección molecular evidenció la presencia del MBS en muestras provenientes de 7 parcelas de Cosoleacaque, 6 parcelas de Tlalixcoyan y una parcela de Paso de Ovejas (Cuadro 1).

Los tres municipios donde se registró la presencia enfermedad se encuentran a altitudes al nivel del mar y existen condiciones de temperatura y humedad (García, 1987) para el crecimiento del maíz todo el año. Por otro lado, la enfermedad causada por el fitoplasma MBS es endémica (Hruska, et al. 2006), lo que sugiere que la presencia del MBS será permanente en las zonas donde se detectó su presencia (Cuadro 1), con posibilidad de causar pérdidas variables. Las muestras que se colectaron en Cosoleacaque presentaron síntomas asociados al MBS de enrojecimiento y amarillamiento foliar, mientras que en Tlalixcoyan, los síntomas que se observaron fueron plantas con tallo delgado, amarillamiento foliar, enrojecimiento en el borde de las hojas, proliferación de jilotes y hojas en las brácteas y en Paso de Ovejas fueron plantas de maíz con amarillamiento y enrojecimiento en el margen de las hojas y proliferación de jilotes.

Incidencia y efecto en el rendimiento. La incidencia del fitoplasma MBS en la parcela experimental de Tlalixcoyan se corroboró mediante pruebas moleculares (Figura 2). Los genotipos CP–562, 30F83, 30F92, Orca, 30F96, Nutria y Asgrow 7573 presentaron síntomas de amarillamiento foliar, tallo delgado, enrojecimiento en el borde de las hojas y producción múltiple de yemas axilares. Estos genotipos resultaron positivos a la presencia del MBS mediante detección por PCR. Los genotipos Pioneer 3086, 30F97 y CP–560 resultaron negativos a la presencia del MBS a pesar de mostrar el síntoma de enrojecimiento foliar en el borde de las hojas el cual es asociado a los síntomas causados por MBS; posiblemente estas muestras estaban infectadas con otro patógeno que causó un síntoma parecido; ya que en la reacción de PCR el control positivo amplifico en todas las repeticiones que se realizaron y se utilizaron diferentes concentraciones de DNA y reacción anidada de PCR para asegurar el resultado. Por otro lado, Gijón et al., (2008) al estudiar agentes causales del mismo síndrome que apareció en Veracruz en 2003–2004 encontró que síntomas de enrojecimiento foliar están asociados a la bacteria Burkholderia gladioli y determinó a dicha bacteria como uno de los agentes causales de la enfermedad en estudio. El rendimiento de mazorca osciló entre 4 y 6 ton ha^–1 y de 3 a 5 toneladas de grano. La incidencia varió del 10% a 27% y la severidad del 0.05 a 0.3%. ORCA, AS–7573 y 39F97 resultaron superiores y significativos en peso de mazorca y peso de grano. El rendimiento alto de ORCA (6.1 ton ha^–1) probablemente se debió a la baja severidad (0.14) e incidencia (11%) de la enfermedad (Cuadro 2). AS–7573 fue el genotipo en donde inicialmente se observó esta enfermedad en 20032004 con incidencia muy alta en plantaciones comerciales, en nuestro estudio presentó una alta incidencia del MBS (18.09), un gran número de mazorca enfermas (10312.5) por hectárea y una severidad alta (0.25), sin embargo, su rendimiento en peso de mazorca y en peso de grano fue estadísticamente similar al de Orca (Cuadro 2). El genotipo AS–7573 posee un alto rendimiento en peso de mazorca. Anguiluz, en 1998, reportó un rendimiento promedio de Asgrow 7573 de 6.4 ton ha^–1, en la región de Poza Rica Veracruz, muy similar al obtenido en el presente estudio (5.7 ton ha^–1), posiblemente es la razón de que sea preferentemente cultivada en la zona de estudio, además de su precocidad. Sierra et al., (2007) reportaron un rendimiento alto de grano de 4.6 ton ha^–1 en el híbrido (CLQ–RCWQ10xCLQ–6315)xCML–491, a pesar de su alta incidencia visual al achaparramiento del maíz (53%) en Tlalixcoyan; esto indica que algunos híbridos son altamente rendidores a pesar de la incidencia de esta enfermedad, como sucedió en el presente estudio con AS–7573. Los genotipos ORCA, NUTRIA y CP562 tuvieron los valores más bajos de incidencia a la enfermedad, de los cuales ORCA y NUTRIA fueron estadísticamente superiores en rendimiento (Cuadro 2). CP562 y Pioneer 3086 presentaron baja incidencia (11.5% y 13.7%) y rendimientos de 4.5 ton ha^–1y 4.2 ton ha^–1; mientras que 30F92 y CP560 mostraron alta incidencia (18.9% y 21.3%) y rendimientos de 4.2 ton ha^–1 y 4.1 ton ha^–1, con diferencias altamente significativas. Probablemente el efecto de la enfermedad sobre el rendimiento esté determinado por la frecuencia de plantas susceptibles bajo determinado ambiente, tal como lo reportó Oliveira et al., (2002) acerca de la reducción de la producción de maíz causada por la frecuencia de plantas susceptibles a mollicutes en diferentes cultivares de maíz.

El análisis de correlación indica que cuando la incidencia de la enfermedad se incrementa, hay presencia de un mayor número de mazorcas enfermas por hectárea (r=0.43**), disminuye el peso de grano sano (r=0.51**) y aumenta la cantidad de peso de los granos enfermos encontrados (r=0.51**). La severidad tiene relación con el peso de granos enfermos, a mayor severidad mayor peso de granos enfermos (r=0.44**) y con la cantidad de mazorcas enfermas, a mayor severidad mayor cantidad de mazorcas enfermas (r=0.54**) (Cuadro 3). No hubo una relación de la incidencia y la severidad con respecto al rendimiento pero la incidencia de la enfermedad y la severidad están relacionadas de forma significativa (r=0.69**) lo cual concuerda con Sierra et al., (2007) quienes también encontraron una correlación altamente significativa (r=0.86**) entre estas dos variables (Cuadro 3).

CONCLUSIONES

El fitoplasma Maize bushy stunt estuvo involucrado en la enfermedad del maíz que apareció epidémicamente en Veracruz, en 2003–2004 y se asoció con los síntomas de amarillamiento y enrojecimiento foliar, achaparramiento de la planta y producción múltiple de jilotes.

El síndrome de la enfermedad se presentó en la variedad Asgrow 7573 en los municipios de Tlalixcoyan, Cosoleacaque y Paso de Ovejas, Veracruz.

El Maize bushy stunt se detectó en los genotipos de maíz Asgrow 7573, CP–562, 30F83, 30F92, Orca, 30F96 y Nutria. Este el primer reporte de su detección en éstos genotipos en México.

AGRADECIMIENTOS

Este trabajo fue financiado parcialmente por el proyecto SAGARPA–CONACYT 12365–2005.

LITERATURA CITADA

Alstatt, G. E. 1945. A new corn disease in the Rio Grande Valley. Plant Disease Reporter 29:533–534.         [ Links ]

Aguiluz, A. 1998. Evaluación de híbridos de maíz (Zea mays L.) de grano blanco y amarillo en ambientes de Centroamérica, Panamá y el Caribe en 1996. Agronomía Mesoamericana 9:28–37.         [ Links ]

Barros, T. S. L., Davis, R. E., Resende, R. O., and Dally, E. L.2001. Design of polymerase chain reaction for specific detection of corn stunt spiroplasma. Plant Disease 85:475–479.         [ Links ]

Bascopé, D.L. y Galindo, A.J. 1981. Naturaleza micoplásmica de la raza "Mesa Central del achaparramiento" del maíz. Revista Fitopatología 16:28–33.         [ Links ]

Campbell, C. L. y Madden, L.V. 1990. Introduction to plant disease epidemiology. John Wiley and Sons. New York. 532 p.         [ Links ]

CIMMYT, Programa de Maíz, 2004. Enfermedades del maíz:Una guía para su identificación en el campo. 4ª. ed. México, D. F. Centro Internacional de Mejoramiento del maíz y trigo. 123 p.         [ Links ]

Davis, R. E. and Worley, J. F. 1973. Spiroplasma: Motile microorganism with corn stunt disease. Phytopathology 63:403–408.         [ Links ]

De Oliveira, E., Venceslau, De C. P., Pereira, D. A., Álvarez De A. R., De Oliveira, R. R., De Oliveira M. y César, R. P.2002. Molicutes e vírus em milho na safrinha e na safra de verão. Revista Brasileira de Milho e Sorgo 1: 38–46.         [ Links ]

García, E. de M. 1987. Modificaciones al sistema de clasificación climática de Köppen (para adaptarlo a las condiciones de la República Mexicana). Instituto de Geografía. UNAM. México. 217 p.         [ Links ]

Gijón, H. A., Téliz, O. D., Cárdenas, S. E., De León, C., Mora, A. A., Mejía, S. D., and de la Torre, A. R. 2008. Leaf stripe and stem rot caused by Burkholderia gladioli, a new disease of maize in México. Plant Disease 92:1249.         [ Links ]

Guigón, L. C. y González, G. P. A. 2001. Estudio regional de la enfermedades del chile (Capsicum annuum L.) y su comportamiento temporal en el sur de Chihuahua, México. Revista Mexicana de Fitopatología 19:49–56.         [ Links ]

Harrison, N. A., Richardson P. A., and Tsai, J. H. 1996. PCR assay for detection of the phytoplasma associated with maize bushy stunt disease. Plant Disease 80:263–269.         [ Links ]

Hruska, J.A., Gladstone, S. M., and Obando, R. 1996. Epidemic roller coaster: maize stunt disease in Nicaragua. American Entomologist 42:248–252.         [ Links ]

Maramorosh, K. 1955. The occurrence of two distintic types of corn stunt in Mexico. Plant Disease Reporter 39:896–898.         [ Links ]

Mejía, C. J. A. y Molina, G. J. D. 1999. Comparación de procedimientos para la conversión a rendimiento por hectárea en la evaluación de variedades tropicales de maíz. Agrociencia 33: 159–163.         [ Links ]

Nault, L. R. 1980. Maize bushy stunt and corn stunt: A comparison of disease symptoms, pathogen host ranges and vectors. Phytopathology 70: 659–662.         [ Links ]

Nault, L.R. 1998. Dalbulus maydis. Identification, Biology, Ecology and Pest Status. p. 18–21. In: Diagnosing Maize Diseases in Latin America (Eds. C. Casela, R. Renfro and A.F. Rattiger). 1998. ISAAA Briefs No. 9. ISAAA: Ithaca, NY and EMBRAPA, Brasilia. 57 pp.         [ Links ]

NCBI, 2007. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/, consulta Abril 2008.         [ Links ]

Oliveira, E., Oliveira, C. M., Souza, I. R. P., Magalhães, P.C., Cruz, I. 2002 Enfezamentos em milho: expressão de sintomas foliares, detecção dos molicutes e interações com genótipos. Revista Brasileira de Milho e Sorgo 1:53–62.         [ Links ]

Ritchie, S. W. y Hanway, J. J. 1982. How a corn plant develops. Iowa State University of Science and Technology. Cooperative Extension Services, Ames, Iowa. Special Report 48. 21 p.         [ Links ]

Sierra, M. M., Palafox C. A., Becerra L. E. N., Córdova O. H., Espinosa C. A. y Rodríguez M. F.A. 2007. Comportamiento de híbridos de maíz con alta calidad de proteína, por su buen rendimiento y tolerancia al achaparramiento. Agronomía Mesoamericana 18: 93–101.         [ Links ]

Statistical Análisis System SAS. 1999. Statistical Analysis System for Windows release 7.1. SAS Inst. Inc., NC, USA.         [ Links ]