Infectivity of Heterorhabditis indica (Rhabditida: Heterorhabditidae) in adults and larvae of white grub (Coleoptera: Melolonthidae)

María Guadalupe Sánchez–Saavedra¹; Hipólito Cortez–Madrigal¹*; David Cristobal–Acevedo²

¹ Centro Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional–Instituto Politécnico Nacional, Justo Sierra Núm. 28, Col. Centro, Jiquilpan, Michoacán. MÉXICO. C. P. 59510. Correo–e: hcortezm@ipn.mx (*Autor para correspondencia).

² Departamento de Suelos, Universidad Autónoma Chapingo. km 38.5 Carretera México—Texcoco. Chapingo, Estado de México, MÉXICO. C. P. 56230.

Recibido: 8 de agosto, 2012. ]]> Aceptado: 19 de octubre, 2012.

Resumen

Para determinar el potencial del nematodo Heterorhabditis indica en el manejo del complejo gallina ciega (Col: Melolonthidae), durante 2010 y 2011 se implementaron ensayos con larvas y adultos de la plaga en Jiquilpan, Michoacán, México. Los insectos se colectaron en la región de estudio; los primeros, en maíz, y los segundos, en trampas luminosas, donde predominó el género Phyllophaga. Se aplicó una dosis de 2,500 nematodos·ml^–1 por individuo y las lecturas de mortalidad iniciaron a las 24 h. Para determinar la mortalidad se empleó un análisis de varianza. El tiempo en que murió el 50 % de la población (TL50) se estimó mediante análisis probit. Mediante larvas de Gallería mellonella se estimó la infectividad del nematodo en tres suelos regionales. Adicionalmente, se practicaron pruebas de correlación para conocer la relación entre las características del suelo y la mortalidad. Cinco días después, la mortalidad de larvas de tercer estadio fue del 46 %. Para adultos, el TL50 se estimó en 48.97 h (47.49 – 51.34 h). En ninguno de los adultos muertos por H. indica emergieron juveniles infectivos. La textura, el pH y la CE fueron las características de los suelos que más influyeron en la actividad del nematodo. Los resultados muestran que H. indica tiene potencial para el manejo de larvas y adultos de Phyllophaga spp. Se plantea la técnica de autodiseminación del nematodo mediante adultos de gallina ciega. Sin embargo, primero se requiere identificar la causa que limitó la emergencia de nematodos juveniles de adultos de la plaga.

Palabras clave adicionales: Phyllophaga spp., nematodos, mortalidad, larvas, adultos.

Abstract

To determine the potential of the nematode Heterorhabditis indica in the management of the white grub complex (Col: Melolonthidae), during 2010 and 2011 bioassays were implemented with larvae and adults of the pest in Jiquilpan, Michoacán, Mexico. The insects were collected in the study region; the first, in corn, and the latter, in light traps, where the genus Phyllophaga dominated. A dose of 2,500 nematodes·ml^–1 per individual was applied and the mortality readings began at 24 h. To determine mortality, an analysis of variance was employed. The time in which 50 % of the population died (LT50) was estimated by means of probit analysis. The infectivity of the nematode was estimated through larvae of Gallería mellonella in three regional soils. In addition, correlation tests were practiced to know the relationship between the soil characteristics and mortality. Five days later, the mortality of third stage larvae was 46 %. For adults, the LT50 was estimated at 48.97 h (47–49 – 51.34 h). No infective juveniles emerged from any of the adults killed by H. indica. The texture, pH and EC were the soil characteristics that influenced most in the activity of the nematode. Results show that H. indica has potential for the management of larvae and adults of Phyllophaga spp. The technique of self–dissemination of the nematode is proposed using adults of white grub. However, first it is necessary to identify the cause that limited the emergence of juvenile nematodes from adults of the pest.

Additional keywords: Phyllophaga spp., nematodes, mortality, larvae, adults.

El complejo de especies conocidos como "gallinas ciegas" (Coleoptera: Melolonthidae) constituyen una de las principales plagas agrícolas de América Latina, debido fundamentalmente a sus hábitos polífagos y amplia distribución (King y Saunders, 1984; Morón, 1997). En México se distribuye desde las regiones tropicales hasta las de clima templado (Ramírez–Salinas y Castro–Ramírez, 2000; Aragón–García et al., 2001; Marín y Bújanos, 2008; Pérez–Agis et al., 2008) y la "Cienega de Chapala" (Jal–Mich.) es una de las más afectadas por esta plaga (Castañeda, 2009). Los principales daños son ocasionados por las larvas al alimentarse de las raíces de la planta, daño que incluso llega a ocasionar su muerte (King y Saúnders, 1984; Morón, 1997). Se han estimado en México pérdidas del 30–40 % de la producción de maíz (Romero–López et al., 2010). Aunque se enfatiza en el manejo integrado del insecto (Coto, 2000; Pardo–Locarno y Montoya, 2007), en la práctica el control de la larva ha sido basado en la aplicación preventiva de insecticidas (King y Saunders, 1984; Ceccon et al., 2004; Castañeda, 2009).

El uso constante de plaguicidas órgano–sintéticos eventualmente ocasiona mayores problemas que los que resuelve. Entre ellos destacan el impacto en organismos no blanco, eliminación de enemigos naturales, resistencia de la plaga, contaminación de suelos y aguas, residuos en alimento e intoxicación en humanos (Pimentel y Edwards, 1982; Seefoó, 2005). En plagas como la gallina ciega, en donde los insecticidas son aplicados directamente al suelo, además de ser parte obligada del paquete tecnológico (hasta dos veces por año), es de esperar que los efectos colaterales de los plaguicidas sean aún mayores.

En la actualidad se buscan estrategias de control de plagas más amigables con el ambiente. Entre ellas, el uso de microrganismos como hongos y nematodos son de los mas importantes (Lacey et al., 2001; Kaya et al., 2006). Los nematodos entomopatógenos (NE) presentan habilidad para matar insectos rápidamente (24–48 hr) debido a la presencia de bacterias mutualistas en su interior. Sus principales hospederos son insectos del suelo, hábitat natural de los nematodos (Tanada y Kaya, 1993). Diversos estudios documentan la eficacia de esos organismos en el control de plagas rizófagas (McCoy, 2000; Georgis et al., 2006; Campos–Herrera, 2010) y han sido propuestos como herramienta de manejo de larvas de la familia Melolonthidae (Koppenhõfer y Fuzy, 2003; Koppenhõfer et al., 2006). Sin embargo, pocos estudios han sido desarrollados con el género Phyllophaga (Rodríguez et al., 2009), uno de los más importantes como plagas agrícolas (King y Saunders, 1984; Morón, 1997).

Aunque poco considerado, el control de adultos puede también reducir las poblaciones de larvas de la siguiente generación. Así, Badilla et al. (1999), al colectar altas poblaciones de Phyllophaga spp. en el cultivo de la caña de azúcar en Costa Rica, redujeron el daño en el cultivo.

De igual manera, el daño por larvas en maíz en Santa Cruz Alpuyeca, Puebla, México, fue menor en parcelas donde previamente se colocaron trampas luminosas para la captura de adultos, en comparación donde no se utilizaron las trampas (Aragón–García et al., 2008).

Dado el amplio abanico de hospederos de los NE, éstos pudieran también infectar y matar adultos. Sin embargo, hasta donde se sabe, esos entomopatógenos no han sido evaluados en adultos de la plaga. Estos pudieran aprovecharse como medio de dispersión de los NE en campo para el control de la plaga (larvas y adultos). Estudios al respecto han demostrado factibilidad mediante el cebado de trampas luminosas con hongos entomopatógenos de manera que el adulto pudo diseminar al entomopatógeno (Vázquez, 2000, citado por Pardo–Locarno y Montoya, 2007).

Por lo anterior, el objetivo del estudio fue determinar el potencial del nematodo Heterorhabditis indica cepa Tab–03 en el manejo de larvas y adultos de gallina ciega (Coleoptera: Melolonthidae).

MATERIALES Y MÉTODOS

Tanto larvas como adultos de gallina ciega se colectaron del campo; las primeras, durante el mes de octubre del 2010 de zonas productoras de maíz de la región de influencia del CIIDIR–Michoacán. Los adultos se capturaron mediante trampas luminosas colocadas en el terreno experimental del CIIDIR–IPN, en Jiquilpan, Michoacán, México, durante los meses de junio y julio del 2010–2011. Aunque se colectaron diversas especies, se seleccionaron sólo las del género Phyllophaga spp., dentro de las que destacó P. misteca (Bates). La identificación del género se realizó mediante literatura especializada (Abarca y Quesada, 1997; Morón, 1997; Lugo–García et al., 2011) y de la especie con el apoyo del Dr. Miguel Ángel Morón Ríos, Instituto de Ecología, Xalapa, Veracruz.

El nematodo utilizado fue la especie Heterorhabditis indica cepa Tab–03, aislada de Tabasco, México en 2003 y conservada en el laboratorio de entomología del CIIDIR–IPN, Jiquilpan, Michoacán. Se multiplicó en larvas de Galleria mellonella (Lep: Pyralidae). Los nematodos utilizados fueron de 10 días de emergidos.

Ensayos con larvas

En recipientes de plástico de 5 x 6 cm se agregaron 3 cm de dos tipos de sustrato: suelo y composta (a base de fibra de coco). Inmediatamente se aplicó una dosis de 2,500 nematodos·ml^–1 con una viabilidad superior al 95 % y una larva de Phyllophaga spp. del tercer estadio fue colocada en su interior. Se establecieron tres repeticiones con diez larvas por repetición y se incluyó un testigo sin nematodos. El ensayo se incubó a 25 ± 1 °C y las lecturas de mortalidad fueron tomadas a partir de las 24 h. A medida que la mortalidad se incrementó, los tiempos de lectura se acortaron (2, 1.5 y 1 h). Lo anterior para estimar el tiempo letal en que murió el 50 % de la población (TL50). Las larvas muertas se colocaron en trampas White (Woodring y Kaya, 1988) para corroborar la emergencia de juveniles.

Los datos se procesaron mediante un análisis de varianza (ANVA) y la comparación de medias mediante la prueba de Tukey a una P ≤ 0.05. Se utilizó el programa estadístico SAS versión 1999.

Para corroborar la susceptibilidad o resistencia del insecto a los nematodos y bacterias, las larvas se inyectaron con 0.3 ml·larva^–1 de una suspensión de 1000 NE·ml^–1.

Ensayo con adultos

Este se ejecutó de manera similar al de las larvas, sólo que en este caso, en lugar del sustrato se utilizó una esponja de 0.5 cm de espesor en el fondo del recipiente. Se consideraron tres repeticiones más un testigo sin nematodos. Los adultos muertos se colocaron en trampas White para corroborar la emergencia de juveniles. Para estimar el tiempo en que murió el 50 % de la población (TL50), los datos se procesaron mediante análisis probit bajo un modelo doble cuadrático con el programa estadístico SAS.

Infectividad de H. indica en suelo

Para cada suelo se obtuvieron siete muestras simples a 30 cm de profundidad. Se determinó textura, por el método del hidrómetro Bouyoucos (Van Reeuwijk, 1999); pH, mediante un potenciómetro y una relación 1:2 (Ansorena, 1994); conductividad eléctrica (CE), mediante extracto de saturación y puente de conductividad; densidad aparente, por el método de la probeta; densidad real, por el método del picnómetro (Aguilera y Martínez, 1986); porosidad, por cálculo, y materia orgánica, por el método microKjeldalhl (Van Reeuwijk, 1999).

Para los ensayos se utilizaron dos recipientes de plástico de 5 x 6 cm y mediante una aguja de disección se practicaron múltiples orificios en la base de uno de ellos; ambos recipientes se ensamblaron quedando el perforado en la parte superior. En el recipiente inferior se colocó 1 cm de suelo + cuatro larvas del último instar de G. mellonella, de modo que suelo y larvas quedaron limitados por la base del recipiente superior. Este se llenó con cada uno de los suelos, previamente humedecidos; inmediatamente, se colocó 1 ml de una suspensión de 1,500 nematodos·ml^–1. Se establecieron tres repeticiones por tratamiento y un testigo con sólo agua, fue considerado. Los e se establecieron a temperatura ambiente y la revisión de la mortalidad inició 48 h después. Se realizó un análisis de varianza previa transformación al arcoseno de la raíz cuadrada de la proporción, procesado mediante el paquete estadístico SAS versión 1999. Adicionalmente, para conocer la relación entre las diferentes características de los suelos evaluados y la mortalidad por el nematodo, se realizaron pruebas de correlación que fueron desarrolladas para cada variable.

RESULTADOS

Mortalidad de larvas por H. indica

Con la dosis evaluada (2,500 nemátodos·ml^–1) la mayor mortalidad registrada después de cinco días de incubación fue de 46 y 40 % para los tratamientos suelo y composta, respectivamente. No se registraron diferencias significativas (P ≤ 0.05) entre ambos sustratos (Cuadro 1). Sin embargo, cuando se analizó el tiempo en que se alcanzó la máxima mortalidad, en el sustrato suelo se obtuvo 86 h después mientras que en composta fue a las 40 h (Figura 2).

Efecto del suelo en la Infectividad de H. indica

En el resultado textural, los suelos topure y charanda mostraron un alto porcentaje de arena, seguida de limo y finalmente menor contenido de arcilla. Contrariamente, "Los negritos" presentan mayores contenidos de arcilla, seguido de arena y poca cantidad de limo. La clase textural fue franco–arenosa, areno–arcillosa y franco–arcillosa para los suelos topure, charanda y "Los negritos", respectivamente. De igual modo, los suelos charanda y "Los negritos" presentaron un mayor porcentaje de materia orgánica que el topure (Cuadro 2).

La combinación de materia orgánica y clase textural dio como resultado una densidad aparente baja, tal como se presentó en el topure. Asimismo, el mayor porcentaje de porosidad se registró en topure, seguido de charanda y el menor en "Los negritos". Los suelos de charanda y topure fueron moderadamente ácidos y libres de sales. Por el contrario, "Los negritos" se clasificaron como extremadamente alcalinos, con alto contenido de sales (Cuadro 2).

De acuerdo con lo anterior, los suelos que mayormente favorecieron la actividad de H. indica fueron charanda y topure, con mortalidades de 88.09 ± 2.06 y 83.33 ± 4.1, respectivamente, sin registrar diferencias estadísticas (P ≤ 0.05) entre ambos. El suelo "Los negritos" fue el menos propicio para la actividad del nematodo, con una mortalidad de larvas de 18.75 ± 6.25 (Cuadro 3).

De acuerdo con los índices de correlación (r) obtenidos (P ≤ 0.05), con excepción de la densidad aparente, todas las características evaluadas en los suelos influyeron significativamente en la actividad de los nematodos. De las características físicas, los mayores porcentajes de arena y limo, aunado con una mayor porosidad en los suelos topure y charanda propiciaron la mayor actividad de los nematodos en ellos. Contrariamente, los mayores contenidos de arcilla y materia orgánica en "Los negritos" explican en parte la menor mortalidad ocasionada por H. indica. Además, los mayores niveles de pH y CE influyeron en gran medida con los resultados de la actividad del nematodo en dichos suelos (Cuadro 4).

Mortalidad de adultos por H. indica

A diferencia de las larvas, los adultos de gallina ciega fueron más susceptibles al nematodo H. indica. No obstante la alta susceptibilidad de los adultos, en ninguno de los ejemplares muertos se obtuvieron juveniles infectivos. La única evidencia de que los adultos de gallina ciega fueron muertos por el nematodo, fue la ausencia de olor putrefacto y el no haber registrado mortalidad en el testigo. El tiempo en que murió el 50 % de la población (TL50) se estimó en 48.97 h (47.49 – 51.34 h), mientras que el 99 % fue 79.9 h después (71.05–97.99 h) (Figura 3).

DISCUSIÓN

Los síntomas de las larvas de gallina ciega parasitadas por el nematodo fueron los característicos para el género Heterorhabditis: disminución en su movilidad y posteriormente la muerte, ausencia de olor, coloración rojo ladrillo y nueve días después, la emergencia de juveniles (J3) del nematodo (Tanada y Kaya, 1993).

Con base en mediciones (2.4–3.3 cm), las larvas de gallina ciega se encontraban en tercer instar larvario (Aragón–García, 2005; Ramírez–Salinas et al., 2009), mismo que es mencionado como la etapa larvaria más resistente a los NE (Rodríguez et al., 2009), lo que podría explicar la baja mortalidad obtenida en el presente estudio. Aunque pudiera pensarse que el poco tiempo de exposición de las larvas a los nematodos (cinco días) pudo haber influido también en la mortalidad. Otros estudios con mayor tiempo de exposición han reportado mortalidades similares a las obtenidos en este estudio. Por ejemplo, Rodríguez et al. (2009) registraron mortalidades del 24 %, a los 30 días después de exponer larvas del tercer estadio de P. elenans a dosis de 625 nematodos·larva¹.

Diversas causas pueden explicar las diferencias en el grado de susceptibilidad entre los estados de desarrollo de las especies de larvas de gallina ciega. Entre ellas, se mencionan características morfológicas y fisiológicas, comportamientos defensivos y evasivos de las larvas, y fuerte respuesta inmune asociada a la edad, donde los estados iníciales del insecto poseen una respuesta de anticuerpos más baja que los estados maduros (Koppenhöffer et al., 2006). La inyección con suspensiones de nematodos confirmaron la resistencia de las larvas de Phyllophaga spp. al nematodo H. indica, pues la mortalidad fue similar (42.85 %) a la registrada en los ensayos con sustrato(40.00 – 46.67 %).

A diferencia de las larvas, con los adultos no fue fácil detectar los que fueron muertos por el nematodo. Dado el color de los adultos de gallina ciega, muy similar al presentado por los insectos muertos por nematodos del género Heterorhabditis (rojo ladrillo), y la ausencia de juveniles infectivos en los cadáveres, la muerte del insecto por nematodos sólo se constató por la ausencia de olor putrefacto y la ausencia de mortalidad en el testigo. Con la dosis evaluada (2,500 nematodos·ml^–1) los tiempos de mortalidad sobrepasan ligeramente los mencionados para otros insectos susceptibles a NE (Tanada y Kaya, 1993).

Con base en los resultados, puede decirse que los adultos de Phyllophaga spp. fueron más susceptibles al nematodo H. indica que las larvas, lo que indica que la bacteria mutualista del nematodo actuó sin dificultad. Sin embargo, condiciones fisiológicas del insecto pudieran no ser aptas para la reproducción de los juveniles. En este caso, pudo ser que existieron componentes específicos que afectaron el desarrollo de los nematodos; o bien, que los adultos de Phyllophaga capturados en las trampas de luz, por ser de reciente emergencia, no contaran con las reservas de energía suficiente para la reproducción del nematodo. Entonces, la mayor susceptibilidad de los adultos respecto a las larvas pudiera entenderse en principio por las diferencias en las características morfológicas de larvas y adultos de gallina ciega. Sin embargo, dada la ausencia de trabajos previos, las causas precisas no pueden ser explicadas.

Diversos estudios han sido enfocados al control de larvas de gallinas ciegas, incluidos los relacionados con nematodos entomopatógenos (Koppenhóffer y Fuzy, 2003; Ceccon et al., 2004; Koppenhóffer et al., 2006; Rodríguez et al., 2009), y muy pocos se han enfocado al control del estado adulto (Badilla et al., 1999; Toledo, 2002; Aragón–García et al., 2008), pero ninguno de ellos ha sido con base en nematodos entomopatógenos.

El conocer la susceptibilidad de adultos de Phyllophaga hacia NE abre la posibilidad del manejo de la plaga mediante el cebado de trampas con esos entomopatógenos. Al respecto, se sabe que una de las técnicas promisorias para la aplicación y dispersión de entomopatógenos es mediante los mismos insectos, ya sea con la misma especie plaga como vector o mediante especies diferentes a la plaga (Vega et al., 2000; Smagghe et al., 2012). Para adultos de Phyllophaga sólo un estudio ha sido documentado mediante el cebado de trampas con hongos entomopatógenos, al parecer con resultados promisorios (Vázquez, 2000, citado por Pardo–Locarno y Montoya, 2007).

La actividad de los nematodos entomopatógenos es fuertemente influida por las características del suelo (Stuart et al., 2006), tal como fue constatado en el presente estudio con los altos índices de correlación encontrados entre la mortalidad por H. indica y las diferentes características fisicoquímicas de los suelos, principalmente con la textura, el pH y la CE. Al respecto, se ha mencionado que las texturas arenosas y francas favorecen la actividad de los nematodos, mientras que suelos con alto contenido de arcilla interfieren con el desplazamiento de los juveniles debido a que el tamaño del poro entre las partículas de arcilla es menor que el diámetro del cuerpo de los nematodos (Stuart et al., 2006). H. indica es de los nematodos más pequeños, con un diámetro de 0.50 mm (Poinar et al., 1992). También, la actividad y supervivencia de los NE es menor en suelos arcillosos que en los franco–arenosos (Molyneux y Bedding, 1984; Stuart et al., 2006), probablemente debido a los bajos niveles de oxígeno en suelos con poros más pequeños como suelen ser los arcillosos (Hazir et al., 2004).

Molyneux y Bedding (1984) mostraron que en suelos franco–arenosos con niveles bajos de humedad, las larvas de Lucilia cuprina presentaron una alta infección por las especies Heterorhabditis sp. y Steinernema glaseri, mientras que en suelos arenosos y franco–arcillosos no se registró mortalidad. Con niveles de humedad cercanos a la saturación la infección fue más alta en arena fina que en los otros dos tipos de suelo. Ambas especies de nematodos parasitaron un número similar de larvas de L. cuprina en el suelo arenoso y franco–arenoso, pero en el franco–arcilloso Heterorhabditis parasitó más que S. glaseri, lo que sugiere que el efecto del suelo depende también de la especie de nematodo y de las condiciones de humedad.

Aunque se menciona que la química y pH de la solución del suelo puede afectar a los NE, se ha visto también que niveles alcalinos (10) o ácidos (5.6) pueden reducir su sobrevivencia, mientras que valores cercanos a la neutralidad serían los más adecuados (Stuart et al., 2006). En este estudio, la menor mortalidad ocasionada por H. indica ocurrió en el suelo con un pH cercano a 10. La CE da información acerca de la salinidad del suelo, por lo que valores bajos serian también adecuados para los nematodos. Sin embargo, existen especies altamente tolerantes a la salinidad (Griffen et al., 1994) como suponemos es el caso del nematodo utilizado H. indica, que aunque no se comparó con otras especies, sí logró infectar larvas de G. mellonella, aún en suelos con elevados pH y CE, como fue el caso del suelo "Los negritos".

El hecho de que H. indica pueda infectar y matar larvas y adultos de gallina ciega, y que su actividad infectiva se mantuvo en los tres tipos de suelo evaluados (representativos de Michoacán), sugiere que H. indica pudiera ser considerado para el manejo de la plaga en diferentes cultivos de la región. Los suelos topure y charanda, donde el nematodo mostró alta infectividad, son representativos de la meseta purépecha, región donde se producen importantes cultivos como aguacate y durazno. Los suelos vertisoles (Los negritos) son representativos de la región Ciénega de Chapala, y muchos de esos suelos presentan ya diferentes grados de salinidad. En ambas regiones, el complejo de especies de gallina ciega es un problema agrícola importante y los nematodos podrían formar parte de un manejo integrado de la plaga. Sin embargo, estudios futuros sobre dosis y técnicas de aplicación deben ser abordados.

CONCLUSIONES

El nematodo H. indica fue capaz de infectar y matar larvas y adultos de Phyllophaga spp.

La mortalidad del tercer estadio larvario varió de 40 –46 %, con tiempos de mortalidad final de 40 y 86 h, para composta y suelo, respectivamente.

Los adultos de Phyllophaga spp., fueron altamente susceptibles al nematodo. El TL50 estimado fue de 48.79 h, y la máxima mortalidad (99 %) se alcanzó en 79.9 h. Sin embargo, en ningún caso se obtuvieron juveniles del nematodo.

AGRADECIMIENTOS

A la Secretaría de Investigación y Posgrado del Instituto Politécnico por el financiamiento de la presente investigación. Al Dr. Miguel Ángel Morón Ríos por el apoyo en la identificación de los especímenes.

LITERATURA CITADA

ABARCA, G.; QUESADA, M. 1997. Especies del complejo de jobotos (Phyllophaga spp., Anomala spp. y Cyclocephala spp.) asociados a cultivos, en el Valle Central y Pacífico seco de Costa Rica. Agronomía Mesoamericana 8(2): 44–53.         [ Links ]

AGUILERA, C. M.; MARTÍNEZ, E. R. 1986. Relaciones Agua Suelo Planta Atmósfera. 3^a Edición. Departamento de Irrigación. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, México. 153 p.         [ Links ]

ANSORENA, M. J. 1994. Sustratos Propiedades y Caracterización. Ediciones Mundi–Prensa. Madrid, España. 172 p.         [ Links ]

ARAGÓN–GARCÍA, A.; MORÓN, A.; TAPIA–ROJAS, A.; ROJAS–GARCÍA, R. 2001. Faúna de coleóptera Melolonthidae en el rancho "La Joya" Atlixco, Puebla, México. Acta Zoológica Mexicana 83 (083): 143–164.         [ Links ]

ARAGÓN–GARCÍA, A.; NOCHEBUENA–TRUJILLO, C.; MORÓN, M.; LÓPEZ–OLGUÍN, J. 2008. Uso de trampas de luz fluorescente para el manejo de la gallina ciega (Coleoptera: Melolonthidae) en maíz (Zea mays L.). Agrociencia 42: 217–223.         [ Links ]

ARAGÓN–GARCÍA, A; MORÓN, M.; LÓPEZ–OLGUÍN, J.; CERVANTES–PEREDO, L. 2005. Ciclo de vida y conducta de adultos de cinco especies de Phyllophaga Harris, 1827 (Coleoptera: Melolonthidae; Melolonthinae). Acta Zoológica Mexicana 21(2): 87–99.         [ Links ]

BADILLA, F.; CHACÓN, M.; SÁENZ, C. 1999. Utilización de trampas de luz para la captura de adultos de Phyllophaga spp. en caña de azúcar, en Costa Rica. Manejo Integrado de Plagas 51:1–6.         [ Links ]

CAMPOS–HERRERA, R.; STUART, R. J.; EL–BORAI, F.; GUTIÉRREZ, C.; DUNCAN, L. 2010. Entomopathogenic nematode ecology and biological control in Florida citrus orchards, pp. 101–123. In: Integrated management of arthropod pests and insect borne diseases. CIANCIO, A.; MUKERJI, K.G. (eds.). Springer. London–New York.         [ Links ]

CASTAÑEDA Z., Y. 2009. Para los productores maiceros de México ¿Un maíz transgéncio? Sociedades rurales, Producción y Medio ambiente 9(17): 54–88.         [ Links ]

CECCON, G.; RAGA, A.; PEREIRA–DURTE, A.; CÁSSIO–SILOTO, R. 2004. Efeito de inseticidas na semeadura sobre pragas inicials e produtuvidade de milho safringa en platio direto. Bragatia: Revista de Ciencias Agronómicas 63 (002):227–287.         [ Links ]

COTO, D. 2000. Gallinas ciegas como plagas de cultivos anuales y perenes. Hoja Técnica Núm. 32. Manejo Integrado de Plagas (55): i–iv.         [ Links ]

GEORGIS, R.; KOPPENHOFER, A.; LACEY, L.; BÁLAIR, G.; DUNCAN, L.; GREWAL, P.; SAMISH, M.; TAN, L.; TORR, P.; TOL, R. 2006. Successes and failures in the use of parasitic nematodes for pest control. Biological Control 38: 103–123.         [ Links ]

GRIFFEN, C. T.; FINNEGAN, M. M.; DOWNES, M. J. 1994. Environmental tolerances and the dispersal of Heterorhabditis: survival and infectivity of European Heterorhabditis following prolonged immersion in seawater. Fundam. Appl. Nematol. 17(5): 415–421.         [ Links ]

HAZIR, S.; KAYA, H.; STOCK, P.; KESKÜN, N. 2004. Entomo–pathogenic Nematodes (Steinernematidae and Heterorhabditidae) for Biological Control of Soil Pests. Turk. J. Biol. 27: 181–202.         [ Links ]

KAYA, H. K.; AGUILLERA M., M.; ALIMAI, A.; CHOO, H. Y.; DE LA TORRE, M.; FODOR, A.; GANGULY, S.; HAZAR, S.; LAKA–TOS, T.; PYE, A.; WILSON, M.; YAMANAKA, S.; YANG, H.; EHLERS, R. U. 2006. Status of entomopathogenic nematodes and their symbiotic bacteria from selected countries or regions of the world. Biological Control 38: 134–155.         [ Links ]

KING, A. B. S.; SAUNDERS, J. L. 1984. Las Plagas Invertebradas de Cultivos Anuales Alimenticios en América Central. Administración de Desarrollo Extranjero (ODA). Londres. 189 p.         [ Links ]

KOPPENHÖFER A. M.; FUZY E. M. 2003. Steinernema scarabaei for the control of white grubs. Biological Control 28: 47–59.         [ Links ]

KOPPENHÖFER, A. M.; GREWAL, P. S.; FUZY, E. M. 2006. Virulence of the entomopathogenic nematodes Heterorhabditis bacteriophora, Heterorhabditis zealandica, and Steinernema scarabaei against five white grub species (Coleoptera: Scarabaeidae) of economic importance in turfgrass in North America. Biological control 38: 397–404.         [ Links ]

LACEY, L. A.; FRUTOS, R.; KAYA, H. K.; VAIL, P. 2001. Insect Pathogens as Biological Control Agents: Do They Have a Future? Biological Control 21: 230–248.         [ Links ]

LUGO–GARCÍA, G. A.; ORTEGA–ARENAS, L. D.; GONZÁLEZ–HERNÁNDEZ, H.; ARAGÓN–GARCÍA, A.; ROMERO–NÁPOLES, J.; RUBIO–CORTÉS, R.; MORÓN, M. Á. 2011. Melolonthidae nocturnos (Coleoptera) Recolectados en la zona agrícola agavera de Jalisco, México. Acta Zoológica Mexicana (n.s.) 27(2): 341–357.         [ Links ]

MARÍN J., A.; BUJANOS M., R. 2008. Especies del complejo "gallina ciega" del género Phyllophaga en Guanajuato, México. Agricultura Técnica en México 34(3): 349–355.         [ Links ]

McCOY, C. W.; SHAPIRO, D. I.; DUNCAN, L. W.; NGUYEN, K. 2000. Entomopathogenic Nematodes and Other Natural Enemies as Mortality Factors for Larvae of Diaprepes abbreviatus (Coleoptera: Curculionidae). Biological Control 19: 182–190.         [ Links ]

MOLYNEUX, A. S.; BEDDING, R. A. 1984. Influence of soil texture and moisture on the infectivity of Heterorhabditis sp. D1 and Steinernema glaseri for larvae of the Sheep blowfly, Lucilia cuprina. Nematologica 30: 358–36.         [ Links ]

MORÓN, M. A. 1997. Melolonthinidae. Diagnosis, generalidades, hábitos y distribución, pp. 205–264. In: Atlas de los escarabajos de México. MORÓN, M.; RATCLIFFE, B.; DELOYA, C. (eds.). S y G editores. México. 280 p.         [ Links ]

PARDO–LOCARNO, L. C.; MONTOYA L., J. 2007. Ciclo de vida, importancia agrícola y manejo integrado de la chisa rizófaga Phyllophaga menetriesi Blanchard (Coleoptera: Melolonthidae), en Cauca y Quindío, Colombia. Acta Agronómica (56): 4: 195–202.         [ Links ]

PÉREZ–AGIS, S.; MORÓN, M.; NÁJERA–RINCÓN, M.; LÓPEZ–BARBOSA E.; VÁZQUEZ–GARCÍA, M. 2008. Análisis de diversidad del complejo "Gallina Ciega" (Coleóptera: Melolonthidae) en dos sistemas de producción tradicional de maíz en la región purépecha, Michoacán. Acta Zoológica Mexicana 24 (001): 221–235.         [ Links ]

PIMENTEL, D.; EDWARDS, C. A. 1982. Pesticides and ecosystems. Bioscience 32(7): 595–600.         [ Links ]

POINAR, G. O.; KARUNAKAR , G. K.; DAVID, H. 1992. Heterorhabditis indicus n. sp. (Rhabditida: nematoda) from India: separation of Heterorhabditis spp. by infective juveniles. Fundamental and Applied Nematology 15 : 467–472.         [ Links ]

RAMÍREZ–SALINAS, C.; CASTRO–RAMÍREZ. 2000. El complejo "Gallina ciega" (Coleoptera: Melolonthidae) en el cultivo de maíz, en el Madronal, municipio de Amatenango del Valle, Chiapas, México. Acta Zoológica Mexicana (079): 17–41.         [ Links ]

RAMÍREZ–SALINAS, C.; MORÓN, M.; CASTRO–RAMÍREZ, A.; PACHECO–FLORES, C. 2009. Descripción de la larva de Phyllophaga (Phytalus) rufotestacea (Moser) (Coleóptera: Melolonthidae) en Chiapas, México. Acta Zoológica Mexicana 25 (1): 1–8.         [ Links ]

RODRÍGUEZ, D.; TORRES, M.; URIBE, L.; FLORES, L. 2009.Susceptibilidad de los estadios L2 Y L3 de Phyllophaga elenans a una cepa nativa de Heterorhabditis sp. en condiciones de invernadero. Agronomía Costarricense 33 (2): 171–182.         [ Links ]

ROMERO–LÓPEZ, A. A.; MORÓN M. A.; ARAGÓN, A.; VILLALOBOS, F. J. 2010. La "Gallina Ciega" (Coleoptera: Scarabaeoidea: Melolonthidae) Vista Como Un "Ingeniero del Suelo". Southwestern Entomologist 35(3): 331–343.         [ Links ]

SEEFOÓ L., J. L. 2005. La Calidad es Nuestra, la Intoxicación... ¡de Usted! El colegio de Michoacán. Zamora, Michoacán, México. 348 p.         [ Links ]

SMAGGHE, G., MOMMAERTS, V., HOKKANEN, H.; MENZLER–HOKKANEN, I. 2012. Multitrophic interactions: the entomovector technology, pp. 127–157. In: Arthropod–plant interactions: novel insights and approaches for IPM, progress in biological control. SMAGGHE, G.; DIAZ, I. (eds.). Springer. New York–London. 226 p.         [ Links ]

STUART, R. J.; BARBERCHECK, M. E.; GREWAL, P. S.; TAYLOR, R. A. J.; HOY, C. W. 2006. Population biology of entomopathogenic nematodes: Concepts, issues, and models. Biological Control 38: 80–102.         [ Links ]

TANADÁ, Y.; KAYA, H. K.1 993. Insect Pathology. Academic Press. Inc. San Diego, CA. 666 p.         [ Links ]

TOLEDO, M. 2002. Uso de barreras físicas para evitar la oviposición de gallina ciega (Phyllophaga spp.) en fresa. Nota técnica. Agronomía Mesoamericana 13(1): 55–58.         [ Links ]

VAN REEUWIJK, L. P. 1999. Proceduress for Soil Analysis. International Soil Referente and Information Centre. Wageningen, Netherlands. 120 p.         [ Links ]

VEGA, F. E.; DOWD, P. F.; LACEY, L. A.; PELL, J. K.; JACKSON, D. M.; KLEIN, M. G. 2000. Dissemination of beneficial microbial agents by insects, pp. 153–177. In: LACEY L. A.; KAYA, H. K. (eds.). Field manual of techniques in invertebrate pathology. Kluwer Academic. Dordrecht, The Netherlands.         [ Links ]

WOODRING, J. L.; KAYA, H. K. 1988. Steinernematidae and Heterorhabditid nematodes: A handbook of biology and techniques. Bulletin 331. Arkansas Agriculture Experiment Station, Fayeteville, Arkansas. 28 p.         [ Links ]