Contenido de osmoprotectores, ácido ascórbico y ascorbato peroxidasa en hojas de frijol sometidas a estrés por sequía*

Osmoprotectants content, ascorbic acid and ascorbate peroxidase on bean leaves under drought stress

Teresa Susana Herrera Flores^1§, Joaquín Ortíz Cereceres^2†, Adriana Delgado Alvarado³ y Jorge Alberto Acosta Galleros⁴

¹ Colegio de Postgraduados- Campus Montecillo. Carretera México-Texcoco, km 36.5. C. P. 56230. Montecillo Texcoco. Estado de México. ^§Autora para correspondencia: susyherrera75@yahoo.com.mx.

⁴ Campo Experimental Bajío (INIFAP). km 6.5. Carretera Celaya-San Miguel de Allende. C. P. 38010. Celaya, Guanajuato. Tel: 01 461 6115323. Ext.164. (acosta.jorge@inifap.gob.mx).

* Recibido: enero de 2014
Aceptado: mayo de 2014

Resumen

La acumulación de osmoprotectores en plantas que se encuentran en condiciones de estrés por sequía, le permiten contrarrestar el efecto negativo que le provoca dichas condición ambiental. En el presente trabajo se estudió la respuesta bioquímica de plantas de frijol con base en la acumulación de carbohidratos solubles, almidón, ácido ascórbico, así como la actividad de la enzima ascorbato peroxidasa, en las hojas simples y en las dos primeras hojas trifolioladas de la variedad resistente, Pinto Villa, y la susceptible a sequía Bayo Madero, ambas de raza Durango. Las plantas de ambas variedades se sometieron a tres tratamientos de humedad, riego, sequía y riego de recuperación. Con respecto a Bayo Madero, Pinto Villa mostró una mayor respuesta de tolerancia al estrés de humedad relacionada con: altas concentraciones de prolina, de ácido ascórbico y mayor actividad de la enzima ascorbato peroxidasa, ésta última en el tratamiento de sequía. En relación a la cantidad de carbohidratos solubles, Bayo Madero fue estadísticamente superior (p< 0.05) a Pinto Villa, lo cual puede indicar que estos compuestos están siendo utilizados por la planta para sintetizar otros compuestos osmoprotectores como la prolina y que pueden considerarse como indicadores importantes para clasificar especies vegetales que sobrevivan y cumplan su ciclo biológico bajo condiciones de estrés de humedad.

Palabras clave: Phaseolus vulgaris L., actividad antioxidantes, déficit de humedad, reguladores osmóticos.

The accumulation of osmoprotectants in plants that are under stress from drought, allow you to offset the negative effect that causes these environmental conditions. In this study the biochemical response of bean plants based on the accumulation of soluble carbohydrates, starch, ascorbic acid, and the activity of ascorbate peroxidase enzyme, simple leaves and the first two leaves trifoliolate of studied resistant variety, Pinto Villa, and susceptible to drought Bayo Madero, both of Durango race. Plants from two varieties were subjected to three moisture treatments, irrigation and irrigation drought recovery. Regarding Bayo Madero, Pinto Villa showed increased stress tolerance response related humidity: high concentrations of proline, ascorbic acid, and increased activity of the peroxidase enzyme ascorbate, the latter in the drying treatment. In relation to the amount of soluble carbohydrates, Bayo Madero was statistically superior (p< 0.05) to Pinto Villa, which may indicate that these compounds are being used by the plant to synthesize other compounds as osmoprotectants proline and which can be regarded as indicators important to classify plant species to survive and fulfill their life cycle under conditions of moisture stress.

Keywords: antioxidant activity, Phaseolus vulgaris L., moisture deficit, osmotic regulators.

Introducción

La sequía y la salinidad son dos importantes factores ambientales adversos que provocan estrés osmótico, teniendo un impacto negativo en el crecimiento de la planta y productividad del cultivo; para mantener estable las condiciones intracelulares en presencia de factores de estrés ambiental, muchas plantas incrementan su potencial osmótico a través de la acumulación de osmolitos intracelulares como la prolina, glicina, betaina, manitol y trehalosa (Zhu, 2002; Wang et al., 2007). Con el estrés hídrico, los tejidos vegetales generan una acumulación activa de solutos para asegurar la sobrevivencia de las plantas (Attipalli et al., 2004), uno de los principales solutos es la prolina y los azúcares solubles, cuya síntesis se ha asociado con el mantenimiento de la turgencia de los tejidos para continuar con la función celular (Ramanjulu y Sudhakar, 2000). Nayer y Reza (2008) mencionan que la disminución del almidón con la inducción de plasmólisis puede reducir el volumen del citoplasma pero la acumulación de azúcares solubles puede contrarrestar el estrés osmótico.

Se tienen evidencias de que maíz expuesto al estrés de humedad el contenido de carbohidratos se incrementó hasta 42%, debido a que un déficit de agua puede inducir un aumento en el contenido de sacarosa, glucosa y fructosa en la hoja y en algunos casos solamente se incrementa la sacarosa o la hexosa (Pelleschi et al., 1997). La sequía no sólo afecta el contenido de agua en los tejidos, sino que también induce el cierre estomático y en consecuencia ocasiona una disminución de la concentración de CO₂, de la tasa fotosintética y del crecimiento, así como de la acumulación del Dinucléotido de Nicotinamida y Adenina Fosfato Reducido (NADPH). Cuando el Dinucléotido de Nicotinamida y Adenina Fosfato Oxidado (NADP) es un factor limitante, el oxígeno actúa como un aceptor alternativo de electrones de la cadena transportadora de electrones del tilacoide, originando la formación de radicales superóxido (O^-₂) (Camarena, 2006). El radical superóxido y su producto reductor peróxido de hidrógeno (H₂O₂) son compuestos potencialmente tóxicos que al combinarse forman un radical altamente tóxico conocido como radical hidroxilo (OH) (Sairam et al., 1998), estos radicales se conocen como especies reactivas de oxígeno (EROS), provocan la peroxidación de los lípidos y por consecuencia, daño a las membranas, degradación de proteínas e inactivación de enzimas (Sairam et al., 2005), lo que induce al estrés oxidativo. Los genotipos tolerantes a la sequía presentan un sistema activo eficiente para protegerse del daño oxidativo.

Los tejidos de las plantas poseen algunas enzimas antioxidantes para contrarrestar el daño causado por las especies reactivas de oxígeno: superóxido dismutasa (SOD, EC 1.15.1.1), ascorbato peroxidasa (APX, EC 1.11.1.11) y catalasa (CAT, EC 1.11.1.6) y antioxidantes no enzimáticos como pigmentos como carotenoides y ácido ascórbico. Durante las condiciones de estrés por sequía la actividad de los antioxidantes está relacionada con bajos niveles de peroxidación de lípidos (Bowler et al., 1992). Un aumento de la capacidad metabólica de las enzimas antioxidantes puede ser parte de un sistema antioxidativo en plantas con la regulación de proteínas o la expresión de genes (Scandalios, 1993). Poco se ha podido hacer sobre el mejoramiento del frijol para adaptación a sequía, por lo que es importante analizar y establecer criterios de selección para resistencia o tolerancia a sequía, además de entender los mecanismos responsables de su respuesta a la sequía.

Con base en lo anterior se planteó evaluar el efecto del déficit hídrico sobre la concentración de osmoprotectores, ácido ascórbico y la actividad de la enzima ascorbato peroxidasa en hojas de Pinto Villa y Bayo Madero, resistente y susceptible a la sequía, respectivamente, para identificar indicadores confiables para selección por resistencia a estrés de humedad. La hipótesis fue que el estrés de humedad provocará similar concentración de osmoprotectores, prolina y sacarosa, en Pinto Villa y Bayo Madero, así como en los niveles de ácido ascórbico y la actividad de la enzima ascorbato peroxidasa.

Material vegetal

Se utilizaron dos variedades mejoradas de frijol (Phaseolus vulgaris L.) Pinto Villa, resistente a la sequía y Bayo Madero susceptible a la sequía, ambas pertenecientes a la raza Durango (Singh et al., 1991). Pinto Villa es una variedad de hábito de crecimiento indeterminado III, con tallos y ramas débiles semierectas, con guías cortas sin habilidad para trepar (CIAT, 1987). Alcanza la floración alrededor de los 43 días después de la siembra y la madurez fisiológica se presenta entre los 90 y 104 días después de la siembra (Acosta et al., 1995). Bayo Madero es de características similares en morfología y fenología, pero con hojas, vainas y granos de mayor tamaño y diferente tipo comercial que Pinto Villa (Rosales et al., 2004). El experimento se llevó a cabo en un invernadero donde se registraron temperaturas medias de 24 y 16 °C y humedades relativas de 54 y 76% para el día y la noche, respectivamente. Se utilizaron recipientes de unicel con capacidad de 0.5 y 1 kg. El sustrato fue una mezcla de "peat moss" y tierra negra (2:1) esterilizada. En los recipientes de 0.5 kg se tuvieron las plantas de ambas variedades hasta que presentaron las hojas simples, ocho días después de la siembra (dds), y en los de 1 kg las plantas se desarrollaron hasta que presentaron la 1ª hoja trifoliolada, 15 dds y 2ª hojas trifolioladas, 22 dds.

Tratamientos de sequía

Los tratamientos de humedad se definieron con base en una curva de retención de humedad del sustrato, en la que se determinaron las constantes de humedad por el método de la olla y membrana de presión, que relaciona el potencial matricial y el contenido de agua en el suelo, expresando así la distribución de los diámetros de los poros en el suelo, debido a que la retención capilar depende de su tamaño, así como la capacidad de campo (CC) y punto de marchites permanente (PMP), Castellanos et al. (2000). La humedad del sustrato de 50.7% equivalió a un potencial de agua de -0.03 MPa y 33.6% de humedad correspondió a -2 MPa. Se aplicaron tres tratamientos de humedad: riego (-0.03 MPa) durante el periodo de desarrollo de las hojas; sequía (suspensión del riego) cuando las hojas de interés llegaron a su total expansión y se mantuvieron sin riego hasta que el sustrato llegó a PMP (-2 MPa) entre los 5 y 9 días en los recipientes de 0.5 y 1 kg respectivamente; y el riego de recuperación (aplicación del riego), 24 h después se realizó el muestreo en este último. Se consideraron cinco plantas por variedad, para las determinaciones bioquímicas en los tres tipos de hojas analizadas, hojas simples, 1ª y 2ª hojas trifolioladas, en cada uno de los tratamientos de humedad.

Prolina

La extracción y determinación de prolina, se llevó a cabo por el método de Bates (1973), determinación colorimétrica en la solución. Para ello, después de la reacción con ninhidrina ácida se midió la absorbancia a 520 nm de los productos disueltos en tolueno, en un espectrofotómetro UV/VIS (Evolution 300, Thermo Electron Corporation) con una curva de calibración utilizando L-prolina (Sigma).

Los azúcares se extrajeron con etanol al 80% (v/v) y se determinaron enzimáticamente siguiendo la ruta de la glicólisis, de acuerdo con Scholes et al. (1996). Las lecturas se realizaron en un lector de microplacas Multiskan (Ascent^®, Thermo Electron Co., Finland) a 340 nm, frente a curvas patrón de glucosa, fructosa y sacarosa. Una vez extraídos los azúcares solubles de las hojas, los residuos sólidos se utilizaron para la determinación de almidón a través de la medición de glucosa.

Ácido ascórbico

La cuantificación del contenido de ácido ascórbico se realizó con el método descrito por Foyer et al. (1993) con modificaciones basadas en el método de Kampfenkel et al. (1995). La absorbancia se leyó a una longitud de onda de 265 nm en un espectrofotómetro UV/Visible (Evolution 300, Thermo Electron Corporation).

Actividad de la enzima ascorbato peroxidasa

La cuantificación de la actividad enzimática de ascorbato peroxidasa (APX: EC.1.11.1.11) se realizó por espectrofotometría (Nakano y Asada (1981) con modificaciones de Jiménez et al. (1997). La reacción se inició con la adición de peróxido de hidrógeno (H₂O₂), se registró la reducción en la absorbancia por la oxidación del ácido ascórbico a 290 nm en un espectrofotómetro UV/Visible (Evolution 300, Thermo Electron Corporation), a intervalos de 20 s, durante 5 min.

Diseño experimental y análisis estadístico empleado

Resultados y discusión

El Cuadro 1, muestra la concentración de prolina en las hojas simples, 1ª y 2ª hojas trifolioladas, en las variedades Pinto Villa y Bayo Madero, por el efecto de los tratamientos de humedad: riego, sequía y riego de recuperación. Se observan diferencias estadísticas significativas, la mayor concentración de prolina fue en la 1ª hoja trifoliolada en ambas variedades; Pinto Villa tuvo valores de 153.42 y Bayo Madero valores de 72.56 nmol g^-1 pf (peso fresco); mientras que en la 2ª hoja trifoliolada la concentración de prolina en Pinto Villa disminuyó casi a la mitad de lo observado en la 1ª hoja; en Bayo Madero la concentración de prolina también disminuyó en la 2ª hoja trifoliolada, pero en menor proporción que en Pinto Villa.

Con respecto al efecto de los tratamientos de humedad (Cuadro 1), se observaron diferencias significativas, Pinto Villa tuvo una concentración de prolina de 109.02 nmol g^-1 pf en el tratamiento de sequía, mientras que en riego de recuperación fue de 98.15 nmol g^-1 pf. En Bayo Madero en el riego de recuperación fue de 70.26 nmol g^-1 pf; en estos dos tratamientos de humedad la concentración de Prolina en Pinto Villa fue significativamente superior a la de Bayo Madero, la acumulación de este soluto se puede relacionar con una mayor capacidad de la planta para continuar con su ciclo biológico en condiciones limitantes de humedad; dichos resultados se pueden complementar con lo reportado por Harsh (2003) menciona que la acumulación de prolina, en hojas de maíz en condiciones de estrés por humedad, actúa como agente osmótico para proteger a la planta de la desecación; además de que actúa como reserva de nitrógeno, que se utiliza posteriormente durante la rehidratación (Ramanjulu y Sudhakar, 2000). La magnitud de la síntesis y acumulación de prolina depende de la presencia de carbohidratos, ya que éstos proporcionan el carbono precursor y el hidrógeno necesario para dicha síntesis en hojas de cebada (Stewart, 1978); y Larher et al. (1993) mencionan que la sacarosa tiene efecto positivo en la acumulación de la prolina.

En tres cultivares de frijol, se observó que los valores más bajos de la acumulación de prolina se dieron en el Ψ_A de -0.29 MPa en la hojas simples y en la primera hoja trifoliolada en un Ψ_A de -0.42 MPa en el cv "Dobrudjanski"; mientras que la concentración más alta se presentó en los otros dos cultivares, lo que demuestra que el ajuste osmótico es un mecanismo adaptativo importante de Phaseolus vulgaris; como respuesta al estrés de humedad. A éste respecto Zlatev (2006) menciona que las diferencias entre cultivares se debieron al mantenimiento de la turgencia que representa el estado fisiológico de los mismos. Las concentraciones de éste aminoácido varían entre y dentro de especies, por lo que en Pinto Villa indican, que es considerada como resistente al estrés hídrico, presenta una mayor acumulación de solutos en etapas más tempranas de desarrollo (primera hoja trifoliolada), con respecto a Bayo Madero (segunda hoja trifoliolada) lo cual se puede reflejar en la respuesta de tolerancia a la sequía de Pinto Villa.

La cantidad de carbohidratos solubles en las hojas no fue diferente entre variedades, la mayor concentración de carbohidratos solubles se presentó en la 1ª hoja trifoliolada de Bayo Madero (2.57 mg g^-1 pf), sin mostrar diferencias significativas con la de la variedad Pinto Villa (2.34 mg g^-1 pf). Las concentraciones disminuyeron en la segunda hoja trifoliolada en ambas variedades obteniéndose valores de 2.25 mg g^-¹ pf en Bayo Madero y 1.67 mg g^-¹ pf en Pinto Villa (Cuadro 2).

En el Cuadro 3, la concentración más alta de almidón se tuvo en la variedad Bayo Madero por efecto del riego de recuperación y sequía con valores de 0.88 y 0.76 mg g^-1 pf respectivamente, dichos valores fueron significativamente superiores a los obtenidos en Pinto Villa con valores de 0.53 y 0.42 mg g^-1 pf en los mismos tratamientos de humedad.

La cantidad de almidón, compuesto principalmente por glucosa, fructosa y sacarosa (Cuadro 3) se incrementó con el desarrollo de la planta, por lo que los valores más altos se tuvieron en la 2ª hoja trifoliolada en donde Bayo Madero tuvo 1.18 mg g^-1 pf (Cuadro 4), mientras que Pinto Villa solo alcanzó 0.69 mg g^-1 pf. Esto coincide con lo mencionado por Fischer y Holl (1991) mencionan que el incremento en la concentración de azúcares puede ser resultado de la degradación del almidón almacenado, lo que tiene una función muy importante en la acumulación de azúcares solubles en las células.

Por su parte, Sánchez et al. (2005) observaron altas concentraciones de glucosa y fructosa en la raíz y el vástago de plántulas de frijol desarrolladas en altas concentraciones de Nitrógeno (N). Medrano y Flexas (2001) mencionan que las triosas fosfato que no son utilizadas para la síntesis de sacarosa son utilizadas para producir almidón, que actúa como una sustancia de reserva de carbono. En trigo sensible a la sequía se han observado altas concentraciones de fructosa (Martin et al., 1993), mientras que Kerepesi y Galiba (2000) observaron concentraciones similares de glucosa y fructosa en plántulas de la misma especie. En relación a la dinámica de concentración de los azúcares, Wang et al. (1995) señalan que una deficiencia de agua induce un incremento en el contenido de glucosa, fructosa y sacarosa en las hojas. Zinselmeier et al. (1995) mencionan que en algunos casos solo puede ser sacarosa o solo hexosas (glucosa y fructosa) como lo indican Keller y Ludlow (1993).

La cantidad de ácido ascórbico (Cuadro 5), en Pinto Villa fue incrementando conforme los niveles de humedad en el suelo disminuyeron, pero la concentración más alta se tuvo en el tratamiento de riego de recuperación con 601.95 mmoles g^-1 pf. En Bayo Madero el comportamiento fue diferente ya que la concentración más alta se presentó con el tratamiento de sequía (393.08 mmoles g^-1 pf) y en el riego de recuperación el contenido disminuyó a 330.42 mmoles g^-1 pf.

En las hojas, la cantidad de ácido ascórbico, el valor más alto se presentó en la primera hoja trifoliolada en Pinto Villa con 683.91mmoles g^-1 pf, siendo estadísticamente superior al de Bayo Madero (229.34 mmoles g^-1 pf), mientras que Bayo Madero tuvo la concentración más alta en la segunda hoja trifoliolada de 565.54 mmoles g^-1 pf (Cuadro 6). La menor concentración de ácido ascórbico se observó en el tratamiento de riego en las dos variedades, y en el caso de sequía y riego de recuperación las concentraciones del antioxidante fueron mayores.

Las hojas simples tuvieron las concentraciones más bajas de ácido ascórbico en las dos variedades. Estos resultados son similares a los obtenidos por Bartoli et al. (1999) quienes encontraron diferencias significativas en la concentración de ácido ascórbico en hojas de trigo en suelo con Ψ_A de -2 MPa, en el que los tratamientos de sequía fueron superiores al testigo con 1990 y 2700 mmoles g^-1 pf, respectivamente. Bartoli et al., (2005) mencionan que en hojas de dos cultivares de trigo la mayor concentración de ácido ascórbico se mostró en condiciones de riego con valores de 0.014 mmoles g^-1 pf, mientras que en sequía, fue menos de la mitad que en riego, esto que demuestra la capacidad de las plantas para acumular ácido ascórbico tanto en condiciones óptimas de humedad como de estrés, dicho comportamiento está influenciado por la actividad de la enzima L-galactona-1,4-lactona dehidrogenasa (GalLDH). Con base en lo anterior, se puede señalar que Pinto Villa que se considera una variedad resistente a la sequía, la cual bajo condiciones de estrés severo tiene la capacidad de estimular la síntesis o concentración de ácido ascórbico en etapas más tempranas de desarrollo que Bayo Madero, que es una variedad susceptible.

En el Cuadro 7, se observa que la mayor actividad de la enzima ascorbato peroxidasa, se observó en el tratamiento de sequía, en el que Pinto Villa tuvo una actividad estadísticamente superior a la de Bayo Madero 0.48 y 0.35 mmoles g^-1 pf·min respectivamente.

La actividad de la enzima ascorbato peroxidasa fue mayor en la segunda hoja trifoliolada, y con diferencias significativas entre las variedades estudiadas con valores de 0.55 y 0.51 mmoles g^-1 pf·min en Pinto Villa y Bayo Madero, respectivamente; mientras que en la 1ª hoja trifoliolada y en las hojas simples la actividad de la enzima fue baja en ambas variedades (Cuadro 8).

Zlatev et al. (2006) mencionan que en tres cultivares de frijol, la actividad de las enzimas ascorbato peroxidasa, superóxido dismutasa y catalasa estuvieron involucradas en el escape de las plantas al daño por estrés oxidativo, confiriendo estabilidad a la membrana bajo condiciones de estrés de humedad, y que de acuerdo a este criterio dos de esos cultivares (Plovdiv 10 y Prelom) mostraron tolerancia y uno resultó sensible (Dobrudjanski). A su vez, la actividad de la ascorbato peroxidasa en plantas de arroz fue similar en los tratamientos de humedad (riego y sequía) y se identificaron seis diferentes isoformas de APX no desnaturalizadas en geles de acrilamida, las cuales se expresaron dependiendo del nivel de estrés en que se encontraban las plantas (Srivalli et al., 2003).

Conclusiones

La concentración más alta del aminoácido prolina se observó en la primera hoja trifoliolada en la variedad Pinto Villa en el tratamiento de sequía, mientras que en Bayo Madero la concentración de prolina fue menor, lo que puede significar que Pinto Villa tiene la capacidad de sintetizar prolina más temprano en el desarrollo de la planta y a tasas más altas que Bayo Madero y así contrarrestar el efecto de la sequía.

La concentración de carbohidratos solubles glucosa, fructosa, sacarosa y almidón, fue mayor en Bayo Madero que en Pinto Villa en la primera hoja trifoliolada, sin embargo la concentración de cada uno de ellos difirió entre las variedades y los tratamientos de humedad. El carbohidrato que se concentró en mayor cantidad en ambas variedades fue la glucosa, posiblemente debido al desdoblamiento de la sacarosa a hexosas.

Pinto Villa sintetizó y concentró mayor cantidad de ácido ascórbico en la primera hoja trifoliolada en los tratamientos de sequía y riego de recuperación con respecto a Bayo Madero, lo que también puede estar relacionado con su respuesta de adaptación a la sequía. La actividad de la enzima ascorbato peroxidasa tuvo valores similares en las dos variedades de frijol, pero en Pinto Villa fue mayor en la segunda hoja trifoliolada en los tratamientos de riego y sequía, mientras que en Bayo Madero la mayor actividad se observó en los tratamientos de sequía y riego de recuperación.

De los indicadores relacionados con el tres por sequía analizados en esta investigación se pueden considerar para identificar en etapas tempranas de desarrollo bajo condiciones de estrés por agua y tomarlos como referencias y puntos específicos de comparación en etapas de desarrollo posteriores, y así, ver si la síntesis de dichos compuestos se mantiene durante todo el ciclo del cultivo o solo en etapas específicas.

Literatura citada

Acosta, J.; Ochoa, R.; Arrieta, M.; Ibarra, F.; Pajarito, A. and Sánchez, I. 1995. Registration of Pinto Villa common bean. Crop Sci. 35:1211.         [ Links ]

Attipalli, R. R.; Kolluru, V. C. and Munusamy, V. 2004. Drought-induced responses of photosynthesis and antioxidant metabolism in higher plants. J. Plant Physiol. 161:1189-1202.         [ Links ]

Bartoli G. C.; Simontacchi, M.; Tambussi, E.; Beltrano, J.; Montaldi, E. and Punturulo, S. 1999. Drought and watering-dependent oxidative stress: effect on antioxidant content in Triticum aestivum L. leaves. J. Exp. Bot. 50(322):375-383.         [ Links ]

Bartoli G. C.; Guiamet, J. J.; Kiddle, G.; Pastori, G. M.; Di Cagno, R.; Theodoulou, F. L and Foyer C. H. 2005. Ascorbate content of wheat leaves is not determinate by maximal L-galactono-1,4-lactone dehydrogenase (GalLDH) activity under drought stress. Plant Cell Environ. 28:1073-1081.         [ Links ]

Bates L. S. 1973. Rapid determination of free proline for waterstress studies. Plant Soil. 39:205-207.         [ Links ]

Bowler, C.; Montague, M. V. and Inze, D. 1992. Superoxide dismutase and stress tolerance. Annual Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 43:83-116.         [ Links ]

Camarena, G. G. 2006. Las especies reactivas de oxígeno en defensa de las plantas contra patógenos. Revista Chapingo. Serie ciencias forestales y del ambiente. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo México. 12(1):25-35.         [ Links ]

Castellanos, J. Z.; Uvalle, B. S. X. y Aguilar, S. A. 2000. Manual de interpretación de análisis de suelos y aguas. 2ª (Ed.). Colección INCAPA. San Miguel de Allende, Guanajuato. 226 p.         [ Links ]

Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT). 1987. Morfología de la planta de frijol común Phaseolus vulgaris L. Cali, Colombia. 50 p.         [ Links ]

Fischer, C. and Holl, W. 1991. Food reserves in scots pine (Pinus sylvestris L.) I. Seasonal changes in the carbohydrate and fat reserves of pine needles. Tress. 5:187-195.         [ Links ]

Foyer, C. H. 1993. Ascorbic acid. In: Alscher, R. G. and Hess, J. L. (Eds.). Antioxidants in higher plants. Boca Raton: CRC Press. 34-58.         [ Links ]

Harsh N. 2003. Accumulation of osmolytes and osmotic adjustment in water-stressed wheat (Triticum aestivum) and maize (Zea mays) as affected by calcium and its antagonists. Environ. Exp. Bot. 50(3):253-264.         [ Links ]

Jiménez, A. J. A.; Hernández, L. A. del Río and Sevilla, F. 1997. Evidence for the presence of the ascorbato-glutathione cycle in mitoch, ondria and peroxisomes of pea leaves. Plant Physiol. 114:275-284.         [ Links ]

Kampfenkel, K. V.; Montagu, M. and Inzé, D. 1995. Effects of iron excess on Nicotiana plumbaginifolia plants. Implications to oxidative stress. Plant Physiol. 107:725-735.         [ Links ]

Keller, F. and Ludlow, M. M. 1993. Carbohydrate metabolism in drought-stressed leaves of pigeonpeas (Cajanus cajan). J. Exp. Bot. 44:1351-1359.         [ Links ]

Kerepesi, I. and Galiba, G. 2000. Osmotic and salt stress-induced alteration in soluble carbohydrate content in wheat seedlings. Crop Sci. 40:482-487.         [ Links ]

Larher, F.; Leport, L.; Petrivalsky, M. and Chappart, M. 1993. Effectors for the osmoinduced proline response in higher plants. Plant Physiol. Biochem. 31:911-922.         [ Links ]

Martin, M.; Miceli, F.; Morgan J. A.; Scalet, M. and Zerbi, G. 1993. Synthesis of osmotically active substrates in winter wheat leaves as related to drought resistance of different genotypes. J. Agric. Crop Res. 171:176-184.         [ Links ]

Medrano, H. and Flexas, J. 2001. Fijación del dióxido de carbono y biosíntesis de fotoasimilados. In: fundamentos de fisiología vegetal. Azcón-Bieto, J. y Talón, M. (Eds.). McGraw-Hill Interamericana. Madrid, España. 173-185.         [ Links ]

Mora, H. M. E. 2007. Estrés oxidativo, respuesta antioxidante y tolerancia a baja temperatura en microplantas de Solanum tuberosum L. Tesis de Doctora en Ciencias. Facultad de Ciencias. Universidad Nacional Autónoma de México. México, D. F. 142 p.         [ Links ]

Nakano, Y. and Asada, K. 1981. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplast. Plant Cell Physiol. 22(5):867-880.         [ Links ]

Nayer, M. and Reza, H. 2008. Drought-induced accumulation of soluble sugars and proline in two maize varieties. World Appl. Sci. J. 3(3):448-453.         [ Links ]

Pastori, G. M. and Foyer, C. H. 2002. Common components, networks, and Phatways of cross-tolerance to stress. The central role of "Redox" and abscisic acid-mediated controls. Plant Physiol. 129:460-468.         [ Links ]

Pelleschi, S. J. P. Rocher and Prioul, J. L. 1997. Plant Cell Environ. 20:493-503.         [ Links ]

Ramanjulu, S. and Sudhakar, C. 2000. Proline metabolism during dehydration in two mulberry genotypes with contrasting drought tolerance. J. Plant Physiol. 157:81-85.         [ Links ]

Rosales, R.; Acosta, J. A.; Muruaga, J. S.; Hernández, J. M. y Esquivel, G 2004. Variedades mejoradas de frijol del Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (SAGARPA)- Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. (INIFAP)-Centro de Investigación Regional Región Centro (CIRCE). Libro técnico Núm. 6. Campo Experimental Valle de México, Chapingo. 148 p.         [ Links ]

Sairam, R. K.; Deshmukh, P. S. and Saxena, D. C. 1998. Role of antioxidant systems in wheat genotypes tolerance to water stress. Biol. Plantarum. 41:387-394.         [ Links ]

Sairam R. K.; Srivastava, G. C.; Agarwal, S. and Meena, R. C. 2005. Differences in antioxidant activity in response to salinity stress in tolerant and susceptible wheat genotypes wheat genotypes. Biol. Plantarum. 49:85-91.         [ Links ]

Sánchez, E.; Soto, J. M.; Núñez, A.; Ruiz, J. M. and Romero, L. 2005. Biosynthesis of non-structural carbohydrates and their distribution in green bean plants (Phaseolus vulgaris L. cv Strike): deficiency vs toxicity of nitrogen. Rev. Fitotec. Mex. 28(1):55-61.         [ Links ]

Scandalios J. G. 1993. Oxigen stress and superoxide dismutase. Plant Physiol. 101:7-12.         [ Links ]

Scholes, J.; Bundock, N.; Wilde, R. and Rolfe, S. 1996. The impact of reduced vacuolar invertase activity on the photosynthetic and carbohydrate metabolism of tomato. Planta. 200:265-272.         [ Links ]

Singh, S. P.; Gepts, P. and Debouck, D. G. 1991. Races of common bean (Phaseolus vulgaris, Fabaceae). Econ. Bot. 45(3):379-396.         [ Links ]

Srivalli, B.; Sharma, G. and Khanna, C. R. 2003. Antioxidative defense system in an upland rice cultivar subjected to increasing intensity of water stress followed by recovery. Physiol. Plantarum. 119:503-512.         [ Links ]

Stewart, C. R. 1978. Role of carbohydrates in proline accumulation in wilted barley leaves. Plant Physiol. 61:775-778.         [ Links ]

Wang, Z.; Quebedeaux, B. and Stutte, G. W. 1995. Osmotic adjustment: effect of water stress on carbohydrates in leaves, stems and roots of apple. Australian J. Plant Physiol. 22:747-754.         [ Links ]

Wang Z. Q.; Yuan, Y. Z.; Ou, J. Q.; Lin, Q. H. and Zhang, C. F. 2007. Glutamine synthetase and glutamate dehydrogenase contribute differentially to proline accumulation in leaves of wheat (Triticum aestivum) seedlings exposed to different salinity. J. Plant Physiol. 164:695-701.         [ Links ]

Zinselmeier, C.; Wesgate, M. E.; Schussler, J. R. and Jones R. J. 1995. Low water potential disrupts carbohydrate metabolism in maize (Zea mays L.) ovaries. Plant Physiol. 107:385-391.         [ Links ]

Zlatev, Z. S. 2006. Effects of water stress on leaf water relations of young bean plants. J. Center Eur. Agric. 6(1):5-14.         [ Links ]

Zhu, J. K. 2002. Salt and drought stress signal transduction in plants. Ann. Rev. Plant Biol. 2002:53:247-73.         [ Links ]