INTRODUCCIÓN

Se denomina microbiota a la población, residente o transitoria, de microorganismos y virus que viven en los epitelios de los animales, creando un ecosistema (^{Pascale et al., 2018}). En este ecosistema los procariontes (bacterias principalmente, aunque también hay arqueas) son los organismos más abundantes. Generalmente, estos microorganismos viven en un estado de simbiosis con el hospedador. Por otro lado, el desbalance del ambiente y del sistema inmune puede desencadenar efectos negativos sobre la salud de los hospedadores, además algunos microorganismos de la microbiota pueden tornarse patógenos (^{Maynard et al., 2012}; ^{Belkaid et al., 2013}). En rumiantes es bien conocido el papel de la microbiota ruminal en la digestión de la celulosa, lo que permite la obtención de energía para estos animales (^{Henderson et al. 2015}).

Se ha determinado que la microbiota vaginal (MV) en rumiantes varía conforme el estado fisiológico/reproductivo, ciclo estral y en menor medida por la raza (^{Giannattasio-Ferraz et al., 2019}; ^{Manes et al., 2018}). En ovinos y caprinos el análisis de la MV ha cobrado relevancia en los últimos años, debido al uso de tecnologías reproductivas (uso de progestágenos, prostaglandinas y gonadotropinas), principalmente en la ganadería intensiva(^{Suárez et al., 2006}; ^{Martins et al., 2009}; ^{Penna et al., 2013}; ^{Oliveira et al., 2013}; ^{Manes et al., 2013}; ^{Manes et al., 2018}). Se conoce parcialmente la composición de la MV en cabras; se ha reportado que está compuesta principalmente por bacterias Gram positivas (GP) y en menor medida por Gram negativas (GN) (^{Manes et al., 2013}). En cabras el cambio en la composición de la MV por el uso de dispositivos vaginales que contienen progestágenos se ha vinculado con vaginitis y con infertilidad (^{Penna et al., 2013}).

En México la producción caprina está ligada a las clases sociales con ingresos económicos bajos, siguiendo un modelo primordialmente de subsistencia (^{Pinos-Rodríguez et al., 2015}). En Tamaulipas, México, la producción caprina está dirigida a la producción de cabrito destetado de 21 días de edad. El tipo de producción característico del noreste mexicano es un sistema extensivo dependiente de recursos naturales de la región (^{Alva-Pérez et al., 2019}). Aunque las cabras son animales rústicos, adaptables a diferentes condiciones ambientales, los problemas en la fertilidad y concepción de las cabras son comunes en la producción (^{Salinas-González et al., 2016}). El conocimiento de la MV en cabras criollas puede poner de manifiesto la población bacteriana oportunista, misma que pudiera desencadenar vaginitis clínicas y subclínicas. Este conocimiento puede sentar las bases para determinar el grado de participación de las infecciones del sistema reproductor en los problemas de producción en cabras. Aunado a ello, el conocimiento del perfil de susceptibilidad a quimioterapéuticos de las bacterias que conforman la MV contribuye a mejorar el tratamiento de estas infecciones.

MATERIAL Y MÉTODOS

Manejo animal y sitio de muestreo. El presente trabajo se llevó a cabo en el municipio de Jaumave, Tamaulipas localizado entre los paralelos 23º 53´ y 23º 04´ latitud norte, y los meridianos 99º 41´ y 99º 10´ longitud oeste, con una altura de 735 msnm promedio. La orografía es principalmente montañosa, con un clima semiseco semicálido con lluvias en verano (^{INEGI, 2010}). El inventario caprino en este municipio reportado en el año 2018 fue de 3,931 cabezas (^{SIAP, 2019}). Se muestrearon cinco unidades de producción (UP) durante junio de 2019. En cada UP se tomaron 10 muestras, a excepción de la última en dónde se tomaron 11 muestras, para un total de 51 muestras de hisopados vaginales. Los hatos caprinos presentan una población que mezcla varias razas (población criolla), con encastes predominantes de Boer, Alpino, Nubia y Toggenbourgh (^{Alva-Pérez et al., 2019}). El criterio de inclusión fue hembras sanas y en edad reproductiva (2 a 4 años). El criterio de exclusión fue hembras enfermas o gestantes. El muestreo fue realizado bajo estándares éticos de bienestar animal, y fue autorizado por el Comité de Bioética y Bienestar Animal de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Autónoma de Tamaulipas (oficio número CBBA_19_05).

Obtención de muestras y procesamiento. En las hembras seleccionadas se realizó restricción física momentánea con el mínimo estrés posible, para insertar un hisopo estéril en el vestíbulo vaginal. Los hisopos fueron frotados suavemente sobre las paredes de la mucosa vaginal para posteriormente ser colocados en medio de transporte estéril (Dehydrated culture media: transport medium amies; BD Difco, Maryland EU). Los hisopos se conservaron en refrigeración hasta su procesamiento en un periodo no mayor a 12 horas. Todo el procesamiento bacteriológico de las muestras fue llevado a cabo en el Laboratorio de Diagnóstico de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Autónoma de Tamaulipas. Para el aislamiento e identificación de los microorganismos los hisopos fueron sembrados en agar sangre (Base agar sangre; Becton Dickinson-Bioxon, Querétaro México) y agar tripticaseína de soja (BD Difco, Maryland EU). Las muestras fueron incubadas en condiciones de aerobiosis, 37º C durante 24 a 48 horas.

Los diferentes aislamientos fueron identificados tanto macroscópicamente (morfología colonial, producción de pigmento y hemólisis) como microscópicamente (tinción de Gram). La identificación bacteriana final se logró a través de las siguientes pruebas bioquímicas: catalasa (Peróxido de hidrógeno; Merck, Darmstadt Alemania), oxidasa (n, n, n´, n´-tetrametil-1,4-fenilendiamina, Biomerieux México, Estado de México), rojo de metilo-Voges Proskauer (Becton Dickinson Bioxon, Querétaro México), reducción de nitratos (BD Difco, Maryland EU), ureasa (Caldo urea; Becton Dickinson-Bioxon, Querétaro México), indol, ácido sulfhídrico y motilidad (medio SIM; Dibico, Estado de México México), crecimiento en agar McConkey (BD Difco, Maryland EU), triple azúcar hierro (Agar de hierro y triple azúcar, Becton Dickinson-Bioxon, Querétaro México), citrato (BBL Simmons Citrate Agar; Becton Dickinson, Le Point de Claix Francia) y utilización de los siguientes carbohidratos: maltosa, manitol, xilosa, lactosa y sorbitol (todos de Becton Dickinson Bioxon, Querétaro México, preparados con rojo fenol, caldo base rojo de fenol BD Difco, Maryland EU). La identificación se realizó siguiendo los estándares del manual de identificación bacteriana de Cowan y Steel (^{Barrow y Feltman, 2004}).

Susceptibilidad a quimioterapéuticos. Los aislamientos fueron evaluados en diferentes antibióticos, a través del método de difusión en disco (^{Humphries et al. 2018}). Brevemente se describe a continuación. Se seleccionaron 3 UFC de cada aislamiento en cultivo puro, mismas que fueron sembradas en caldo tripticaseína de soya (BD Difco, Maryland EU) e incubadas a 37º C en agitación (200 rpm). El tiempo de incubación varió para cada aislamiento, hasta obtener un inóculo equivalente al estándar 0.5 McFarland (0.05 ml de 1% de BaCl2 [Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri Estados Unidos] y 9.95 ml de 1% de H2SO4 [Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri Estados Unidos]) de turbidez, correspondiente a 1 a 2 × 10⁶ UFC/ml en bacterias GP y 5 × 10⁸ UFC/ml en bacterias GN. Se sembró 1ml de cada aislamiento en agar Müller-Hinton (MH, BD Difco, Marylando EU). Los siguientes sensidiscos (Investigación Diagnóstica; Ciudad de México, México) fueron utilizados: ampicilina (10 µg, Staphylococcus spp.: fenotipo resistente (FR): < 28 mm; fenotipo susceptible (FS): > 29 mm; otros géneros bacterianos: FR: < 21 mm; FS: > 22 mm), cefalotina (30 µg, FR: < 14 mm, FS: > 15 mm), cefotaxima (30 µg, FR: < 14 mm, FS: > 15 mm), ciprofloxacino (5 µg, FR: < 15 mm, FS: > 16 mm), clindamicina (30 µg, FR:< 14 mm, FS: > 15 mm), dicloxacilina (1 µg, FR: < 10 mm, FS: > 11 mm), eritromicina (15µg, FR: < 13 mm, FS: > 14 mm), gentamicina (10 µg, FR: < 12 mm, FS: > 13 mm), penicilina (10 U, Staphylococcus spp.: FR: < 28 mm, FS: > 29 mm, otros géneros GP: FR: < 14 mm; FS: > 15 mm), sulfametoxazol-trimetroprim (25 µg, FR: < 10 mm, FS: > 11 mm), tetraciclina (30 µg, FR: < 14 mm, FS: > 15 mm), vancomicina (30 µg, FR: < 14 mm, FS: > 15 mm), cloranfenicol (30 µg, FR: < 12 mm, FS: > 13 mm), carbenicilina (100 µg, FR: < 18 mm, FS: > 19 mm), netilmicina (30 µg, FR: < 12 mm, FS: > 13 mm), nitrofurantoína (300 µg, FR: < 14 mm, FS: > 15 mm), norfloxacino (100 µg, FR: < 18 mm, FS: > 19 mm) y amikacina (30 µg, FR: < 14 mm, FS: > 15 mm). Los quimioterapéuticos clindamicina, dicloxacilina, eritromicina, penicilina, tetraciclina y vancomicina fueron probados únicamente en aislamientos GP; mientras que cloranfenicol, carbenicilina, netilmicina, nitrofurantoína, norfloxacino y amikacina se probaron únicamente en aislamientos GN. Las zonas de inhibición en cada sensidisco se midieron con una regla después de 16 a 18 h de incubación a 37º C. Los aislamientos con una susceptibilidad intermedia se consideraron resistentes, ya que estas poblaciones bacterianas presentan subpoblaciones de bacterias resistentes que transmitirán este fenotipo a las bacterias susceptibles (^{Hombach et al. 2013}; ^{Maurer et al. 2014}).

Análisis estadístico. Los resultados de identificación bacteriana de las diferentes muestras se presentan a través de estadística descriptiva y tablas de frecuencia. Para los resultados de la prueba de susceptibilidad a quimioterapéuticos se construyeron tablas de contingencia con la prueba de chi cuadrada con un nivel de significancia de P < 0.05 mediante el procedimiento de PROC FREQ del programa SAS (2002, v9.0. SAS Institute Inc., Cary, NC., USA) para conocer los porcentajes de resistencia. Además, se realizó un análisis de varianza en un modelo lineal generalizado usando el PROC GLM y la prueba de diferencia mínima significativa (LSD, prueba exacta de Fisher) para la comparación del perfil de resistencia entre antibióticos con una P < 0.05. Para este análisis se realizó la conversión de los valores porcentuales en valores en un rango de 0 a 1.

RESULTADOS

Aislamiento e identificación bacteriana. De las 51 muestras únicamente 21 (41.2%) resultaron positivas al aislamiento bacteriológico. De estas 21 muestras se aislaron e identificaron 32 bacterias (Cuadro 1).

Susceptibilidad a quimioterapéuticos. En el análisis del perfil de resistencia antimicrobiana para las bacterias GP es de notar que todas los aislados fueron resistentes a eritromicina y tetraciclina (Cuadro 2). Los aislados de Staphylococcus spp. tuvieron un porcentaje general de resistencia de 87.5% (χ²= 18.51, p=0.0704), siendo la penicilina el antibiótico con menor resistencia (70%). Los dos aislamientos de S. chromogenes tuvieron la menor resistencia entre los antibióticos probados (70.8%), sin diferencia entre ellos (χ²= 16.73, p=0.1158). Los aislamientos de C. renale, S. xylosus y Streptococcus spp. tuvieron porcentajes de resistencia de 83.3% (χ²= 12.0, p=0.3636), 91.7% (χ²= 12.0, p=0.3636) y 83.3% (χ²= 12.0, p=0.3636), respectivamente. Por otro lado, los aislamientos del género Aerococcus spp. (resistencia 80.9%) mostraron una resistencia menor contra dicloxacilina (28.6%, χ²= 22.85, p=0.0185), en comparación con los demás antibióticos. Así mismo, los aislamientos de C. jeikeium mostraron un menor porcentaje de resistencia ante cefotaxima y ampicilina (20% y 40%, respectivamente χ²= 34.9, p<0.001) en contraste con los demás antibióticos. Para estas bacterias la resistencia fue de 85%. Bajo las condiciones de este trabajo los aislamientos GP tuvieron un perfil de resistencia de 83.2%.

Para las enterobacterias (aislamientos GN) el porcentaje general de resistencia fue del 95%, la mayoría de los antibióticos probados tuvieron una resistencia del 100%, a excepción de ciprofloxacina (60%) y nitrofurantoína (80%), cuyas resistencias fueron menores al resto de los antibióticos (p < 0.05, cuadro 3).

La comparación entre los perfiles de resistencia muestra que dicloxacilina tuvo mayor efectividad entre las bacterias GP (0.59, Cuadro 3), similar al perfil de resistencia de ampicilina (0.63) y cefotaxima (0.77). El promedio general de resistencia para los antibióticos probados contra bacterias GP fue de 0.84, mientras que el promedio general de resistencia de los antibióticos probados contra bacterias GN fue de 0.95.

DISCUSIÓN

CONCLUSIÓN

La MV aerobia de las cabras criollas del municipio de Jaumave, Tamaulipas está compuesta principalmente por bacterias GP (población representada principalmente por el género Staphylococcus spp) y en menor medida por bacterias GN (Escherichia coli). El aislamiento bacteriológico de los hisopados vaginales representó el 41.2% de las muestras, indicando que otro tipo de bacterias (nutricionalmente exigentes) pudieran estar formando parte de la MV. La MV aerobia GP encontrada demostró ser altamente resistente a eritromicina, tetraciclina y vancomicina, mientras que los aislamientos GN fueron resistentes a la mayoría de los quimioterapéuticos evaluados, a excepción de criprofloxacina y nitrofurantoína (con un perfil de resistencia del 60% y 80%, respectivamente). El alto porcentaje de resistencia encontrada en este trabajo pone de manifiesto la importancia de un uso responsable de antibióticos en la producción caprina extensiva.