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Introducción
En la agricultura convencional las aplicaciones de fertilizantes químicos en un tiempo prolongado pueden ocasionar la acidificación, desbalance nutrimental, reducción en la capacidad de intercambio catiónico, acumulación de sales, pérdida de materia orgánica y microorganismos benéficos del suelo (Bobul’ská et al. 2015, Matocha et al. 2016, Sarma et al. 2017). La incorporación de residuos orgánicos es una alternativa como suministro de nitrógeno (N), debido a que pueden suministrar N mineral fácilmente disponible por efecto de la mineralización y N orgánico que contribuye a nutrientes residuales en el suelo a largo plazo (Gutser et al. 2005, Cavallí et al. 2017).
Los abonos orgánicos mejoran el crecimiento de las plantas y pueden reducir la necesidad de fertilizantes minerales (Mohanty et al. 2011), lo que reduce los costos para los agricultores, restauran y recuperan los suelos degradados manteniendo la materia orgánica y la fertilidad del suelo para la producción agrícola (Tejada et al. 2009). Las aplicaciones de abonos orgánicos influyen en la mineralización e inmovilización del carbono (C) y N de la materia orgánica del suelo, para apoyar la productividad de los cultivos y mantener la calidad del suelo (Mohanty et al. 2013).
Factores como la especie animal y la alimentación modifican el contenido nutrimental en los estiércoles, y con ello se presenta una amplia variabilidad (Soliva y Felipó 2003). A pesar de que los abonos orgánicos contienen una concentración baja de nutrientes en comparación con los fertilizantes químicos, la disponibilidad podría ser más constante durante el desarrollo del cultivo debido a la mineralización gradual que ocurre en los materiales orgánicos en función de la textura y aporte de carbono orgánico (Figueroa y Cueto 2003, Soliva et al. 2004, Vázquez et al. 2011).
La relación entre el contenido de humedad en el suelo y la tasa de mineralización del C-CO2 varían en función de la clase textural del suelo (Vincent et al. 2006) y de factores edáficos como el espacio poroso total y la densidad aparente (Thomsen et al. 1999). Por otra parte, el contenido de humedad y la temperatura son considerados factores que afectan la velocidad y tasa de mineralización del carbono del suelo (Davidson y Janssens 2006, Cook y Orchard 2008) y los principales promotores de la actividad microbiana del suelo en ecosistemas (Jassal et al. 2008, Liu et al. 2009).
La descomposición de la materia orgánica es un proceso dinámico mediado por organismos heterótrofos, acompañado por la emisión de hasta 70% de C-CO2, resultado del metabolismo de hongos, bacterias y actinomicetos, así como las raíces de la planta (Havlin et al. 2005). Durante las etapas iniciales de la descomposición de los materiales recien temente incorporados se registra un rápido aumento en la actividad microbiana (Vincent et al. 2006) y de la actividad enzimática (Liu et al. 2009). Mediante esta actividad metabólica se mineraliza la fracción lábil, lo que aporta cantidades significativas de CO2 a la atmósfera (Pérez et al. 1998).
La calidad de los abonos orgánicos está en función del contenido de carbono, nitrógeno, hemicelulosa, celulosa, lignina (Sánchez et al. 2008, Masunga et al. 2016), del pH y la conductividad eléctrica debido al contenido de sales solubles (Davidson y Janssens 2006). La aplicación de niveles apropiados de estos abonos es de interés para el diseño de sistemas agrícolas sustentables (FAO 2017, Sarma et al. 2017). Ante esto, es de importancia estimar la dosis de aplicación en función del requerimiento nutrimental del cultivo a establecer (Figueroa y Cueto 2003). La cuantificación del desprendimiento de C-CO2 es un parámetro relacionado con la proporción de abonos (Cook y Orchard 2008) y provee una medición integral de la respiración edáfica basal (García y Rivero 2008), lo que genera un indicador de la tasa de mineralización del carbono orgánico (Pérez et al. 1998). Por lo anterior el objetivo fue conocer el efecto de la incorporación de tres abonos orgánicos sobre las características físicas y químicas del suelo.
Materiales y métodos
El estudio se realizó en el Campo Experimental del Colegio de Postgraduados, Campus Montecillo, Estado de México (19° 28’ 2.07” LN y 98° 54’ 1.71” LO, 2215 msnm), de mayo a junio de 2015. El clima de la zona es templado Bs 1 kwe (w) (i’) g, con una precipitación media anual de 625 mm y régimen de lluvias en los meses de mayo a agosto con tem peratura media anual de 16 o C. La clase textural del suelo utilizado es franco arcillo-arenoso con densidad aparente de 1.2 g cm-3.
Tratamientos y conducción del experimento
Como tratamientos se utilizó estiércol caprino (EC), estiércol bovino (EB), gallinaza (EG) y como referencia el suelo sin aplicación de abono; considerando los niveles de materia orgánica de 2.5 y 5%, se incorporaron 4.5 y 9.0 kg m-2 a profundidad de 30 cm. Las características químicas del suelo y los abonos orgánicos se muestran en el Tabla 1. Los siete tratamientos generados se distribuyeron en un diseño de bloques completos al azar, con cuatro repeticiones. Las unidades experimentales consistieron en parcelas de 3 m de longitud por 3 m de ancho.
Tabla 1: Características físicas y químicas del suelo y abonos orgánicos utilizados.
| Materiales | pH | CE | Da | CC | PMP | C | N |
| dS m-1 | g cm3 | - - - % - - - | - - - - - - - - g kg-1 - - - - - - - - | ||||
| Suelo (P15) | 7.6 | 0.9 | 1.2 | 19.7 | 9.9 | 9.9 | 1.2 |
| Suelo (P30) | 7.7 | 0.8 | 1.7 | 19.2 | 9.8 | 10.4 | 1.0 |
| EC | 7.5 | 2.5 | 251.6 | 17.7 | |||
| EB | 7.6 | 3.8 | 398.4 | 32.3 | |||
| EG | 5.4 | 4.4 | 486.0 | 13.4 | |||
EC: estiércol caprino, Eb: estiércol bovino, EG: gallinaza, S = suelo. CV = coeficiente de variación. P15 Profundidad de 0 a 15 cm. P30 Profundidad de 15 a 30 cm.
Muestreo y análisis de suelo
Al inicio y final del experimento se tomaron muestras de suelo compuestas de 10 submuestras, obtenidas a profundidades de 0 a 15 cm y de 15 a 30 cm en cada unidad experimental. Las muestras se deshidrataron a temperatura de 40 a 50 °C, por 2 días y se tamizaron con un tamiz de 2 mm. Para luego determinar: capacidad de campo, punto de marchitez permanente, densidad aparente, contenido de C orgánico, nitrógeno total, pH y conductividad eléctrica (SEMARNAT 2002).
Mineralización del C-CO2 por incubación en laboratorio
La cuantificación de la liberación de C-CO2 se determinó a temperatura ambiente mediante el método de incubación descrito por Anderson (1984). Se utilizaron 100 g de suelo de cada unidad experimental, los cuales se transfirieron a frascos de vidrio de 250 mL sellados de forma hermética. Cada tratamiento se humedeció al 30% con base en peso seco, considerando tres repeticiones. Para cuantificar el C-CO2 se utilizó NaOH 1N donde el CO2 liberado se precipitó con BaCl2 al 2% y la titulación se realizó con HCL 1N. El suministro del agua perdida por evaporación se realizó con base en la pérdida de peso, que se mantuvo constante hasta el final del experimento. Se consideraron muestras blanco para controlar la presencia de CO2 (Anderson 1982).
Tanto la liberación como la tasa de mineralización del C-CO2 se determinaron durante 95 días de junio a septiembre de 2015. La tasa de mineralización del C orgánico se calculó con base en los porcentajes que representan las cantidades acumuladas de C orgánico desprendido como C-CO2, con respecto al contenido inicial de C orgánico de las muestras.
Análisis estadístico
Los resultados se sometieron a un análisis de varianza y prueba de Tukey (p > 0.05), empleando el paquete estadístico SAS 9.0. Para la acumulación de C-CO2 se generaron modelos de regresión, en función del tiempo de incubación, dosis de abono y profundidad. El modelo se estimó con el método descrito por Volke (2008), el cual consiste en especificar un modelo inicial con una o pocas variables, a partir de la relación gráfica entre las variables respuesta y los factores de estudio, e ir incorporando variables al modelo, con base en la relación gráfica entre los residuos y los factores aún no incluidos en el modelo que muestran alguna tendencia de respuesta, hasta obtener un modelo con menor cuadrado medio del error (CME). Los modelos de regresión se obtuvieron con el paquete SAS 8.2 para Windows, y las gráficas, en función del tiempo de incubación, dosis de abono y profundidad, se generaron con los valores estimados por los modelos.
Resultados
Se observó efecto significativo en las variables de pH, CE, Da, CO y NT, no así para la capacidad de retención de agua (Tabla 2). A profundidad de 0 a 15 cm, el pH incrementó por la adición de abonos orgánicos, con mayores efectos con la aplicación de EB, seguido de EC y EG, y con la dosis de 4.5 kg m-2, mientras que en la profundidad de 15 a 30 cm, los cambios fueron menores.
Tabla 2: Valores correspondientes a: pH, conductividad eléctrica (CE), densidad aparente (Da), capacidad de campo (CC), punto de marchitez permanente (PMP), carbono orgánico (C-O) y nitrógeno total (NT) a dos profundidades (Pr).
| Pr | Ab | D | pH | CE | Da | CC | PMP | C-O | NT |
| dS m-1 | g cm-3 | - - - - - - - - - - % - - - - - - - - - | |||||||
| 1P15 | EC | 4.5 | 7.9 abc | 4.4 ab | 1.46 b | 27.4 a | 10.9 ab | 1.71 b | 0.18 ab |
| 9.0 | 7.8 bc | 5.1 a | 1.50 b | 21.9 a | 13.1 ab | 1.66 b | 0.18 ab | ||
| EB | 4.5 | 8.2 a | 5.2 a | 1.49 b | 22.9 a | 12.6 ab | 2.70 a | 0.21 a | |
| 9.0 | 8.2 ab | 6.8 a | 1.68 b | 23.7 a | 13.6 a | 2.91 a | 0.20 ab | ||
| EG | 4.5 | 7.7 c | 2.4 bc | 1.52 b | 20.0 a | 10.6 ab | 1.56 b | 0.14 bc | |
| 9.0 | 7.8 bc | 4.9 ab | 1.38 b | 22.7 a | 12.5 ab | 1.67 b | 0.17 ab | ||
| S | 7.6 c | 0.9 d | 1.20 a | 19.7 a | 9.9 b | 0.99 c | 0.12 bc | ||
| zP30 | EC | 4.5 | 7.8 bc | 1.4 d | 1.44 b | 19.4 a | 11.2 ab | 1.41 b | 0.11 cd |
| 9.0 | 7.6 c | 1.5 d | 1.51 b | 21.9 a | 11.6 ab | 0.96 b | 0.08 d | ||
| EB | 4.5 | 7.8 bc | 2.1 cd | 1.47 b | 19.6 a | 10.3 ab | 1.40 b | 0.13 bc | |
| 9.0 | 7.8 bc | 1.7 d | 1.47 b | 19.4 a | 10.2 ab | 1.27 b | 0.12 bc | ||
| EG | 4.5 | 7.8 bc | 0.9 d | 1.44 b | 18.6 a | 9.9 b | 1.09 b | 0.11 bc | |
| 9.0 | 7.8 bc | 2.0 cd | 1.46 b | 21.4 a | 12.0 ab | 1.35 b | 0.12 bc | ||
| S | 7.7 c | 0.8 d | 1.75 a | 19.2 a | 9.8 b | 1.04 b | 0.10 cd | ||
| CV (%) | 1.7 | 29.6 | 11.8 | 21.6 | 10.5 | 17.4 | 19.2 | ||
EC: estiércol caprino, Eb: estiércol bovino, EG: gallinaza, S = suelo. CV = coeficiente de variación. 1Profundidad de 0 a 15 cm2. Profundidad de 15 a 30 cm. Medias con letras iguales dentro de cada columna no difieren estadísticamente (Tukey, p ≤ 0.05).
La CE inicial del suelo fue de 0.9 y 0.8 en las dos profundidades, se observaron mayores incre mentos cuando las dosis de abono fueron de 9.0 kg m-2 en el primer estrato, con EB seguido de EC y EG. Se observaron situaciones similares para el estrato de 15 a 30 cm. La densidad aparente del suelo se redujo significativamente, por efecto de la incorporación de los abonos orgánicos, desde un valor inicial del suelo de 1.7 hasta 1.20 g cm-3, siendo más notorio para la profundidad de 0 a 15 cm. Este cambio representa un incremento en la porosidad total de 35.9% para el suelo control y de 54.8% con la incorporación de EB.
Se registró un incremento en el contenido de humedad correspondiente a CC con la incorporación de abonos orgánicos de 19.7 a 23.15% y de 9.9 a 12.16% para el contenido de humedad correspondiente al punto de marchites permanente (PMP), considerando el suelo control y EB, respectivamente a la profundidad de 0 a 15 cm. El incremento correspondiente al PMP fue de 9.9 y 9.8%, hasta 13.6 y 10.2% en ambos estratos con 9 kg m-2 de EB. La capacidad de retención de agua del suelo, se afectó principalmente a menor tensión y pudo atribuirse al efecto del mezclado de la fracción orgánica con la matriz mineral del suelo sobre la macroporosidad. En comparación al valor base de la CC en el primer estrato, el incremento con EG y EB fue de 27 y 11%, y en el segundo estrato, EC y EG en 45 y 25%, en ambos casos con la dosis de 9.0 kg m-2.
Se observaron cambios en el contenido de carbono orgánico al incorporar los abonos, con efectos significativos en el primer estrato: El efecto más notable en todos los casos, fue con las dosis de 9.0 kg m-2, y EB seguido de EC y EG. El contenido de NT se incrementó ligeramente en todas las aplicaciones de abono, siguiendo la misma tendencia que en carbono orgánico (C-O).
La tasa relativa de mineralización (TRM) fue mayor en el primer estrato. Con EB se obtuvieron valores de 34 y 27% al final del ciclo de incubación, en tanto que con EG fue de 15 y 12%, en comparación con suelo (7%). Para la profundidad de 15 a 30 cm, solo EB con 4.5 kg m-2 presentó la mayor TRM con 22%. Los tratamientos restantes presentaron valores entre 12 y 16%, mientras que en el suelo fue de 8% (Figura 1 y 2).
Figura 1: Emisión de C-CO2 del suelo en función de los abonos orgánicos aplicados (C2.5 = caprino 2.5%; C5 = caprino 5%; B2.5 = bovino 2.5%; B5 = bovino 5%; G2.5 = gallinaza 2.5%; G5 = gallinaza 5%; S = suelo), a dos profundidades.
Figura 2 Tasa relativa de mineralización de C-CO2 del suelo en función de los abonos orgánicos aplicados (C2.5 = caprino 2.5%; C5 = caprino 5%; B2.5 = bovino 2.5%; B5 = bovino 5%; G2.5 = gallinaza 2.5%; G5 = gallinaza 5%; S = suelo), a dos profundidades, durante 95 días de incubación.
Los modelos de regresión para la acumulación de C-CO2 se observan en el Tabla 3. En el primer estrato, la emisión de C-CO2 del suelo inicial fue de 10 mg C-CO2 kg-1. Con estiércol caprino fue de 39 y 16 mg C-CO2 kg-1, con 4.5 y 9.0 kg m-2; en tanto con EB y EG fue 73 y 102, y de 15 y 141 mg C-CO2 kg-1, respectivamente (Figura 4). En el segundo estrato la liberación se redujo, por efecto de inmovilización del carbono, con EG a ambas dosis, mientras que en las aplicaciones restantes la liberación de C-CO2 fue baja. Para los dos estratos estudiados, al final del experimento el total de C-CO2 fue de 283 y 200 mg C-CO2 kg-1, existiendo diferencias con la mayor dosis del abono cuyas tasas de liberación de C-CO2 fueron mayores con 9.0 kg m-2 y EB seguido de EG y EC (Figura 3 y 4).
Tabla 3: Modelos de regresión para la acumulación de C-CO2 en función de los factores en estudio.
| Modelo de regresión | R2 | |
| P15 | ||
| ACEC = 58.07 + 3.70 d - 0.010 d2 - 5.07 D | 0.925 | |
| ACEB = 28.77 + 14.78 d - 0.063 d2 + 6.46 D | 0.986 | |
| ACEG = -118.56 + 6.71 d - 0.030 d2 + 28.15 D | 0.922 | |
| ACS = 5.58 + 4.15 d - 0.013 d2 | 0.921 | |
| P30 | ||
| ACEC = 24.60 + 4.57 d - 0.017 d2 - 0.55 D | 0.963 | |
| ACEB = 65.92 + 4.82 d - 0.010 d2 - 6.68 D | 0.952 | |
| ACEG = -35.03 + 3.88 d - 0.011 d2 + 10.73 D | 0.888 | |
| ACS = 26.07 + 1.85 d - 0.00015 d2 | 0.921 | |
ACEC: acumulación de C-CO2 por estiércol caprino (mg C-CO2 kg-1 suelo), ACEB: acumulación de C-CO2 por estiércol bovino (mg C-CO2 kg-1 suelo), ACEG: acumulación de C-CO2 por gallinaza (mg C-CO2 kg-1 suelo), ACS: acumulación de C-CO2 por el suelo (mg C-CO2 kg-1 suelo), d: tiempo de incubación (1 a 95 días), D: dosis de abono (4.5 y 9 kg m-2), P15: Profundidad de 0 a 15 cm, P30: Profundidad de 15 a 30 cm.
Figura 3: Liberación de C-CO2 en función de los abonos orgánicos aplicados (C2.5 = caprino 2.5%; C5 = caprino 5%; B2.5 = bovino 2.5%; B5 = bovino 5%; G2.5 = gallinaza 2.5%; G5 = gallinaza 5%; S = suelo), a dos profundidades.
Discusión
Las incorporaciones de abonos orgánicos propiciaron un incremento significativo del pH del suelo, con mayores efectos en el primer estrato (Tabla 2). Con la incorporación 5.0 kg m-2 de estiércol vacuno. Al respecto Heinze et al. (2010) y Liu et al. (2010) reportan un incremento del pH en suelo de 5.5 a 6.4, atribuyéndose al enriquecimiento de cationes en los abonos orgánicos, mientras que los fertilizantes químicos propiciaron un decremento del pH. Lo que se le puede atribuir al hecho que los fertilizantes nitrogenados suministran N en forma de NH+, que libera iones H+ luego de la oxidación (Havlin et al. 2005).
La CE incrementó en mayor proporción en el primer estrato del suelo por acción de las aplicaciones de abonos orgánicos, principalmente EB y EC (Tabla 2). Al respecto Lee (2010) observaron incrementos en la CE en suelo por la adición de abonos orgánicos, lo que se puede atribuir al contenido de Na principalmente. La CE como medida del contenido total de cationes y aniones en la solución del suelo, está relacionada con las concentraciones de NO- en el suelo (Havlin et al. 2005), por lo que, respecto a cationes solubles, al igual que el pH, los niveles de CE dependen de la práctica de fertilización orgánica.
En cuanto a la reducción en la densidad aparente los resultados reflejan que con la incorporación de abonos, al incrementar el espacio poroso total, incrementó la capacidad de almacenamiento de agua (Cook y Orchard 2008, Liu et al. 2009) y como resultado podrían existir condiciones propicias para la mineralización de la fracción orgánica edáfica. Con una mayor presencia de fracción lábil, de fácil descomposición observable con la alta tasa de mineralización del estiércol bovino EB en el primer estrato, al mejorar la condición física del suelo, favoreció una retención de humedad adecuada para la descomposición por microorganismos (Murillo et al. 2005). Los contenidos de MO, C-O y Ntotal pudieron contribuir al mejoramiento de la fertilidad del suelo, atribuible a la composición de los abonos orgánicos. Generalmente el incremento del pH del suelo tiene una relación con el aumento de la mineralización de C orgánico del suelo (Chan y Heenan 1999), con lo que al incrementar el contenido de materia orgánica y pH del suelo existieron condiciones que favorecieron la actividad metabólica microbiana reflejado en la liberación de C-CO2 durante el proceso de incubación. Estos resultados coinciden con estudios sobre incrementos en la concentración de C orgánico, con aplicaciones de abonos orgánicos en 13, 26 y 21 años (Meng et al. 2005, Yan et al. 2007). Al respecto, Hao et al. (2008), Banger et al. (2009) y Liu et al. (2010) reportan que la combinación de fertilización orgánica e inorgánica contribuyó a la acumulación de C orgánico.
La incorporación de los abonos sobre la mineralización de C del suelo, estuvo relacionado con la disponibilidad de C lábil o fácilmente degradable (Nyamangara y Gotosa 2001). Al inicio de la in cubación se observó un incremento de la liberación de CO2, lo cual se podría atribuir al proceso de hidrólisis de los materiales nitrogenados lábiles (García y Rivero 2008). Pero después del proceso de amonificación se reduce la cantidad de N inorgánico (Havlin et al. 2005), lo que conlleva a un desbalance en la mineralización (Figura 1 y 2).
La elevada velocidad de mineralización del C durante los primeros 13 días de la incubación en el primer estrato se podría atribuir a que los compuestos poco recalcitrantes son descompuestos en mayor proporción (Liu et al. 2009), en tanto que los compuestos más resistentes donde predomina la lignina (Cook y Orchard 2008), fueron degradados por organismos específicos (Pera et al. 1983) en los días subsiguientes. La alta liberación de C-CO2 corresponde al mayor contenido de carbono cuya disponibilidad resulta inmediata en los sustratos orgánicos provenientes de compuestos fácilmente degradables (Santibáñez et al. 2006). Con la incorporación de cualquiera de los abonos empleados, incrementó la estabilidad estructural por la reducción en la densidad aparente y mejoró la retención de humedad bajo estas condiciones (Nyamangara y Gotosa 2001).
Conclusiones
La incorporación de los estiércoles EC, EB y EG incrementaron de forma favorable las propiedades físicas y químicas para el adecuado de sarrollo de cultivos. Estas dosis incrementan el contenido de materia orgánica del suelo y por ende el contenido de carbono orgánico, que propicia una mejora de la densidad aparente y con ello la porosidad total. Esto sugiere un potencial de los abonos orgánicos para suministrar nutrientes necesarios para los cultivos por efecto de la mineralización. La liberación y la acumulación de mineralización del C- CO2 por la aplicación de los abonos orgánicos fueron acordes con el proceso de descomposición de los diversos materiales previo a la incubación, siendo mayor en EB con la dosis de 4.5 kg m-2 en el primer estrato del suelo. La adición de EB al suelo es una opción para incrementar la mineralización del carbono y mantener la productividad de los cultivos de manera sustentable.
