Artículo de revisión

 

Importancia y estudios de las comunidades microbianas en los recursos y productos pesqueros

 

Studies and importance of microbial communities in fishery resources and products

 

^1*María Concepción de la Cruz-Leyva, ²Marcela Zamudio-Maya, ²Alma Irene Corona-Cruz, ¹José Ulises González-de la Cruz, ²Rafael Antonio Rojas-Herrera

 

¹División Académica Multidisciplinaria de los Ríos, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco. Carretera Tenosique-Estapilla Km 1, Tenosique. Tabasco, México.

²Facultad de Ingeniería Química, Universidad Autónoma de Yucatán, Mérida Yucatán *concepcion.delacruz@ujat.mx.

 

Recibido el 10 de junio de 2010
Aceptado el 22 de agosto de 2014

 

RESUMEN

Los microorganismos son parte fundamental de la vida del planeta. La flora bacteriana constituye un componente esencial de las redes tróficas en los ecosistemas marinos, tanto en actividad como en cantidad de biomasa, contribuyendo a la regeneración de nutrientes e interactuando con una amplia gama de organismos. Para comprender su función en los nichos específicos, es esencial identificar y cuantificar cada uno de los miembros que conforman estas comunidades, así como las actividades metabólicas que presentan. La detección e identificación de estos microorganismos permite inferir sobre la diversidad poblacional en la muestra analizada o el estado de salud del consumidor. Por otro lado, este conocimiento puede ofrecer, el aprovechamiento de cepas o de metabolitos microbianos en procesos biotecnológicos. Una alternativa eficiente para la investigación de comunidades bacterianas en muestras complejas ha sido el análisis del gen 16S ARNr con métodos moleculares de huellas genéticas como RAPD, TRFLP, DGGE. En este contexto, diversos autores indican que los recursos pesqueros poseen una abundante diversidad bacteriana que pueden ser aprovechadas, que si se identifica oportunamente, previene daños en el recurso pesquero y a los consumidores.

Palabras clave: Comunidades microbianas, métodos moleculares, productos pesqueros.

 

ABSTRACT

Microorganisms are an essential part of life in the planet. The bacterial flora is an crucial component of trophic webs in marine ecosystems, both in activity and quantity of biomass, contributing to nutrient recycling and establishing complex interactions with a wide range of organisms. To understand its role in specific niches, it is essential to identify and quantify each of the members who make up these communities, then to infer the taxonomic and genetic diversity in the analyzed sample. For food products, these analyses may bring information on possible effects on the health of the consumer or may allow the isolation of microbial strains or metabolites useful in biotechnological processes. Health of the consumer. Furthermore, this knowledge can provide, the use of strains or microbial metabolites in biotechnological processes. An efficient alternative for the investigation of bacterial communities in complex samples has been the analysis of the 16S rRNA gene by fingerprinting methods as RAPD, TRFLP and DGGE. In this context, several authors indícate that fish stocks have an abundant associated bacterial flora bearing biotechnological potential or that may help, prevents damages to the fishery resource and final consumers.

Key words: Microbial communities, molecular methods, fishery products.

 

INTRODUCCIÓN

Desde un enfoque ecológico los microorganismos participan en el reciclado de la materia en los ecosistemas y por tanto, controlan la evolución de la biosfera al interactuar de forma dinámica en los ciclos biogeoquímicos (Lyautey et al. 2005), desde el punto de vista de la seguridad alimentaria algunas familias bacterianas como Enterobacteriaceae y Vibrionaceae incluyen especies que son las responsables de infecciones e intoxicaciones de los consumidores, que pueden originar hasta la pérdida de vidas humanas.

Se estima que tan solo se conoce alrededor del 0.1 al 10 % de las bacterias del medioambiente (Torsvik et al. 2002), debido principalmente a que la mayor parte de los microorganismos no pueden ser aislados e identificados con los métodos de cultivo tradicionales (Barer y Harwood 1999, Crosi et al. 2007), por lo que, los datos obtenidos mediante la aplicación de estas metodologías subestiman la diversidad y riqueza de especies de la comunidad microbiana presente en la muestra. Por ejemplo, las cepas en estado de dormancia o en estado viable pero no cultivable no son detectadas (Alam et al. 2006).

Los métodos de detección de huellas genéticas basadas en el estudio del material genético (ADN ó ARN), permiten conocer un perfil representativo de la estructura poblacional en una comunidad bacteriana asociada a determinado hábitat, detectando a las poblaciones sean o no cultivables (Muyzer et al. 1993, Huber et al. 2004). La reacción en cadena de la polimerasa (PCR) en combinación con otras metodologías han permitido el estudio de la composición de comunidades bacterianas en muestras de sedimentos marinos (Muyzer et al. 1993), estuarinos (Henriques et al. 2006), biopelículas en sistemas acuáticos (Lyautey et al. 2005), asociadas a organismos acuáticos (Mclntosh et al. 2008, Yang et al. 2007) y diversos productos alimentarios. A pesar de los avances que se tienen es necesario extrapolar este tipo de investigaciones a los productos pesqueros, ya que la detección e identificación de la flora bacteriana presente, así como el estado metabólico en el que se encuentran ofrece la posibilidad de tomar decisiones oportunas sobre el tratamiento, manejo y disponibilidad de alimentos de origen marino para un mejor aprovechamiento.

Los productos pesqueros son una fuente importante de proteínas y otros componentes nutritivos en la alimentación humana. Entre estos productos se clasifican peces y mariscos; en estos últimos se agrupan camarones, ostras, ostiones, almejas, calamares, pulpos, entre otros. Debido a su composición química y hábitat los recursos pesqueros poseen una abundante diversidad microbiana que puede interactuar de forma positiva, como control biológico de enfermedades para el propio animal (Aly et al. 2008); negativas, cuando causa enfermedad, muerte o contaminación de los recursos pesqueros en las etapas larval, adulta y reproductiva (Goldschmidt-Clermont et al. 2008). Al igual que deterioro del producto y trasmisión de enfermedades a los consumidores. En la presente revisión se pretende analizar la importancia del estudio de las comunidades microbianas asociadas a recursos y productos pesqueros, así como las metodologías independientes de cultivo que actualmente se utilizan para estos fines.

 

LAS COMUNIDADES MICROBIANAS Y LA IMPORTANCIA DE SU ESTUDIO

Cuando se desea analizar a una especie o grupo biológico, es importante conocer el contexto ambiental y biológico en el que se encuentra; esto último se refiere a las especies con las que coexiste y en muchos casos de las que depende (hospedero). El conjunto de especies que coexisten en un lugar y tiempo constituye la comunidad o consorcio (Begon et al. 2006). En un sistema microbiano el crecimiento celular forma poblaciones; las poblaciones metabólicamente relacionadas se denominan gremios y el conjunto de estas agrupaciones interaccionan formando comunidades microbianas. Por lo tanto, las comunidades microbianas consisten en poblaciones de células de varias especies; que interactúan entre sí desarrollando múltiples actividades funcionales al interior de la comunidad y con su hospedero (Díaz y Wacher 2003).

En el enfoque ecológico, la mayoría de las comunidades bacterianas sufren perturbaciones intermitentes como escasez de alimento, sequía, congelamiento-descongelamiento, exposición a altas concentraciones salinas y otras alteraciones causadas por las variaciones naturales del entorno o por la actividad humana. Estos factores ambientales estresantes y los metabolitos que liberan los microorganismos para enfrentarlas (enzimas, exopolisacáridos, aminoácidos, azúcares, ácidos orgánicos, antimicrobianos, entre otros), crean oportunidades para que nuevas especies se establezcan dentro de la comunidad. Cabe citar que una perturbación fuerte puede causar la desintegración del microhábitat y la disrupción de los límites entre poblaciones, lo que permitirá que los recursos locales estén disponibles para una mayor proporción de la masa microbiana total, es decir, más individuos pero menos especies (Torsvik y Ovreas 2002). A pesar de estos antecedentes, aún se tiene poca información sobre las relaciones simbióticas, comensales o parasitarias que mantienen los miembros de una comunidad microbiana (Zengler et al. 2002).

La integración de una comunidad microbiana funcional se regula mediante señales químicas denominadas autoinductores, usadas como comunicación de célula a célula con sus vecinos en el hábitat (Kaeberlein et al. 2002). La N-acil-homoserina lactona (AHL) es uno de los autoinductores más estudiados en bacterias Gram-negativas, liberada como una señal de censado (Enterobacteriaceae), que permite coordinar diferentes funciones (Dong et al. 2002; Joost et al. 2007) de conveniencia (simbiosis), competencia (antagonismo), activación o represión de genes específicos, los cuales pueden participar en la determinación de la densidad poblacional, debido a la competencia por un nicho ecológico o sustrato (Joost et al. 2007), formación de biopelículas (Lyautey et al. 2005), síntesis de compuestos inhibitorios como los antibióticos, actividad como agentes de biocontrol y otras funciones biológicas como la producción de factores patogénicos con su hospedero (Wiklund et al. 2000, Huber et al. 2004).

En términos de ecología microbiana, la abundancia y distribución de las especies, pueden ser usados para describir la estructura de la comunidad; existen índices como el índice de Shannon-Weaver y el de Simpson, entre otros para calcular la diversidad, modelos biológicos y teóricos para explicar la distribución del número de especies en clases de abundancias. La utilización de estas medidas se hace dentro de un contexto funcional, es decir, la diversidad o el reparto de los individuos entre las especies es consecuencia de interacciones ecológicas entre ellas, de las relaciones entre éstas y su medioambiente (Magurran 2004).

El estudio de las comunidades bacterianas presentes en el medioambiente tiene una enorme relevancia en cuanto al conocimiento de la diversidad biológica global y de los ciclos biogeoquímicos que tienen lugar en el planeta (López y Zaballos 2005), como es el caso de las bacterias sulfato reductoras Desulfotalea/Desulforhopalus, Desulfofaba, Desu liosa reina y Desulfobacter (Purdy et al. 2003).

Los microorganismos son capaces de utilizar nutrientes y diversos elementos que otros organismos superiores no pueden explotar. Mediante el reciclado de estos elementos (Lyautey et al. 2005) regulan la disponibilidad de nutrimentos en los ambientes acuífero y marino, que pueden ser utilizados por los peces y mariscos (Purdy et al. 2003) y, en el terrestre, predomina la fertilidad del suelo y el desarrollo de las plantas que sustentan el reino animal, por lo que constituyen la base de la cadena alimentaria en la que los compuestos elementales se movilizan en la biosfera (Guerrero y Berlanga 2005). El análisis de las comunidades bacterianas permite inferir sobre las funciones positivas y negativas de los gremios o poblaciones que la conforman (Huber et al. 2004, Domínguez et al. 2006, Aly et al. 2008), permitiendo el aprovechamiento de consorcios, cepas y metabolitos bacterianos con actividades funcionales aprovechables por el hombre. En los últimos años en la acuicultura de camarones Litopenaeus vannamei y peces se han aprovechando los consorcios microbianos como fuente de alimento, así como en el mejoramiento del ambiente en el cultivo (Becerra-Dórame et al. 2011, 2014).

Recientemente el estudio de las comunidades microbianas, su diversidad y estatus metabólico era difícil, debido a que la mayoría de los microorganismos no son cultivados mediante el uso de las técnicas tradicionales de la microbiología. Esto obedece a diversas razones, condiciones ambientales, requerimientos nutricionales, desconocimiento de la fisiología del microorganismo de interés y fundamentalmente, a causa del amplio desconocimiento de las interacciones que tienen lugar en la comunidad microbiana. En la actualidad la aplicación de técnicas moleculares, permiten el análisis de las secuencias de genes específicos e incluso de genomas completos, permitiendo grandes avances en el estudio de los microorganismos en poco tiempo (Giraffa y Neviani 2001, Torsvik y Ovreas 2002, Croci et al. 2007).

 

ESTUDIO MOLECULAR DE COMUNIDADES BACTERIANAS

La incapacidad de cultivar las bacterias presentes en un hábitat determinado, ha sido parcialmente suplida por la posibilidad de aislar y caracterizar el material genético de la comunidad microbiana residente en dicho medio. A partir del estudio de los genomas de los microorganismos contenidos en la muestra, es posible reconstruir la estructura poblacional de la comunidad (Yang et al. 2007). Al conjunto de los genomas de los microorganismos de una muestra o hábitat determinado se le llama metagenoma (Handelsman et al. 1998, Handelsman 2004). Este tipo de investigación parte del análisis de los ácidos nucleicos e incluye a aquellos microorganismos que aún no han podido ser cultivados en condiciones simuladas (Villadas et al. 2002, Alam et al. 2006, de la Cruz-Leyva et al. 2011).

La reacción en cadena de la polimerasa (PCR), desarrollada por K. Mullís en la década de los 80 (Mullís et al. 1987, Mullís 1990, Saiki et al. 1985, Saiki et al. 1988), es la metodología empleada para la amplificación selectiva de secuencias de ácidos nucleicos. Mediante esta técnica es posible realizar sucesivas amplificaciones a partir de pequeñas cantidades de ADN. Además, por medio de la transcripción inversa y posterior PCR (RT-PCR) se lleva a cabo la conversión del ARN a ADN complementario (ADNc) y la amplificación, ofreciendo así la posibilidad de realizar análisis en el ADN y ARN asociados a diversas muestras complejas para poder hacer inferencias sobre la composición poblacional y el estatus metabólico de la comunidad (Kim et al. 2007), mediante el análisis de las secuencias de los genes amplificados con iniciadores específicos o universales.

Por medio del análisis de secuencias de genes ortólogos, es posible medir la distancia evolutiva entre organismos e inferir las relaciones filogenético-evolutivas, que constituyen la base natural para clasificarlos (Díaz y Wacher 2003). Para comparar secuencias es necesario alinear las moléculas, por lo que deben contener regiones con similitud significativa, además de las que difieren en sus secuencias y éstas deben cambiar a una velocidad proporcional a la distancia evolutiva (Walter et al. 2000, Case et al. 2007). Los genes elegidos deben estar universalmente distribuidos en el grupo que se desea estudiar y deben ser funcionalmente homólogos en cada organismo.

La descripción de los microorganismos existentes en muestras ambientales presentan avances, gracias a la utilización de la información que proporcionan los genes que codifican el ARN riboso-mal, en particular el gen que codifica la subunidad menor del ribosoma bacteriano, 16S ARNr. Esta molécula está presente en todos los organismos y en todos desempeña la misma función. Si bien tiene limitaciones, dado que diferentes regiones de la molécula presentan distinto grado de variabilidad en secuencia entre los diferentes taxa, permite realizar comparaciones con varios niveles de resolución. El análisis de la secuencia de estos genes permite realizar reconstrucciones filogenéticas entre los microorganismos, lo que ha llevado a la reestructuración de la taxonomía moderna (Colé et al. 2005; Woese et al. 1990; Woese 1998). La amplificación de regiones específicas del gen 16S ARNr su posterior secuenciación y comparación de éstas con otras de referencia, permite establecer las relaciones filogenéticas existentes entre organismos procariotas y la identificación de las bacterias. Con este propósito frecuentemente se recurre a bases de datos como la GenBank del National Center for Biotechnology Information (NCBI) y laRibosomal Database Project (RDP) de la Universidad Estatal de Michigan (Colé et al. 2009); en esta última hay depositadas 2 929 433 secuencias disponibles del gen 16S ARNr de los dominios bacterias y Arquéales, y 95 365 secuencias del gen 28S ARNr de hongos hasta 14 de julio de 2014.

Para obtener mayor conocimiento de la diversidad y estructura de las comunidades microbianas en distintos ambientes, se han adaptado algunas herramientas moleculares, para ser utilizadas con fines taxonómicos (González-de la Cruz et al. 2011). En la última década se ha extendido el uso de éstas técnicas, también usando genes funcionales como marcadores moleculares, para poder relacionar la estructura y función de las comunidades microbianas (Muyzer y Smalla et al. 1998). El perfil de la diversidad genética bacteriana en la comunidad puede ser analizado mediante métodos de huellas génicas como los RAPD (Random Amplified Polymorphic DNA), ARDRA (Amplified Ribosonal DNA Restric-tion Analysis), T-RFLP (Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism), TGGE (Temperature Gradient Electrophoresis Gel) y DGGE (Denaturing Gradient Gel Electrophoresis) (Welsh y McCelland 1990, Muyzer et al. 1993, Liu et al. 1997, Osborn et al. 2000, Walter et al. 2000, Martin-Laurent et al. 2001). Este último, es un método ampliamente utilizado para la obtención de huellas genéticas en distintos tipos de muestra ambientales y comunidades microbianas complejas (Díaz y Wacher 2003, González-de la Cruz et al. 2011).

La técnica de DGGE se ha utilizado para detectar diferencias en el comportamiento de pequeños fragmentos (200-700 pb) de genes obtenidos mediante PCR (amplicones). Los oligonucleótidos que se utilizan en el análisis, deben contener en el extremo 5 una secuencia rica en GC de unas 40 bases, denominada grapa GC (GC-clamp), cuya función es impedir la desnaturalización completa y la aparición de hebras de ADN de cadena sencilla. A través de la desnaturalización progresiva del ADN o ADNc amplificado se obtiene un patrón de bandas que permite identificar y cuantificar la diversidad genética presente en la flora microbiana (Muyzer et al. 1993). La intensidad de las bandas indica la abundancia relativa de poblaciones específicas en la comunidad de interés; es importante tener presente que en ocasiones esta intensidad puede deberse a numerosas copias de una misma secuencia en el mismo organismo, o a que existen muchas células del organismo que poseen la secuencia. Por lo anterior, es importante la pericia en la detección y ajuste del contorno de la banda y los fundamentos de ecología poblacional del investigador que genera y describe estos resultados (Escalante 2007). Una forma de distinguir entre estas dos posibilidades, es mediante la técnica de hibridación in situ. Otra alternativa es correr en el mismo gel los productos de la PCR de ARNr y ADNr para comparar la intensidad de las bandas y con éstos, determinar si éstas se encuentran relacionadas con el número de copias del gen.

 

ÍNDICES DE DIVERSIDAD EN COMUNIDADES BACTERIANAS

Biodiversidad es la riqueza de organismos vivos de un ecosistema, así como los complejos ecológicos de los que forman parte; comprende la variación dentro de cada especie, entre las especies y los ecosistemas (Moreno 2001). El conocimiento de la biodiversidad requiere considerar los diferentes niveles jerárquicos de organización de la vida (genes, especies, poblaciones, comunidades y ecosistemas), junto con sus atributos de composición, estructura y funcionalidad. Su estudio puede abordarse a partir de tres grandes preguntas en cada uno de los niveles: ¿qué elementos la componen?, ¿cómo están organizados? y ¿cómo interactúan? (Noss 1990).

En estudios de biodiversidad se debe especificar la escala geográfica, definir si es local o regional, para asociarla a las medidas de la diversidad alfa (α), beta (β) y gamma (γ). El número de especies o diversidad α está referida a un nivel local y refleja la coexistencia de las especies en una comunidad. La diversidad α es la riqueza de especies de una comunidad determinada y que se considera homogénea. La diversidad β es la medida del grado de cambio o reemplazo en la composición de especies entre diferentes comunidades en una región; refleja la respuesta de los organismos a la heterogeneidad espacial (Halffter et al. 2001, Moreno 2001, Villareal et al 2006. La diversidad γ es la riqueza total de especies en una región en la cual se incluyen varias comunidades o el recambio existente entre regiones; refleja fundamentalmente los procesos evolutivos que han actuado en un nivel geográfico mayor (Halffter et al. 2001). La caracterización de las especies provee una medida de la variedad de formas de vida, además aporta información de diferentes facetas de esa variedad, como diversidad funcional, diversidad a diferentes niveles taxonómicos y heterogeneidad espacial (Gastón 1996).

Los principales parámetros utilizados para estimar la diversidad en comunidades microbianas son riqueza de especie, índice de Shannon-Weaver, índice de Simpson y equidad; la riqueza de especies (R), se define como el número de diferentes organismos presentes en una muestra (Magurran 2004), sin tomar en cuenta el valor de importancia de las mismas (Moreno 2001). Shannon-Weaver asume que todas las especies están representadas en las muestras; indica qué tan uniformes están representadas las especies teniendo en cuenta todas las especies muestreadas (Shannon y Weaver 1963). El índice de Simpson (D) mide la probabilidad de que dos individuos seleccionados al azar en un hábitat pertenezcan a la misma especie. En este índice mientras mayor sea su valor mayor será la diversidad de la comunidad, ya que este valor depende tanto de la riqueza de especies, como de la regularidad o equidad con que los individuos están distribuidos entre las especies. Una comunidad rica en especies, pero con una distribución irregular de individuos, tendrá un índice más bajo que otra comunidad con una riqueza menor pero con los individuos bien distribuidos. Por lo tanto, cuando calculemos la diversidad para dos comunidades, aquella que genere un valor de D más alto y más cercano a la riqueza (R) será la más diversa. La equidad u homogeneidad, es la medida de la abundancia de cada especie y qué tan uniformemente se encuentran distribuidas (Magurran 2004).

En ecología microbiana, se ha investigado la diversidad bacteriana en diferentes ambientes acuáticos comparando patrones de bandeo con técnicas de huellas digitales (T-RFLP, RFLP, DGGE), para estimar la riqueza y composición de la comunidad, aplicando parámetros de diversidad (Boon et al. 2002; Cho y Kim 2000, Villanueva et al. 2007). Danovaro et al. (2006) indican que la diversidad bacteriana en diferentes ambientes acuáticos comparando dos técnicas de huellas genéticas (T-RFLP y ARISA), estimando la riqueza y composición de la comunidad bacteriana. Los índices de riqueza estimados mediante el método de T-RFLP oscilaron entre 27 y 99 filotipos, mientras que utilizando ARISA la riqueza se estimó entre 62 y 101 genotipos. Aunque las dos técnicas proporcionaron resultados similares en el análisis de la estructura de la comunidad, la riqueza de la diversidad bacteriana y las estimaciones fueron significativamente superiores utilizando ARISA. La Valley et al. (2009) evaluaron perfiles de bandeo de DGGE asociados a la comunidad bacteriana del ostión japonés Crassostrea virginica, analizada mediante estrategias dependiente e independiente (ADN total) de cultivo, utilizando índice de Shannon, el índice de similitud y análisis de agrupamiento de patrones de bandas en gel. Mediante un análisis de clúster se demostró que habían diferencias en los patrones de bandeo y los índices de diversidad estimados, obtenidos mediante ambas estrategias. También se detectaron diferencias significativas en los perfiles de la comunidad asociada a los ostiones y la del agua de mar.

Por lo anterior, las técnicas moleculares de huellas genéticas ofrecen una alternativa para el análisis de los cambios en la estructura de la comunidad microbiana, especialmente cuando se trata de un gran número de muestras (Ramette 2009).

 

COMUNIDADES MICROBIANAS

Aplicando metodologías de huellas genéticas, se estudió la composición y dinámica de comunidades microbianas entre la columna de agua y el sistema de cría larval de la langosta Panulirus ornatus (Payne et al. 2006). Por otro lado, Hagi et al. (2004) utilizando el análisis de ADN polimórfico amplificado al azar (RAPD) estudiaron la diversidad de bacterias ácido lácticas (BAL) del tracto intestinal de peces de agua dulce (Cyprinus carpió, Ictalurus punctatus, Hypophthalmichthys molitrix, Carassius cuvieri) a través de cambios estacionales; entre todas las BAL, la especie predominante en verano fue Lactococcus lactis y L. raffinolactis en invierno independientemente de la especie del pez analizado.

Utilizando perfiles PCR-DGGE se detectó la variación en la estructura de la comunidad bacteriana de los peces Pangasius hypophthalmus cosechados en granja, en diferentes época del año (Le Nguyen et al. 2008). Otras investigaciones relacionadas con el estudio de comunidades bacterianas en recursos pesqueros, han caracterizado mediante DGGE la microbiota intestinal del salmón del atlántico Salmón salasar identificando Lactobacillus sp, Lactococcus sp, Bacillus sp, Photobacterium phosphoreum, Acinetobacter sp, Pseudomonas sp y Vibrio sp (Hovda et al. 2007a). En un estudio de la población bacteriana del bacalao Gadus morhua (huevo y larva), se detectaron Arcobacter sp, Vibrio sp, Alteromonas sp y Pseudoalteromonas sp, Colwellia sp, Vibrio logei, V. fischeri (reclasificado como Aliivibrio logei, A. fischeri respectivamente (Urbanczyk et al. 2007)), Listonella anguillarum, Flexibacter aurantiacus y Mycoplamsa sp (Mclntosh 2008).

Mientras que Huber et al. (2004), identificaron la microbiota dominante cultivable y no cultivable en el intestino de la trucha arco iris Oncorhynchus mykiss, utilizando una metodología polifásica que incluyó DGGE. La estructura pobla-cional bacteriana fue identificada en su mayoría como γ-proteobacteria (principalmente Aeromonas y de la familia Enterobacteriaceae), también se detectaron Acinetobacter, Pseudomonas, Shewanella, Plesiomonas, Proteus, β-proteobacteria y bacterias Gram-positivas. Otra investigación sustentan la dominancia de las y-proteo bacterias en la microflora intestinal de los peces (Kim et al. 2007).

La importancia de él estudio de comunidades bacterianas en los recursos pesqueros, se debe a que se ha generado un considerable interés en el uso de bacterias probióticas para incrementar la resistencia a enfermedades, mediante la estimulación del sistema inmunológico en el cultivo de peces (Aly et al. 2008, Aguirre-Gúzman et al. 2012, Dad et al. 2014) y mariscos. En el camarón Marsupenaeus japonicus se ha indicado el papel inmunomodulador de Lactobacillus lactis (Maeda et al. 2014) y en L. vannamei se observó el efecto de la suplementación de la dieta con Bacillus subtilis sobre el crecimiento y la respuesta inmune (Shen et al. 2010).

Dentro del grupo de bacterias con funciones biológicas positivas en la acuacultura, se citan bacterias ácido lácticas (Michel et al. 2007, Maeda et al. 2014) L. plantarum, L. helveticus y Streptococcus thermophilus (Gatesoupe 1991), B. subtilis, B. megaterium, B. circulans (Ochoa-Solano y Olmos-Soto 2006; Bairagi et al. 2004, Kumar et al. 2006), B. pumilus, B. firmus, y algunas Gram-negativas como Citrobacter freundii (Aly et al.</> 2008), V. alginolyticus (Rodríguez et al. 2007) y otras Gram-positivas Carnobacterium inhibens (Irianto y Austi 2002). La especie B. subtilis es ampliamente utilizada como probiótico; por ejemplo, Ghosh et al. (2007) estudiaron la suplementación para observar el efecto probiótico sobre la transformación reproductiva, en cuatro especies de peces ornamentales (Poecilia reticulata, P. sphenops, Xiphophorus helleri y X. maculatus), comprobando un incremento significativo en el índice gonadosomático, fecundidad y producción de alevines. Günther y Jiménez-Montealegre (2004), revelaron el efecto positivo de la suplementación de B. subtilis en la dieta, sobre el crecimiento de la tilapia Oreochromis niloticus y el langostino Macrobrachium rosenbergii. Por otro lado, la bacteria Aeromonas media produce sustancias extracelulares que han mostrado actividad inhibitoria sobre Saprolegnia parasitidica (Lategan et al. 2004). Se han usado antígenos de V. angullarum (bacteria patógena) en Paralichthys olivaceus, obteniendo una respuesta inmune efectiva (Li et al. 2005); otros investigadores han aprovechado la immunoestimulación larval y juvenil de algunos organismos acuáticos, utilizando lipopolisacáridos aislados de algunas bacterias como Aeromonas salmonicida (Magnadottir et al. 2006).

Con lo anterior se confirma que algunas de las especies bacterianas, aisladas de muestras ambientales y recursos pesqueros exhiben efectos funcionales positivos. A nivel mundial, el sector pesquero frecuentemente registra pérdidas económicas causadas por enfermedades bacterianas patógenas que infectan peces y mariscos en su hábitat y en cautiverio (Michel et al. 2007, Panangala et al. 2007) (Tabla 1).

Se debe tener presente que hay recursos pesqueros que poseen en su flora bacteriana cepas ubicuas del género Vibrio que son registrados como patógenos, pero para ellos es parte de su flora natural y no les afecta negativamente. También existen especies causantes de enfermedades infecciosas en organismos vivos y agentes contaminantes de alimentos y aguas, que pueden ser trasmitidas a los seres humanos mediante el consumo de productos pesqueros contaminados por Staphylococcus aureus, E. coli, entre otros produciendo trastornos gastrointestinales (Delgado et al. 2003, Gatti et al. 2014). Además algunos serotipos son resistentes a los antibióticos como los de la Salmonella (Amagliani et al. 2012) y Listeria monocytogenes (Fallah et al. 2013).

 

COMUNIDADES BACTERIANAS EN PRODUCTOS PESQUEROS

Desde el punto de vista de la seguridad alimenticia existe una amplia preocupación por las enfermedades de trasmisión alimentaria (ETA), fundamentalmente por la ingestión de pescados y mariscos contaminados con bacterias patógenas (SIRVETA 2004) como por ejemplo L. monocytogenes, Salmonella sp, E. coli, S. aureus, en cantidades suficientes para afectar la salud del consumidor (NOM-242-SSA1-2009, Zarei et al. 2012). En muestras de pulpo procedentes de congeladoras de Yucatán, México, se han aislado bacterias patógenas como Salmonella, Shigella y E. coli 0157:H7 (Zamudio-Maya et al. 2002). También se ha detectado la prevalencia de bacterias del Phylum Proteobacteria (Vibrio sp, Photobacterium sp) Bacteroidetes y Fusobacteria en este producto pesquero (de la Cruz-Leyva et al. 2011) (Tabla 2).

En este contexto V. parahaemolyticus, V. cholerae 0:1 y no 0:1 y V. vulnificus son las principales especies del género Vibrio ligadas a infecciones provocadas por la ingestión de productos pesqueros (Bauer et al. 2006, DePaola et al. 2003, Ward y Bej 2006).

Durante 1999-2000, en Estados Unidos de América se registraron brotes relacionados con el consumo de mariscos crudos contaminados con V. parahaemolyticus, esta bacteria produce diarreas coleriformes autolimitadas (DePaola etal. 2003, Ward y Bej 2006). En el período 2000-2002, Salmonella sp fue el primer agente causal de infecciones alimentarias en América Latina, con un 13.39 % de los casos a causa del consumo de pescados y mariscos; durante este mismo período en México ocurrieron seis brotes de salmonelosis donde también estuvo involucrada la ingestión de productos pesqueros (SIRVETA 2004).

En la comercialización e industrialización de los pescados y mariscos, algunas especies bacterianas constituyen agentes que pueden causar olores y sabores extraños, formación de exudados, producción de gases, pérdida de color y cambios de textura (Huss 1997), causando el deterioro de los productos y por consiguiente, pérdidas económicas.

Se han hecho extensivas investigaciones enfocadas al estudio de comunidades bacterianas en diversos productos pesqueros con potencial económico, a partir de técnicas moleculares de huellas genéticas. Reynisson et al. (2009) estudiaron la sucesión de la composición bacteriana en lomos de bacalao Gadus morhua durante el almacenamiento a bajas temperaturas y en atmósfera modificada, utilizando T-RFLP, encontrando que la abundancia relativa de Photobacterium phosphoreum aumentó con el tiempo de almacenamiento; otras especies existentes fueronPseudomonas sp, el género Shewanella, Acinetobacter sp, Psychrobacter sp, V. logei, Moritella sp, y Pseudoalteromonas sp. En los productos empaquetados la microflora estuvo dominada por Sphingomonas sp y P. fluorescens, y en menor proporción Variovorax sp y Bradyrhizobium sp. Hovda et al. (2007a) detectaron por PCR-DGGE la presencia de P. phosphoreum, Pseudomonas sp, Shewanella báltica y S. putrefaciens en bacalao G. morhua empaquetado con ozono en condiciones controladas, no encontrando diferencias significativas en la microflora comparada con los controles. En otro estudio similar, donde se caracterizó la población bacteriana dominante en halibut hippoglossus de cultivo, envasado en atmósfera modificada de C0₂:N₂ y C0₂:0₂ se identificó Brochothrix thermosphact, además de las especies bacterianas anteriores a excepción de S. báltica (Hovda et al. 2007b).

Adicionalmente, en los productos derivados de la pesca se han utilizado los métodos de huellas genéticas para revelar la autenticidad de origen de los productos pesqueros (Bossier 1999, Le Nguyen et al. 2008). En este sentido, Le Nguyen et al. (2008) indican que los perfiles de bandeo generados por PCR-DGGE son una herramienta de trazabilidad, debido a que una manera de rastrear el origen de un producto puede ser mediante el análisis global de las comunidades bacterianas de las muestras de alimentos después de su exportación.

 

CONCLUSIONES

El sector pesquero es una de las actividades económicas con mayor potencial de crecimiento en la producción de alimentos de origen animal. Sin embargo, en los sistemas de cultivo intensivo de peces y mariscos, así como en la comercialización e industrialización de los productos pesqueros frecuentemente son causa de infecciones e intoxicaciones alimentarias en los seres humanos; debido a enfermedades bacterianas causadas por especies patógenas al organismo o desequilibrio en su flora de acompañamiento, lo cual origina pérdidas económicas. En este sentido es importante citar que el estudio de la biodiversidad de un determinado ecosistema, como el de los mantos acuíferos estaría incompleto sin la inclusión de los microorganismos, ya que ellos contribuyen de manera esencial al funcionamiento global del planeta y al desarrollo sostenible de la biosfera. Para comprender su función en sus nichos específicos, es esencial identificar y cuantificar cada uno de los miembros que conforman la comunidad. Con la aplicación de técnicas moleculares de huellas de ADN, se ha logrado progresar en el conocimiento de la diversidad bacteriana presente en una comunidad ambiental y ecosistemas alimentarios, tales como los recursos y productos pesqueros. Estudios recientes mencionan que con los métodos de cultivo tradicional, los resultados obtenidos sobre comunidades microbianas complejas muestran sesgos importantes, causados por la imposibilidad de cultivar la mayoría de las especies microbianas. Sin embargo, mediante métodos moleculares independientes de cultivo es posible caracterizar la diversidad aún no cultivable, presente en diferentes muestras ambientales. La información generada mediante la combinación de las estrategias de la microbiología tradicional y los métodos moleculares permiten detectar la función de las comunidades bacterianas en distintos hábitad, identificar bacterias funcionales aprovechadas en la biotecnología y contribuir en el estudio de la calidad de los productos alimenticios. Desde el punto de vista de la seguridad alimentaria, es de alta importancia detectar la flora bacteriana acompañante de pescados y mariscos con el fin de conocer las bacterias que puedan provocar decremento en la calidad del producto e identificar bacterias patógenas que han sido identificadas como responsables de numerosas enfermedades gastrointestinales.

 

AGRADECIMIENTOS

MCCL y JUGC agradecen a la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, por su apoyo para la participación en el programa de fortalecimiento académico 2007-2010 y al CONACYT por las becas: 164190/164190 y 202232.

 

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