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Botanical Sciences

versión On-line ISSN 2007-4476versión impresa ISSN 2007-4298

Bot. sci vol.100 no.4 México oct./dic. 2022  Epub 01-Ago-2022

https://doi.org/10.17129/botsci.3003 

Sistemática

Filogeografía de Tigridia durangensis (Tigridieae: Iridaceae), una especie endémica de la Zona de Transición Mexicana

Phylogeography of Tigridia durangensis (Tigridieae: Iridaceae), an endemic species of the Mexican Transition Zone

Jorge David López-Pérez1 
http://orcid.org/0000-0003-0030-0495

Aarón Rodríguez2  3 
http://orcid.org/0000-0003-1805-7403

Eduardo Ruiz-Sanchez2  3 
http://orcid.org/0000-0002-7981-4490

Pilar Zamora-Tavares2  3 
http://orcid.org/0000-0002-3202-7334

Guadalupe Munguía-Lino2  3  4  * 
http://orcid.org/0000-0003-4101-8576

1Maestría en Ciencias en Biosistemática y Manejo de Recursos Naturales y Agrícolas, Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Guadalajara, Zapopan, Jalisco, México.

2Departamento de Botánica y Zoología, Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Guadalajara, Zapopan, Jalisco, México.

3Laboratorio Nacional de Identificación y Caracterización Vegetal (LaniVeg), Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Guadalajara, Zapopan, Jalisco, México.

4Cátedras Conacyt-Universidad de Guadalajara, Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad de Guadalajara, Zapopan, Jalisco, México.


Resumen

Antecedentes:

La diversidad topográfica y climática de la Zona de Transición Mexicana (ZTM) favorecieron la riqueza de especies, la disyunción y el endemismo. Tigridia durangensis es una geófita endémica con distribución disyunta en la ZTM.

Preguntas y / o Hipótesis:

¿Cuál es la diversidad genética de Tigridia durangensis? ¿Tiene estructura genética y filogeográfica? ¿Hubo cambios en su historia demográfica? ¿Las oscilaciones climáticas del Cuaternario afectaron su área de distribución?

Métodos:

En el ADNcp, las regiones ndhF-rpL32, rpL32-trnL y 3´trnV-ndhC en 55 individuos de 10 poblaciones fueron secuenciadas. La diversidad y estructura genética fueron calculadas con Hd, π y F ST. Los parámetros G ST y N ST estimaron la estructura filogeográfica. Las relaciones genealógicas fueron estimadas con una red de haplotipos. Hipótesis filogenéticas fueron inferidas con Inferencia bayesiana y Máxima verosimilitud. La demografía histórica fue determinada con pruebas de neutralidad, análisis de distribución de diferencias pareadas (ADDP) y de graficas de líneas de cielo bayesianas. La paleodistribución fue estimada con modelos de nicho ecológico (MNE).

Resultados:

Tigridia durangensis mostró estructura genética y filogeográfica. Nueve haplotipos fueron identificados, H1 y H2-H9 formaron dos linajes intraespecíficos. Las pruebas de neutralidad no fueron significativas. El gráfico ADDP fue congruente con la red de haplotipos. Tigridia durangensis experimentó un cuello de botella durante el pasado reciente. Los MNE estimaron una distribución disyunta en todos los escenarios.

Conclusiones:

Un cuello de botella y la interrupción del flujo genético entre los haplogrupos de Tigridia durangensis parecen estar asociados a procesos orogénicos y al volcanismo de la Faja Volcánica Transmexicana.

Palabras clave: Endémico; estructura genética; estructura filogeográfica; Faja Volcánica Transmexicana; Sierra Madre Occidental

Abstract

Background:

The topographic and climatic diversity of the Mexican Transition Zone (MTZ) has favored species richness, disjunctions and endemism. Tigridia durangensis is an endemic geophyte with disjunct distribution in the MTZ.

Questions and / or Hypotheses:

What is the genetic diversity of Tigridia durangensis? Does it have genetic and phylogeographic structure? Were there any changes in its demographic history? Did the Quaternary climatic oscillations affect its area of distribution?

Methods:

The cpDNA regions ndhF-rpL32, rpL32-trnL, and 3´trnV-ndhC of 55 individuals from 10 populations were sequenced. The genetic diversity and the genetic structure were estimated with Hd, π and F ST. The parameters G ST and N ST determined the phylogeographic structure. The genealogical relationships were inferred with a haplotype net. Phylogenetic hypotheses were generated with Bayesian inference and Maximum likelihood. The demographic history was determined by means of neutrality tests, analyses of mismatch distribution (AMD) and Bayesian skyline plot. The paleodistribution was estimated with ecological niche models (ENMs).

Results:

Tigridia durangensis showed genetic and phylogeographic structure. Nine haplotypes were identified; H1 and H2-H9 formed two intraspecific lineages. The neutrality tests were not significant. The AMD plot was congruent with the haplotype net. Tigridia durangensis experienced a bottleneck in the recent past and the ENMs displayed a disjunct distribution in all scenarios.

Conclusions:

In Tigridia durangensis, the bottleneck and the interruption of the gene flow between the haplogroups might have been associated with orogenic processes and volcanism of the Transmexican Volcanic Belt.

Keywords: Endemic; genetic structure; phylogeographic structure; Sierra Madre Occidental; Transmexican Volcanic Belt

La filogeografía estudia los principios y procesos que gobiernan la distribución geográfica de los linajes, dentro y entre especies cercanamente relacionadas (Avise 2000). Infiere diferenciación entre poblaciones de la misma especie y divergencia entre especies. Asume que los rasgos genéticos y morfológicos muestran patrones de variación geográfica, los cuales dependen de la interacción con procesos geológicos, climáticos y demográficos (Schaal et al. 1998, Domínguez-Domínguez & Vázquez-Domínguez 2009). La estructura genética es la distribución no aleatoria de los alelos o genotipos en el espacio y el tiempo (Loveless & Hamrick 1984). En contraste, la estructura filogeográfica muestra las frecuencias y las similitudes haplotípicas entre poblaciones (Pons & Petit 1996). Ambas medidas de diferenciación estiman la diversidad biológica.

México posee una de las floras más diversas. En él hay 22,969 especies de plantas vasculares, de las cuales 12,069 son endémicas (Ulloa et al. 2017). Las angiospermas suman 22,126 especies (Villaseñor 2016). Esta riqueza ha sido ocasionada por la estructura geológica compleja, la topografía accidentada y la diversidad de climas (Mastretta-Yanes et al. 2015). El país se localiza entre los límites de las regiones Neártica y Neotropical (Hermogenes De Mendonça & Ebach 2020). Su combinación a lo largo de las principales cadenas montañosas del país forma la Zona de Transición Mexicana (ZTM, Halffter 1987, Halffter &Morrone 2017, Hermogenes De Mendonça & Ebach 2020). La ZTM es un conjunto de provincias morfotectónicas y fisiográficas con edades y orígenes distintos (Ferrusquía-Villafranca 1993, Mastretta-Yanes et al. 2015). De acuerdo con Morrone (2019), la ZTM incluye cinco provincias biogeográficas: Faja Volcánica Transmexicana (FVT), Sierra Madre Occidental (SMOc), Sierra Madre Oriental (SMOr), Sierra Madre del Sur (SMS) y Tierras Altas de Chiapas (TACh). La FVT presenta los procesos orogénicos más recientes. Es un arco volcánico de 1,000 km de longitud y 80-230 km de ancho, localizado entre los 17° 30’ y 20° 25’ N, y 96° 20’ y 105° 20’ W (Gómez-Tuena et al. 2005, Ferrari et al. 2012). Su formación está dividida en cuatro episodios: 1) la instauración de un arco de composición intermedia durante el Mioceno temprano y tardío (~ 20-10 Ma), 2) un episodio máfico en el Mioceno tardío (~ 11-7 Ma), 3) un episodio silícico y bimodal entre el Mioceno tardío y el Plioceno temprano (7.5-3 Ma) y 4) la reinstauración de un arco desde el Plioceno tardío al Holoceno (2.5 Ma-Presente; Gómez-Tuena et al. 2005, Ferrari et al. 2012). Los cambios topográficos del último periodo de formación de la FVT coinciden en tiempo con las fluctuaciones climáticas del Cuaternario (Mastretta-Yanes et al. 2015). Así, la distribución de las plantas fue causada por los procesos orográficos y los cambios climáticos. Por último, durante el Pleistoceno los taxones afines a climas templados expandieron su rango de distribución a elevaciones más bajas durante los máximos glaciales y lo contrajeron a elevaciones más altas durante los máximos interglaciales (Hewitt 2000).

Tigridieae (Iridaceae) incluye geófitas bulbosas. Es una tribu monofilética y agrupa 203 especies. Dentro de Tigridieae, la variabilidad morfológica de las flores contrasta con la uniformidad de las hojas y bulbos (Rodríguez & Sytsma 2006, Munguía-Lino et al. 2017). Las plantas del género Tigridia Juss. desarrollan tépalos con colores uniformes, variegados, maculados o estriados. Los tépalos internos presentan nectarios, los filamentos son connados y las ramas del estilo son bífidas y opuestas a los estambres (Espejo-Serna & López-Ferrari 1996, Espejo-Serna et al. 2010, Munguía-Lino 2016). La circunscripción de Tigridia está sujeta a debate (Rodríguez & Sytsma 2006, Goldblatt et al. 2008, Chauveau et al. 2012). En Norteamérica, el grupo alberga ca. 41 especies y 11 subespecies en el sentido de Molseed (1970). En contraste, Ravenna (1977), Goldblatt & Manning (2008) y Goldblatt (2015) incluyeron en Tigridia a los géneros Ainea Ravenna, Cardiostigma Baker, Colima (Ravenna) Rodríguez & Ortiz-Catedral, Fosteria Molseed, Rigidella Lindl. y Sessilanthera Molseed & Cruden para sumar 51 especies y 11 subespecies. Tigridia es el grupo más diverso de Tigridieae en cualquiera de los casos.

Tigridieae es un grupo endémico de América. Su distribución geográfica se extiende desde Missouri en los Estados Unidos de América hasta la provincia Pampeña en América del Sur. Sin embargo, tiene dos centros de diversificación, uno localizado en la ZTM y el otro ubicado en la subregión Chaqueña (Munguía-Lino 2016). Tigridieae tiene un origen sudamericano con una edad estimada en 35 Ma durante el Oligoceno Temprano (Goldblatt et al. 2008). Su dispersión a América Central y México se estima en 23 Ma al inicio del Mioceno. Tigridia es el género más diverso dentro de Tigridieae y la mayor riqueza ocurre en México y Guatemala (Munguía-Lino et al. 2015). Goldblatt et al. (2008) estimaron la diversificación de Tigridia durante el Mioceno, hace 15 Ma. La diversificación de Tigridia coincide con la formación de la FVT, su levantamiento favoreció la diversificación, persistencia, migración y aislamiento del género (Munguía-Lino et al. 2015).

Tigridia ha sido objeto de estudios taxonómicos, florísticos, filogenéticos y biogeográficos (Molseed 1970, Espejo-Serna & López-Ferrari 1996, 1998, Rodríguez 1999, Rodríguez & Sytsma 2006, Espejo-Serna et al. 2010, Munguía-Lino 2016, Munguía-Lino et al. 2015, 2017). Los niveles bajos de variación nucleotídica en las tigridias mexicanas y guatemaltecas sugieren una radiación adaptativa reciente, provocada por la diversidad topográfica y climática, y su interacción con los polinizadores (Rodríguez 1999).

La ZTM constituye el centro de riqueza de especies de Tigridia, alberga 36 especies y 18 endemismos (Munguía-Lino 2016). Tigridia durangensis Molseed ex Cruden es endémica de la ZTM y tiene distribución disyunta (Cruden 1968, Munguía-Lino et al. 2015). Constituye un modelo ideal para evaluar los procesos biogeográficos que causaron la disyunción. Las plantas de T. durangensis desarrollan inflorescencias de 3-15 cm de largo durante la antesis y carecen de hojas caulinares. La inflorescencia tiene tres brácteas y en ocasiones la externa está plegada en el ápice. Los tépalos externos son oblongos a obovado-oblongos y los internos son hastados y plegados abruptamente hacia los nectarios (Figura 1). Molseed (1970) distinguió dos tipos de tigridias. Las especies que desarrollan las hojas durante el inicio del periodo de lluvias y florecen hacia el final del mismo integran el primero. El segundo grupo, al que pertenece T. durangensis, desarrolla primero la inflorescencia y después las hojas.

Figura 1 Hábitat y morfología de Tigridia durangensis. A) Hábitat de las poblaciones en la Faja Volcánica Transmexicana; B) hábitat de las poblaciones en la Sierra Madre Occidental; C, D, G, H) individuos de la Faja Volcánica Transmexicana; E, F, I) individuos de la Sierra Madre Occidental. Fotografías de J. López (A, B, C, D, G, H) y J. González-Gallegos (E, F, I). 

Las plantas de Tigridia durangensis crecen en Durango y Michoacán, México dentro del bosque de coníferas, en llanos inundables durante el periodo de lluvias. Florecen entre junio-julio y fructifican entre agosto-septiembre. Habitan en suelos arenosos y someros en Durango, pero arcillosos y profundos en Michoacán. La antesis ocurre en la mañana y abejas (Exomalopsis Spinola), avispas pequeñas (Polybia Lepeletier) y abejorros (Bombus Latreille) visitan las flores. La información sobre la polinización es escasa. Los frutos tiran las semillas a través de tres aberturas apicales, entre septiembre y octubre, las corrientes de agua dispersan las semillas.

Los procesos orográficos, el cambio climático y el aislamiento en las cadenas montañosas tropicales favorecen la diferenciación, la extinción, la dispersión y permanencia de linajes (Jetz et al. 2004, Rahbek et al. 2019). En la ZTM, estudios filogeográficos previos demuestran que el aislamiento por distancia influye en la divergencia genética de Hunnemannia fumariifolia Sweet (Sosa et al. 2009). De igual manera, la divergencia de las poblaciones de Nolina parviflora Hemsl. está correlacionada con los episodios de formación de la FVT (Ruiz-Sanchez & Specht 2013). Además, las montañas de la ZTM poseen diferentes condiciones climáticas y ecológicas que han favorecido la especiación en el género Dioon Lindl. (Gutiérrez-Ortega et al. 2018). También, en Lycianthes moziniana (Dunal) Bitter, la FVT aisló las poblaciones de la SMOr y la SMS, y permitió su migración hacia la SMOc durante el Holoceno Medio (Anguiano-Constante et al. 2021). Recientemente, un análisis filogeográfico del género Bakerantha L.B. Sm. sugiere que su especiación ocurrió en el Plioceno Tardío y estuvo asociada a la formación de la FVT, la cual actuó como una barrera que separó las especies del norte de las del sur (Romero-Soler et al. 2021). Por lo anterior, predecimos que la orogénesis y las fluctuaciones climáticas en la ZTM fueron los eventos históricos que definieron la distribución actual de los linajes de Tigridia durangensis. Para probar esto, los objetivos planteados fueron: (1) cuantificar la diversidad genética de T. durangensis y determinar su estructura genética y filogeográfica, (2) inferir su demografía histórica y (3) determinar las consecuencias de las oscilaciones climáticas del Cuaternario en su distribución potencial.

Materiales y métodos

Área de estudio, poblaciones y muestreo. Los ejemplares depositados en los herbarios IBUG, IEB, MEXU, ZEA (Thiers 2019) y bases de datos digitales (GBIF; www.gbif.org, IBdata; www.ibdata.ib.unam.mx) fueron revisados para conocer la distribución de Tigridia durangensis. Los ejemplares sin coordenadas fueron georreferenciados siguiendo el flujo de trabajo propuesto por Jin & Yang (2020). Tres poblaciones en la FVT (Michoacán) y siete en la SMOc (Durango; Tabla 1) fueron muestreadas. Cada población incluyó a 10 individuos. La regionalización utilizada fue la de Morrone et al. (2017). Elaboramos ejemplares de herbario y preservamos hojas en sílica gel para su desecación y posterior extracción de ADN (Funk et al. 2017).

Tabla 1 Localidades, poblaciones muestreadas e índices de diversidad genética de Tigridia durangensis. PB) Provincia biogeográfica; FVT) Faja Volcánica Transmexicana; SMOc) Sierra Madre Occidental; N) número de muestras; S) número de sitios polimórficos; h) número de haplotipos por población; Hd) diversidad haplotípica; π) diversidad nucleotídica; H) haplotipos totales y su frecuencia. 

Población Localidad Latitud Longitud PB N S h Hd π H
Michoacán
1 M235 Los Azufres 19.8085 -100.668 FVT 8 0 1 0 0 H1(8)
2 M304 Los Azufres 19.7951 -100.638 FVT 4 0 1 0 0 H1(4)
3 M308 Los Azufres 19.7865 -100.680 FVT 4 0 1 0 0 H1(4)
16 0 1 0 0 H1(16)
Durango
4 D617 Cruz de Piedra 23.8474 -105.289 SMOc 4 0 1 0 0 H2(4)
5 D620 Pueblo Nuevo 23.8124 -105.336 SMOc 5 0 1 0 0 H3(5)
6 D622 Hacienda Coyotes 23.6820 -105.431 SMOc 5 1 2 0.6 0.00028 H3(3), H4(2)
7 D623 El Mirador 23.6693 -105.463 SMOc 5 0 1 0 0 H3(5)
8 D624 El Salto 23.7261 -105.406 SMOc 8 2 3 0.67 0.00051 H3(1), H5(3), H6(4)
9 D626 Puerto de Buenos Aires 23.7072 -105.724 SMOc 6 2 2 0.33 0.00031 H5(5), H7(1)
10 D628 La Ciudad 23.7204 -105.676 SMOc 6 2 2 0.6 0.00056 H8(3), H9(3)
39 6 8 0.81 0.00063 H2(4), H3(14), H4(2), H5(8),
H6(4), H7(1), H8(3), H9(3)
Total 55 32 9 0.82 0.00554 H1-H9

Extracción, amplificación y secuenciación de ADN. La extracción, amplificación y secuenciación de ADN fueron llevadas a cabo en el Laboratorio Nacional de Identificación y Caracterización Vegetal (LaniVeg) de la Universidad de Guadalajara. La extracción de ADN fue realizada con el protocolo de Doyle & Doyle (1987). Los espaciadores intergénicos ndhF-rpL32, rpL32-trnL y 3´trnV-ndhC de ADN de cloroplasto (Shaw et al. 2007, 2014) fueron amplificados mediante reacción en cadena de la polimerasa (PCR). La Tabla S1 muestra la secuencia de los cebadores para cada región. Los componentes para una reacción de 25 µL fueron: 1 µL de ADN (~100 ng/ µL), 2.5 µL Buffer 10x, 0.5 µL dNTP [10 mM], 0.5 µL BSA [2 %], 0.25 µL de cada cebador [10 mM], 1.5 µL de MgCl2 [10 mM], 0.25 µL Invitrogen Taq DNA polimerasa recombinante [5 U/µL] y 18.25 µL de agua libre de nucleasas.

Los parámetros de amplificación para el espaciador rpL32-trnL y 3´trnV-ndhC fueron: 1) 80 °C por 5:00 min para una desnaturalización inicial, 2) 30 ciclos de desnaturalización a 95 °C por 1 min, primer alineamiento a 50 °C, seguida de una rampa de 0.3 °C hasta 65 °C por 1 min y la extensión a 65 °C por 4 min, 3) una extensión final a 65 °C por 5 min. Las condiciones de los ciclos de PCR para el espaciador ndhF-rpL32 fueron: 1) 80 °C por 5 min para una desnaturalización inicial, 2) 30 ciclos de desnaturalización a 95 °C por 1 min, un alineamiento a 45 °C por 1 min, una extensión de 65 °C por 4 min, 3) una extensión final a 65 °C por 5 min. Los productos PCR fueron verificados en geles de agarosa al 1 % antes de purificarse. Los volúmenes utilizados para la purificación de las muestras fueron: 5 µL producto de PCR y 1 µL ExoSAP-ITTM (PCR Product Clean-up Reagent). Un ciclo de purificación fue ejecutado con las siguientes condiciones en el termociclador: 37 °C por 15 min y 80 °C por 15 min. Los productos purificados fueron preservados a 4 °C. El volumen final para la reacción de secuenciación fue de 4.5 µL. La mezcla contuvo 0.5 µL BigDyeTM Terminator v. 3.1 (Ready Reaction Mix), 1 µL BigDye Terminator v. 1.1 5x Sequencing Buffer, 1 µL de cebador (F/R) [10 mM], 1 µL de producto PCR purificado, 1 µL de agua libre de nucleasas. Por último, los productos de la reacción de secuenciación fueron purificados con Ilustra MicroSpin G-50 Columns.

Diversidad genética, estructura genética y estructura filogeográfica. La herramienta BLAST (Boratyn et al. 2013) del NCBI (blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) corroboró la identidad de las secuencias. La edición y el ensamble fueron realizados con el programa Sequencher v. 4.8 (www.genecodes.com). El algoritmo MUSCLE (Edgar 2004), implementado en el programa PHYDE (Müller et al. 2020), realizó un alineamiento automático inicial, seguido de un alineamiento manual. Los indels contiguos (ndhF: 277-285, 323-328; rpL32-trnL: 836-840) y las reversiones (rpL32-trnL: 288-290, 351-360) fueron consideradas como cinco mutaciones. La matriz concatenada incluyó las secuencias ndhF-rpl32 + rpL32-trnL + 3´trnV-ndhC. El fragmento rpL32 de la región ndhF-rpL32 fue excluido, debido a que la mayoría de las secuencias no tuvieron buena calidad.

El número de sitios polimórficos (S), el número de haplotipos totales (H), el número de haplotipos por población (h), la diversidad haplotípica (Hd) y la diversidad nucleotídica (π) fueron estimados con el programa de cómputo DnaSP v. 6 (Rozas et al. 2017). La diferenciación genética dentro y entre poblaciones, así como entre provincias biogeográficas fue estimada con un análisis de varianza molecular (AMOVA) en Arlequin v. 3.5 (Excoffier & Lischer 2010). Las diferencias genéticas entre poblaciones fueron evaluadas con dos criterios: 1) las poblaciones fueron consideradas un solo grupo (AMOVA no jerárquico) y 2) las poblaciones fueron separadas en FVT y SMOc (AMOVA jerárquico). Las distancias entre los haplotipos fueron estimadas con el criterio de diferencia de pares de base y 10,000 permutaciones. El programa SAMOVA (Dunpaloup et al. 2002) identificó grupos geográficamente homogéneos. El número más probable de grupos (K) fue estimado con las 10 poblaciones y la diferencia de pares de bases fue utilizada como distancia molecular. Permut CpSRR v. 2.0 (Pons & Petit 1996) calculó con 10,000 permutaciones el valor para los haplotipos no ordenados (hS, hT), los haplotipos ordenados (vS, vT) y los parámetros de diferenciación (GST, NST).

Relaciones genealógicas e hipótesis filogenéticas. POPART (Leigh & Bryant 2015) infirió las relaciones genealógicas de Tigridia durangensis con el método de parsimonia estadística. Las relaciones de parentesco de los haplotipos fueron inferidas con la matriz concatenada. Tigridia estelae López-Ferr. & Espejo, T. flammea (Lindl.) Ravenna y Cobana guatemalensis (Standl.) Ravenna fueron el grupo externo (Munguía-Lino 2016). jModelTest v. 2.1.10 estimó los modelos de evolución molecular. Los resultados del AICc (Akaike Information Criterion; Posada 2008) fueron utilizados para elegir el modelo evolutivo. Las hipótesis filogenéticas fueron evaluadas con Inferencia bayesiana (IB) y Máxima verosimilitud (MV). La herramienta MrBayes v. 3.2 (Ronquist et al. 2012) implementada en el portal CIPRES Science Gateway v. 3 (www.phylo.org) realizó los análisis de IB. La corrida fue configurada con 10 × 106 generaciones, cuatro cadenas de Markov y un muestreo cada 1,000 generaciones. El 25 % de los primeros árboles fue descartado. Los nodos con probabilidades posteriores (PP) ≥ 0.95 fueron considerados bien soportados. GARLI v. 0.96 (Zwickl 2006) realizó el análisis de MV con 10 búsquedas y 500 réplicas bootstrap. El soporte para los clados fue determinado con la regla de consenso de mayoría. El 50 % de los árboles fueron retenidos después del quemado. Los nodos con un porcentaje de bootstrap (PB) ≥ 85 % fueron considerados con buen soporte.

Demografía histórica. La demografía histórica fue evaluada con tres estrategias. Primero, los índices D (Tajima 1989) y FS (Fu 1997) fueron estimados para identificar desviaciones en un tamaño de población constante bajo el modelo de mutación neutral. Arlequin v. 3.5 (Excoffier & Lischer 2010) estimó los índices con 10,000 permutaciones. Segundo, DnaSP v. 6 (Rozas et al. 2017) realizó un análisis de distribución de diferencias pareadas (ADDP) con un modelo de población en expansión. El ajuste de las distribuciones esperadas y observadas fue evaluado con la suma de distancias cuadradas (SSD) y el índice de irregularidad de Harpending (r; Harpending 1994). Arlequin v. 3.5 (Excoffier & Lischer 2010) estimó los parámetros de expansión demográfica con 10,000 réplicas bootstrap. Tercero, BEAST v. 1.10.4 (Suchard et al. 2018) ejecutó el análisis de graficas de líneas de cielo bayesianas, para inferir cambios en el tamaño efectivo de la población (Ne) a través del tiempo. El análisis fue realizado con modelos de sustitución independientes para cada región, un reloj molecular relajado no correlacionado y un modelo coalescente.

No existe una tasa de sustitución de nucleótidos de cloroplasto para Tigridia. Sin embargo, Wolfe et al. (1987) estimaron estos valores en maíz y trigo (1.1 × 10-9 y 1.6 ×10-9 sustituciones/nucleótido/año), mismos que fueron empleados para estimar el Ne. Los análisis fueron configurados con 30 × 106 y 20 × 106 generaciones, respectivamente para cada tasa de sustitución y un muestreo cada 1,000 generaciones. TRACER v. 1.5 corroboró el tamaño efectivo de la muestra (ESS > 200) y reconstruyó el gráfico de líneas de cielo bayesianas. Todas las pruebas fueron realizadas a nivel de especie y grupos de poblaciones (FVT y SMOc).

Paleodistribución. Modelos de nicho ecológico (MNE) fueron construidos para estimar el efecto de las oscilaciones climáticas del Cuaternario sobre el área de distribución de Tigridia durangensis. Los MNE fueron construidos con las coordenadas geográficas de 52 registros (Tabla S2). Las 19 variables bioclimáticas de WorldClim-Global Climate Data (Fick & Hijmans 2017) fueron obtenidas a una resolución de 2.5 arco-minutos. El análisis de componentes principales (ACP) identificó las variables correlacionadas (Cruz-Cárdenas et al. 2014, Flores-Tolentino et al. 2019). Después y para reducir el sesgo por colinearidad, las dos variables con el valor de contribución más alto para cada componente fueron elegidas (Cruz-Cárdenas et al. 2014, Flores-Tolentino et al. 2019). Seis variables fueron seleccionadas para construir los modelos (Tabla S3). MaxEnt v. 3.2 (Phillips et al. 2006) construyó los MNE de T. durangensis con 10 réplicas y un modelo de validación cruzada. El área bajo la curva (AUC) > 0.9 fue utilizada para evaluar los modelos. El modelo con el AUC más alto fue elegido. ArcMap v. 10.0 (Esri 2010) reclasificó los valores de idoneidad del modelo con base en el parámetro Maximum training sensitivity plus specificity.

El MNE fue proyectado a tres escenarios climáticos pasados, para identificar cambios en su distribución histórica. Estos fueron, Holoceno Medio (HM ~ 6 Ka), Último Máximo Glacial (UMG ~ 22 Ka) y Último Interglacial (UI ~ 120-140 Ka). Los modelos de circulación global empleados fueron HadCM3, MIROC-ESM y CCSM4 para el HM y el UMG. Mientras que, para el UI se utilizó MIROC-ESM (www.worldclim.com/paleo-climate1, www.paleoclim.org). La resolución de cada modelo fue 2.5 arco-minutos. Todas las variables fueron cortadas con el polígono de México en ArcMap v. 10.0 (Esri 2010). Por último, calculamos, en km2, el área de distribución estimada para la SMOc, la FVT y la suma de ambas en cada escenario y para cada modelo.

Resultados

Diversidad genética, estructura genética y estructura filogeográfica. El muestreo genético final incluyó secuencias de 55 individuos agrupados en 10 poblaciones. La matriz concatenada de ndhF + rpL32-trnL + 3´trnV-ndhC tuvo una longitud de 2,155 pb (Tabla S1). Los sitios polimórficos (S) y haplotipos totales (H) identificados fueron 32 y nueve, respectivamente. La Hd de Tigridia durangensis fue 0.82, mientras que la π fue 0.00554 (Tabla 1). En las poblaciones de la SMOc, Hd = 0.81 y π = 0.00063. En contraste, las tres poblaciones de la FVT tuvieron un haplotipo (H1) y Hd y π fueron igual a cero. Las poblaciones de la SMOc tuvieron ocho haplotipos (H2-H9). H1 tuvo la frecuencia más alta (16 individuos, 29.1 % del total), seguido de los haplotipos H3 (14 individuos, 25.5 % del total) y H5 (8 individuos, 14.5 % del total). H2 y H6 fueron observados en cuatro individuos, que representaron el 7.3 % del total. A su vez, H8-H9 estuvieron presentes en tres individuos o 5.5 % del total. Por último, un individuo tuvo el haplotipo H7 (1.7 %).

El AMOVA no jerárquico mostró valores significativos de estructura poblacional en Tigridia durangensis (Tabla 2). Las diferencias entre las poblaciones explicaron el 96.69 % de la variación genética. El 3.31 % de la variación fue explicada por las diferencias dentro de las poblaciones. Por su parte, el AMOVA jerárquico demostró que las diferencias entre los grupos fueron la principal fuente de variación (FCT = 0.959, p < 0.01). La diferencia entre poblaciones dentro de los grupos (FSC = 0.602, p < 0.01) explicó el 2.43 % de la variación. Los resultados de SAMOVA evidenciaron estructura genética y geográfica significativa para dos grupos de poblaciones (K = 2), con un valor FCT= 0.959 (p < 0.05; Tabla 2).

Tabla 2 Resultados del análisis de varianza molecular (AMOVA) y del análisis espacial de varianza molecular (SAMOVA). A) Resultados de las pruebas de AMOVA; B) resultados de las pruebas de SAMOVA, K = 2 grupos; df) grados de libertad. 

Fuente de variación df Suma de cuadrados Componentes de la varianza Porcentaje de variación Índice de fijación
A) AMOVA
1. Sin grupos definidos
Entre poblaciones 9 312.440 6.32015 Va 96.69 FST = 0.966 **
Dentro de las poblaciones 45 9.742 0.21648 Vb 3.31
Total 54 322.182 6.53663
2. Dos grupos (FVT y SMOc)
Entre grupos 1 296.541 12.97316 Va 95.97 FCT = 0.959 **
Entre poblaciones dentro de los grupos 8 15.899 0.32811 Vb 2.43 FSC = 0.602 **
Dentro de las poblaciones 45 9.742 0.21648 Vc 1.60 FST = 0.983 **
Total 54 322.182 13.51775
B) SAMOVA K = 2
Entre grupos 1 296.541 12.97316 Va 95.97 FCT = 0.959 *
Entre poblaciones dentro de los grupos 8 15.899 0.32811 Vb 2.43 FSC = 0.602 **
Dentro de las poblaciones 45 9.742 0.21648 Vc 1.60 FST = 0.983 **
Total 54 322.182 13.51775

*p < 0.05; ** p < 0.01; *** p < 0.001

El GST (0.746, se = 0.0986) señaló que Tigridia durangensis está subdividida y FST (0.966, p < 0.01) corroboró la estructura poblacional. La diversidad genética total (hT = 0.870, se = 0.0639; vT = 0.889, se = 0.2035) fue más alta que la diversidad promedio dentro de las poblaciones (hS = 0.221, se = 0.0944; vS = 0.024, se = 0.0106). Al final, los resultados de la prueba de permutación mostraron evidencia significativa de estructura filogeográfica en las poblaciones (NST = 0.973, se = 0.0162 > GST = 0.746, se = 0.0986, p < 0.05).

Relaciones genealógicas e hipótesis filogenéticas. La red de haplotipos mostró una relación entre nueve haplotipos distribuidos en la SMOc y la FVT (Figuras 2, 3A). H3 fue el más frecuente y estuvo relacionado con H2, H4-H9 por una mutación. Por el contrario, H1 tuvo una diferencia de 26 pasos mutacionales con H3. La topología generada por IB fue más robusta y se muestra en la figura 3B. Los haplotipos de Tigridia durangensis fueron agrupados en dos ramas (PP = 0.96, PB = 50; Figura 3B). En otras palabras, hubo una divergencia entre el haplotipo H1 y el clado formado por los haplotipos H2-H9.

Figura 2 Distribución geográfica de las poblaciones y de los haplotipos de Tigridia durangensis. SMOc) Sierra Madre Occidental; FVT) Faja Volcánica Transmexicana. El número junto al gráfico circular corresponde a la población señalada en la Tabla 1

Figura 3 Red y cladograma de haplotipos de Tigridia durangensis con base en las regiones ndhF + rpL32-trnL + 3´trnV-ndhC de ADN de cloroplasto. A) Red de haplotipos, el tamaño de los círculos representa la frecuencia, las líneas entre los haplotipos señalan el número de mutaciones; B) cladograma basado en Inferencia bayesiana, los números sobre los nodos representan las probabilidades posteriores y los porcentajes de bootstrap, respectivamente. H1-H9) haplotipos. 

Demografía histórica. A nivel de especie, los índices D y F S mostraron valores positivos, pero no significativos (Tabla 3). En contraste, D y F S fueron negativos y no significativos para las poblaciones de la SMOc. Mientras que los valores D y F S fueron nulos en la FVT (Tabla 3). Para Tigridia durangensis, el ADDP mostró una distribución observada bimodal (Figura 4A) y unimodal para las poblaciones de la SMOc (Figura 4B). A nivel de especie, el valor de SSD fue significativo, pero r no fue significativo (Tabla 3). Por otro lado, a nivel de grupos de poblaciones, estos fueron significativos para la SMOc (Tabla 3). Los gráficos de líneas de cielo bayesianas de T. durangensis con tasas de sustitución 1.1 × 10-9 y 1.6 × 10-9 sustituciones/nucleótido/año tuvieron tendencias similares y mostraron un periodo de estabilidad ~2.5-0.5 Ma, seguido de un cuello de botella ~ 0.1 Ma (Figura 5A, B). A nivel de grupos de poblaciones, el Ne en la SMOc fue estable en ~ 0.08 Ma (Figura 5C, D). Por el contrario, el ADDP y el Ne en la FVT mostraron valores nulos.

Tabla 3 Resumen estadístico del análisis demográfico de Tigridia durangensis. FVT) Faja Volcánica Transmexicana; SMOc) Sierra Madre Occidental; N) número de individuos; S) número de sitios polimórficos; H) número de haplotipos; Hd) diversidad haplotípica; π) diversidad nucleotídica; D) D de Tajima; FS) FS de Fu; SSD) suma de distancias cuadradas; r) índice de irregularidad de Harpending. 

Índice FVT SMOc Especie
N 16 39 55
S 0 6 32
H 1 8 9
Hd 0 0.81 0.82
π 0 0.00063 0.00554
D - -0.13164
p = 0.4875
2.33106
p = 0.9494
FS - -2.22895
p = 0.1067
10.88315
p = 1
SSD - 0.00761 ***
p = 0.0000
0.09075 *
p = 0.0194
r - 0.10015 ***
p = 0.0000
0.06405
p = 0.2448

*p < 0.05; ** p < 0.01; *** p < 0.001

Figura 4 Gráfico de distribución de diferencias pareadas de Tigridia durangensis. A) Todas las poblaciones; B) poblaciones de la Sierra Madre Occidental. La línea gris representa el crecimiento poblacional esperado, la línea negra representa el crecimiento poblacional observado. 

Figura 5 Gráficos de líneas de cielo bayesianas de Tigridia durangensis. A) Todas las poblaciones con tasa de sustitución 1.1 × 10-9 sustituciones/nucleótido/año; B) todas las poblaciones con tasa de sustitución 1.6 × 10-9 sustituciones/nucleótido/año; C) poblaciones de la Sierra Madre Occidental con tasa de sustitución 1.1 × 10-9 sustituciones/nucleótido/año; D) poblaciones de la Sierra Madre Occidental con tasa de sustitución 1.6 × 10-9 sustituciones/nucleótido/año. La línea azul en el centro representa el valor medio del tamaño efectivo de la población a través del tiempo, las áreas sombreadas representan el intervalo de confianza del 95 %. 

Paleodistribución. El MNE fue estimado con 52 registros (Tabla S2). Con base en el ACP, los primeros tres componentes explicaron el 95 % de la variación. Las variables bioclimáticas BIO05, BIO06, BIO09, BIO11, BIO12 y BIO18 fueron utilizadas para construir el MNE (Tabla S3). El MNE mostró cambios en el área de distribución de Tigridia durangensis. Contracciones y expansiones del área predicha fueron observadas en los diferentes escenarios climáticos (Figuras 6, 7; Tabla 4). El área de distribución estimada en el UI fue mayor que en los otros periodos (Figura 7B). Durante el UMG hubo una disminución del área estimada con respecto al UI (Figura 7B; Tabla 4). Mientras que, durante el HM ocurrió un incremento en el área estimada a lo largo de la FVT, así como en la parte sur de la SMOc (Figura 7B; Tabla 4). En el Presente, el área de distribución estimada fue menor que en cualquier otro escenario (Figura 7B; Tabla 4).

Figura 6 Modelos de nicho ecológico de Tigridia durangensis. A) Provincias biogeográficas de la Zona de Transición Mexicana, FVT-Faja Volcánica Transmexicana, SMOc-Sierra Madre Occidental, SMOr-Sierra Madre Oriental, SMS-Sierra Madre del Sur, TACh-Tierras altas de Chiapas; B) área estimada para el presente; C-E) Holoceno Medio (~ 6 Ka); F-H) Último Máximo Glacial (~ 21 Ka); I) Último Interglacial (~ 120-140 Ka). Los puntos amarillos representan los sitios de registro, los puntos azules representan los sitios de colecta. 

Figura 7 Área de distribución estimada de Tigridia durangensis en los diferentes escenarios climáticos. A) Área de congruencia entre modelos. B) Tendencias del área en los diferentes escenarios. P) Presente, HM) Holoceno Medio (~ 6 Ka), UMG) Último Máximo Glacial (~ 21 Ka), UI) Último Interglacial (~ 120-140 Ka), C) Área de congruencia en los cuatro escenarios. 

Tabla 4 Superficie estimada de Tigridia durangensis en los diferentes escenarios climáticos. FVT) Faja Volcánica Transmexicana; SMOc) Sierra Madre Occidental. 

Escenario FVT (km2) SMOc (km2) Suma (km2)
Presente 8,184 23,569 31,753
Holoceno Medio 15,692 33,436 49,128
CCSM 22,970 37,260 60,230
HadCM3 19,130 54,421 73,550
MIROC-ESM 30,618 53,188 83,805
Último Máximo Glacial 8,527 23,816 32,343
CCSM4 19,026 35,025 54,051
HadCM3 18,568 31,814 50,382
MIROC-ESM 21,663 64,222 85,885
Último Interglacial 26,438 55,640 82,078

Discusión

En Tigridia durangensis el valor de π (0.00554) fue bajo. Las hipótesis filogenéticas generadas por Goldblatt et al. (2008) sugieren una radiación adaptativa del grupo hace 15 Ma. En otras palabras, el grupo experimentó una especiación rápida. La irregularidad topográfica y la variación climática en la ZTM facilitaron el proceso. En contraste, el valor de Hd (0.826) fue alto y puede explicarse por el aislamiento y ausencia de flujo génico entre las poblaciones de la SMOc y la FVT. En T. durangensis, los valores de π y Hd son comparables con los observados en Iris dichotoma Pall e I. loczyi Kanitz (Zhang et al. 2020, 2021). En general, la diversidad genética en T. durangensis fue baja.

Por otro lado, los resultados del AMOVA, bajo un modelo jerárquico y no jerárquico, evidenciaron diferenciación genética significativa entre las poblaciones de la FVT y SMOc (Tabla 2). Los resultados del AMOVA y del SAMOVA fueron congruentes e indicaron la presencia de dos grupos (Tabla 2). El AMOVA reflejó la correlación de la diversidad haplotípica a diferentes niveles de subdivisión jerárquica (Excoffier et al. 1992). Cuando una especie muestra estructura, la diversidad haplotípica y el número de sitios segregantes aumentará dentro de las poblaciones muestreadas (Slatkin 1987). La evidencia sugirió que las poblaciones de la FVT y SMOc son grupos genéticos distintos. Más aún, el valor de FST (0.966) mostró ausencia de flujo de genes entre ambas (Tabla 2). En Tigridia durangensis, las corrientes de agua dispersan las semillas. Considerando que la herencia del plastoma es maternal y Tigridia es alogama, se puede interpretar que no existe flujo de semillas entre las poblaciones de la FVT y la SMOc.

Los valores de GST (0.746) y FST (0.966) en Tigridia durangensis indicaron estructura poblacional (Tabla 2). Así mismo, la prueba de permutación [NST (0.973) > GST (0.746)] fue estadísticamente significativa. De acuerdo con Pons & Petit (1996), cuando NST > GST existe estructura filogeográfica. Los resultados apoyan la hipótesis que la complejidad topográfica de la ZTM ha influido en la estructura genética y filogeográfica de las poblaciones de T. durangensis. En Iridaceae, Zhang et al. (2020) encontraron estructura poblacional y filogeográfica en Iris dichotoma. Los autores proponen que su diversidad y estructura genética fueron ocasionadas por la orogenia de las zonas de contacto entre montañas. Un patrón similar, donde la formación de montañas ocasionó estructura genética entre poblaciones se presenta en Pinus strobiformis Engelm. (Moreno-Letelier & Piñero 2009), Hunnemannia fumariifolia (Sosa et al. 2009), Nolina parviflora (Ruiz-Sanchez & Specht 2013) y Lycianthes moziniana (Anguiano-Constante et al. 2021).

Los haplotipos en la red de Tigridia durangensis y el cladograma formaron dos grupos (Figura 3). El primero, distribuido en la SMOc incluyó a H2-H9 (Figuras 2, 3). H3 fue el más frecuente y por lo tanto el ancestral, y fue relacionado con el resto por una mutación. El segundo grupo incluyó a H1, localizado en la FVT (Figura 2). H1 conectó a H3 por 26 pasos mutacionales (Figura 3A). Esto es apoyado por el valor de FST (0.966), el cual refleja la ausencia de haplotipos compartidos entre los grupos. Asimismo, los múltiples pasos que separaron al haplotipo de la FVT de los de la SMOc sugieren que estas poblaciones fueron aisladas por un evento de separación histórico (Avise 2000). Al respecto, Ruiz-Sanchez & Specht (2013) mencionan que el surgimiento de la FVT separó a los linajes de Nolina parviflora.

Los resultados de las pruebas de neutralidad en Tigridia durangensis fueron contrastantes a nivel de especie y sus poblaciones en la SMOc. A nivel de especie, los valores de D y Fs fueron positivos y sugieren un cuello de botella. Sin embargo, no fueron estadísticamente significativos y se infiere un Ne constante. Por otro lado, los mismos índices para las poblaciones de la SMOc tuvieron valores negativos, pero no significativos. Esto sugiere estabilidad del tamaño poblacional (Tabla 3). De forma similar, el índice SSD fue estadísticamente significativo en T. durangensis y SMOc. En consecuencia, no hubo crecimiento. Caso contrario, en la SMOc, el valor de r fue significativo y se puede interpretar como un crecimiento poblacional reciente. Por último, a nivel de especie los valores positivos y no significativos para r sugieren una estabilidad poblacional.

El ADDP generó un gráfico bimodal en Tigridia durangensis (Figura 4A). Esto refleja la estructura de la red de haplotipos. La primera curva indica dos diferencias pareadas entre los haplotipos del haplogrupo en la SMOc. En contraste, la segunda curva representa 26 diferencias entre los haplotipos de la SMOc y el haplotipo de la FVT. De acuerdo con Avise (2000), el ADDP bimodal sugiere que las poblaciones de la SMOc y de la FVT fueron separadas por un evento histórico. Los resultados son similares a los observados por Hoffmann et al. (2003), Miller et al. (2006) y Horne et al. (2008), quienes sugieren que la separación de las poblaciones ocasionada por barreras geográficas conduce a la formación de linajes independientes. Por el contrario, el ADDP de las poblaciones de la SMOc generó una distribución unimodal a la izquierda, lo que indica expansión poblacional reciente (Figura 4B). En conclusión, los índices D, FS y SSD sugieren equilibrio poblacional en T. durangensis.

Los gráficos de líneas de cielo bayesianas mostraron que el Ne de Tigridia durangensis fue estable durante la mayor parte del Pleistoceno y experimentó un cuello de botella en el pasado reciente (Figura 5A-B). En contraste, el Ne de las poblaciones de la SMOc fue estable (Figura 5C-D). Los resultados fueron congruentes con las pruebas de neutralidad a nivel de especie y con las poblaciones de la SMOc. Esto indica equilibrio poblacional.

En los MNE se encontró que dos variables están relacionadas con precipitación (BIO12 y BIO18), dos con temperaturas cálidas (BIO5 y BIO9) y dos con temperaturas frías (BIO6, BIO11). Tigridia durangensis es una geófita y se ha documentado que las plantas con este hábito tienen rangos térmicos amplios y son resistentes a precipitaciones bajas (Sosa & Loera 2017, Howard et al. 2020). Tigridia durangensis crece en sitios con temperaturas templadas y semifrías y precipitaciones que oscilan entre 600-1,200 mm. El periodo de lluvias favorece su crecimiento vegetativo, pero está adaptada a condiciones de sequía a lo largo del año ya que tiene bulbos que le permiten tolerar la época de estiaje.

El MNE mostró que Tigridia durangensis tiene una distribución disyunta en la ZTM (Figura 6b). Los resultados sugieren que la distribución disyunta de T. durangensis resultó de la formación de la FVT. La SMOc concentró la mayor diversidad genética, lo que representa un área de estabilidad medioambiental en los distintos escenarios climáticos (Figura 7). Las áreas geográficas con diversidad genética alta forman refugios y son caracterizados por la presencia de condiciones ecológicas estables durante las fluctuaciones climáticas (Gong et al. 2008).

Los distintos escenarios climáticos mostraron expansiones y contracciones (Figura 6, Tabla 4). Tigridia durangensis crece en llanos estacionalmente inundables dentro del bosque de coníferas. Este tipo de vegetación es favorecido por suelos ácidos de origen volcánico, está ampliamente distribuido en climas secos a subhúmedos con temperaturas anuales que varían entre 6-28 °C (Lozano-García et al. 2019). En el centro de México, las variaciones de humedad y temperatura previas al UMG provocaron fluctuaciones en los bosques de Pinus L. De acuerdo con el registro palinológico, estos aumentaron su cobertura cuando las condiciones fueron frías y secas, la disminuyeron cuando fueron más húmedas (~ 21 Ka) y la aumentaron cuando el clima fue templado y seco (~ 19 Ka; Metcalfe et al. 2000). En el UMG las condiciones húmedas y frías provocaron fluctuaciones del área de distribución de Alnus Mill., Quercus L. y Pinus (Metcalfe et al. 2000). Durante el Holoceno, la temperatura aumentó y el Holoceno Temprano fue húmedo (Lozano-García et al. 2019). En contraste, el HM tuvo periodos de sequía que favorecieron el incremento del bosque de Quercus. Finalmente, los intervalos de sequía y la actividad humana y agrícola en el Holoceno Tardío (~ 3 Ka) han reducido el bosque de Pinus. Por otra parte, el norte de México tuvo condiciones frías y húmedas en el Pleistoceno Tardío y el Holoceno Temprano. Mientras que, el HM fue cálido y húmedo (Metcalfe et al. 2000). Las poblaciones de T. durangensis de la FVT crecen en la Cuenca del Lago de Cuitzeo. De acuerdo con Caballero et al. (2010), en esta zona hubo descenso de temperatura y condiciones de sequía durante el UMG, lo que provocó la disminución del área de distribución de T. durangensis.

Tigridia durangensis tiene una distribución disyunta en la ZTM, la cual fue constante en los escenarios climáticos pasados. El AMOVA, SAMOVA, la red de haplotipos, el cladograma y el ADDP indicaron que las poblaciones de la FVT y la SMOc son linajes distintos. Por lo anterior, se sugiere que los procesos orogénicos y el volcanismo de la FVT causaron el cuello botella y la interrupción del flujo genético entre los haplogrupos.

Material suplementario

El material suplementario de este artículo se puede consultar aquí: https://doi.org/10.17129/botsci.3003

Material suplementario

Agradecimientos

El primer autor (CVU 1002142) agradece al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología por la beca otorgada (747897). Arturo Castro-Castro, Marco Anguiano-Constante, Heriberto Ávila-González y Virginia Ramírez-Cruz ayudaron en el trabajo de campo. Jesús Gónzalez-Gallegos contribuyó con fotografías de Tigridia durangensis. Agradecemos a Mollie Harker y Juan José Morrone Lupi por los comentarios para mejorar el manuscrito. Gracias a los curadores y personal de los herbarios consultados.

Literatura citada

Anguiano-Constante MA, Zamora-Tavares P, Ruiz-Sanchez E, Dean E, Rodríguez A, Munguía-Lino G. 2021. Population differentiation and phylogeography in Lycianthes moziniana (Solanaceae: Capsiceae), a perennial herb endemic to the Mexican Transition Zone. Biological Journal of the Linnean Society 132: 359-373. DOI: https://doi.org/10.1093/biolinnean/blaa198 [ Links ]

Avise JC. 2000. Phylogeography: the history and formation of species. Inglaterra, Londres: President and Fellows of Harvard College. ISBN: 0-674-66638-0 [ Links ]

Boratyn GM, Camacho C, Cooper PS, Coulouris G, Fong A, Ma N, Madden TL, Matten WT, McGinnis SD, Merezhuk Y, Raytselis Y, Sayers EW, Tao T, Ye J, Zaretskaya I. 2013. BLAST: a more efficient report with usability improvements. Nucleic Acids Research 41: W29-W33. DOI: https://doi.org/10.1093/nar/gkt282 [ Links ]

Caballero M, Lozano-García S, Vázquez-Selem L, Ortega B. 2010. Evidencias de cambio climático y ambiental en registros glaciales y en cuencas lacustres del centro de México durante el último máximo glacial. Boletín de la Sociedad Geológica Mexicana 62: 359-377. [ Links ]

Chauveau O, Eggers L, Souza-Chies TT, Nadot S. 2012. Oil-producing flowers within the Iridoideae (Iridaceae): evolutionary trends in the flowers of the New World genera. Annals of Botany 110: 713-729. DOI: https://doi.org/10.1093/aob/mcs134 [ Links ]

Cruden RW. 1968. Three new species of Tigridia (Iridaceae) from Mexico. Brittonia 20: 314-320. DOI: https://doi.org/10.2307/2805688 [ Links ]

Cruz-Cárdenas G, López-Mata L, Villaseñor JL, Ortiz E. 2014. Potential species distribution modeling and the use of principal component analysis as predictor variables. Revista Mexicana de Biodiversidad 85: 189-199. DOI: https://doi.org/10.7550/rmb.36723 [ Links ]

Domínguez-Domínguez O, Vázquez-Domínguez E. 2009. Filogeografía: aplicaciones en taxonomía y conservación. Animal Biodiversity and Conservation 32: 59-70. [ Links ]

Doyle JJ, Doyle JL. 1987. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochemical Bulletin 19: 11-15. [ Links ]

Dunpaloup I, Schneider S, Excoffier L. 2002. A simulated annealing approach to define the genetic structure of population. Molecular Ecology 11: 2571-2581. DOI: https://doi.org/10.1046/j.1365-294X.2002.01650.x [ Links ]

Edgar RC. 2004. MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput. Nucleic Acids Research 32: 1792-1797. DOI: https://doi.org/10.1093/nar/gkh340 [ Links ]

Espejo-Serna A, López-Ferrari AR. 1996. Comentarios florístico-ecológicos sobre las iridáceas mexicanas. Acta Botanica Mexicana 34: 25-47. DOI: https://doi.org/10.21829/abm34.1996.948 [ Links ]

Espejo-Serna A, López-Ferrari AR. 1998. Iridaceae. Flora de Veracruz 105: 1-58. [ Links ]

Espejo-Serna A, López-Ferrari AR, Ceja J. 2010. Iridaceae. Flora del bajío y de regiones adyacentes 166: 1-81. [ Links ]

Esri [Environmental Systems Research Institute]. 2010. ArcGIS 10.0. Redlands, California. [ Links ]

Excoffier L, Lischer HEL. 2010. Arlequin suite ver 3.5: a new series of programs to perform population genetics analyses under Linux and Windows. Molecular Ecology Resources 10: 5645-567. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1755-0998.2010.02847.x [ Links ]

Excoffier L, Smouse PE, Quattro JM. 1992. Analysis of molecular variance inferred from metric distances among DNA haplotypes: application to human mitochondrial DNA restriction data. Genetics 131: 479-491. DOI: https://doi.org/10.1093/genetics/131.2.479 [ Links ]

Ferrari L, Orozco-Esquivel T, Manea V, Manea M. 2012. The dynamic history of the Trans-Mexican Volcanic Belt and the Mexico subduction zone. Tectonophysics 522-523: 122-149. DOI: https://doi.org/10.1016/j.tecto.2011.09.018 [ Links ]

Ferrusquía-Villafranca I. 1993. Geología de México: una sinopsis. In: Ramamoorthy TP, Bye R, Lot A, Fa M, eds. Diversidad biológica de México: orígenes y distribución. DF: Instituto de Biología, pp. 3-107. ISBN: 968-36-6588-8 [ Links ]

Fick SE, Hijmans RJ. 2017. Worldclim 2: New 1-km spatial resolution climate surfaces for global land areas. International Journal of Climatology 37: 4302-4315. DOI: https://doi.org/10.1002/joc.5086 [ Links ]

Flores-Tolentino M, Ortiz E, Villaseñor JL. 2019. Ecological niche models as a tool for estimating the distribution of plant communities. Revista Mexicana de Biodiversidad 90: e902829. DOI: https://doi.org/10.22201/ib.20078706e.2019.90.2829 [ Links ]

Fu XY. 1997. Statistical tests of neutrality of mutations against population growth, hitchhiking and background selection. Genetics 147: 915-925. [ Links ]

Funk VA, Gostel M, Devine A, Kelloff CL, Wurdack K, Tuccinardi C, Radosavljevic A, Peters M, Coddington J. 2017. Guidelines for collection vouchers and tissues intended for genomic work (Smithsonian Institution): Botany Best Practices. Biodiversity Data Journal 5: e11625. DOI: https://doi.org/10.3897/BDJ.5.e11625 [ Links ]

Goldblatt P. 2015. New and Validated Combinations in Tigridia (Iridaceae: Tigridieae). Novon: A Journal for Botanical Nomenclature 24: 14-15. DOI: https://doi.org/10.3417/2014016 [ Links ]

Goldblatt P, Manning JC. 2008. The Iris Family: Natural History and Classification. Oregon: Timber Press. ISBN: 978-088-1928-97-6 [ Links ]

Goldblatt P, Rodríguez A, Powell MP, Davies TJ, Manning JC, Van der Bank M, Savolainen V. 2008. Iridaceae ‘out of Australasia’? Phylogeny, biogeography, and divergence time based on plastid DNA sequences. Systematic Botany 33: 495-508. DOI: https://doi.org/10.1600/036364408785679806 [ Links ]

Gómez-Tuena A, Orozco-Esquivel MT, Ferrari L. 2005. Petrogénesis ígnea de la Faja Volcánica Transmexicana. Boletín de La Sociedad Geológica Mexicana 57: 227-283. DOI: https://doi.org/10.18268/bsgm2005v57n3a2 [ Links ]

Gong W, Chen C, Dobeš C, Fu C-X, Koch MA. 2008. Phylogeography of a living fossil: Pleistocene glaciations forced Ginkgo biloba L. (Ginkgoaceae) into two refuge areas in China with limited subsequent postglacial expansion. Molecular Phylogenetics and Evolution 48: 1094-1105. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ympev.2008.05.003 [ Links ]

Gutiérrez-Ortega JS, Salinas-Rodríguez MM, Martínez JF, Molina-Freaner F, Pérez-Farrera MA, Vovides AP, Matsuki Y, Suyama Y, Ohsawa TA, Watano Y, Kajita T. 2018. The phylogeography of the cycad genus Dioon (Zamiaceae) clarifies its Cenozoic expansion and diversification in the Mexican transition zone. Annals of Botany 121: 535-548. DOI: https://doi.org/10.1093/aob/mcx165 [ Links ]

Halffter G. 1987. Biogeography of the montane entomofauna of Mexico and Central America. Annual Review of Entomology 32: 95-114. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev.en.32.010187.000523 [ Links ]

Halffter G, Morrone JJ. 2017. An analytical review of Halffter’s Mexican transition zone, and its relevance for evolutionary biogeography, ecology and biogeographical regionalization. Zootaxa 4226: 1-46. DOI: https://doi.org/10.11646/zootaxa.4226.1.1 [ Links ]

Harpending HC. 1994. Signature of ancient populations growth in a low-resolutions mitochondrial DNA mismatch distribution. Human Biology 66: 591-600. [ Links ]

Hermogenes De Mendonça L, Ebach MC. 2020. A review of transition zones in biogeographical classification. Biological Journal of the Linnean Society 131: 717-736. DOI: https://doi.org/10.1093/biolinnean/blaa120 [ Links ]

Hewitt G. 2000. The genetic legacy of the Quaternary ice ages. Nature 405: 907-913. DOI: https://doi.org/10.1038/35016000 [ Links ]

Hoffmann FG, Owen JG, Baker RJ. 2003. mtDNA perspective of chromosomal diversification and hybridization in Peters’ tent‐making bat (Uroderma bilobatum: Phyllostomidae). Molecular Ecology 12: 2981-2993. DOI: https://doi.org/10.1046/j.1365-294x.2003.01959.x [ Links ]

Horne JB, van Herwerden L, Choat JH, Robertson DR. 2008. High population connectivity across the Indo-Pacific: Congruent lack of phylogeographic structure in three reef fish congeners. Molecular Phylogenetics and Evolution 49: 629-638. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ympev.2008.08.023 [ Links ]

Howard CC, Landis JB, Beaulieu JM, Cellinese N. 2020. Geophytism in monocots leads to higher rates of diversification. New Phytologist 225: 1023-1032. DOI: https://doi.org/10.1111/nph.16155 [ Links ]

Jetz W, Rahbek C, Colwell RK. 2004. The coincidence of rarity and richness and the potential signature of history in centres of endemism. Ecology Letters 7: 1180-1191. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1461-0248.2004.00678.x [ Links ]

Jin J, Yang J. 2020. BDcleaner: a workflow for cleaning taxonomic and geographic errors in occurrence data archived in biodiversity databases. Global Ecology and Conservation 21: e00852. DOI: https://doi.org/10.1016/j.gecco.2019.e00852 [ Links ]

Leigh JW, Bryant D. 2015. POPART: full-feature software for haplotype network construction. Methods in Ecology and Evolution 6: 1110-1116. DOI: https://doi.org/10.1111/2041-210X.12410 [ Links ]

Loveless MD, Hamrick JL. 1984. Ecological determinants of genetic structure in plant populations. Annual Review of Ecology and Systematics 15: 65-95. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev.es.15.110184.000433 [ Links ]

Lozano-García S, Caballero M, Ortega-Guerrero B, Sosa-Nájera S. 2019. Insights into the Holocene Environmental History of the Highlands of Central Mexico. In: Torrescano-Valle N, Islebe G, Roy P, eds. The Holocene and Anthropocene Environmental History of Mexico, A Paleocological approach on Mesoamerica. Switzerland: Springer Nature, pp. 97-114. DOI: https://doi.org/10.1007/978-3-030-31719-5_6 [ Links ]

Mastretta-Yanes A, Moreno-Letelier A, Piñero D, Jorgensen TH, Emerson BC. 2015. Biodiversity in the Mexican highlands and the interaction of geology, geography and climate within the Trans-Mexican Belt. Journal of Biogeography 42: 1586-1600. DOI: https://doi.org/10.1111/jbi.12546 [ Links ]

Metcalfe SE, O’Hara SL, Caballero M, Davies SJ. 2000. Records of Late Pleistocene-Holocene climatic change in Mexico-a review. Quaternary Science Reviews 19: 699-721. [ Links ]

Miller MP, Bellinger MR, Forsman ED, Haig SM. 2006. Effects of historical climate change, habitat connectivity, and vicariance on genetic structure and diversity across the range of the red tree vole (Phenacomys longicaudus) in the Pacific Northwestern United States. Molecular Ecology 15: 145-159. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1365-294x.2005.02765.x [ Links ]

Molseed E. 1970. The genus of Tigridia (Iridaceae) of Mexico and Central America. Publications in botany 54. USA: University of California Publications in Botany. [ Links ]

Moreno-Letelier A, Piñero D. 2009. Phylogeographic structure of Pinus strobiformis Engelm. across the Chihuahuan Desert filter-barrier. Journal of Biogeography 36: 121-131. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1365-2699.2008.02001.x [ Links ]

Morrone JJ. 2019. Regionalización biogeográfica y evolución biótica de México: encrucijada de la biodiversidad del Nuevo Mundo. Revista Mexicana de Biodiversidad 90: e902980. DOI: http://dx.doi.org/10.22201/ib.20078706e.2019.90.2980 [ Links ]

Morrone JJ, Escalante T, Rodríguez-Tapia G. 2017. Mexican biogeographic provinces: Map and shapefiles. Zootaxa 4277: 277-279. DOI: http://doi.org/10.11646/zootaxa.4277.2.8 [ Links ]

Müller J, Müller K, Neinhuis C, Quandt D. 2020. PhyDE®-Phylogenetic Data Editor. http://www.phyde.de/index.html (accessed July 28, 2019). [ Links ]

Munguía-Lino G. 2016. Biogeografía cladística de la tribu Tigridieae (Iridaceae) en Norteamérica. PhD Thesis. Universidad de Guadalajara. [ Links ]

Munguía-Lino G, Vargas-Amado G, Vázquez-García LM, Rodríguez A. 2015. Riqueza y distribución geográfica de la tribu Tigridieae (Iridaceae) en Norteamérica. Revista Mexicana de Biodiversidad 86: 80-98. DOI: http://dx.doi.org/10.7550/rmb.44083 [ Links ]

Munguía-Lino G, Vargas-Ponce O, Rodríguez A. 2017. Tigridieae (Iridaceae) in North America: floral diversity, flower preservation methods and keys for the identification of genera and species. Botanical Sciences 95: 473-502. DOI: https://doi.org/10.17129/botsci.727 [ Links ]

Phillips SJ, Anderson RP, Schapire RE. 2006. Maximum entropy modeling of species geographic distribution. Ecological Modelling 190: 231-259. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ecolmodel.2005.03.026 [ Links ]

Pons P, Petit RJ. 1996. Measuring and testing genetic differentiation with ordered versus unordered alleles. Genetics 144: 1237-1245. DOI: https://doi.org/10.1093/genetics/144.3.1237 [ Links ]

Posada D. 2008. jModelTest: Phylogenetic Model Averaging. Molecular Biology and Evolution 25: 1253-1256. DOI: https://doi.org/10.1093/molbev/msn083 [ Links ]

Rahbek C, Borregaard MK, Colwell RK, Dalsgaard B, Holt BG, Morueta-Holme N, Nogues-Bravo D, Whittaker RJ, Fjeldså J. 2019. Humboldt’s enigma: What causes global patterns of mountain biodiversity? Science 365: 1108-1113. DOI: https://doi.org/10.1126/science.aax0149 [ Links ]

Ravenna PF. 1977. Neotropical species threatened and endangered by human activity in the Iridaceae, Amaryllidaceae and allied bulbous families. In: Prance GT, Elias TS, eds. Extinction is Forever. New York: New York Botanical Garden, pp. 257-266. [ Links ]

Rodríguez A. 1999. Molecular and morphological systematics of the “Tiger-flower” group (tribe Tigridieae: Iridaceae), biogeography and evidence for the adaptive radiation of the subtribe Tigridiinae. PhD Thesis. University of Wisconsin. [ Links ]

Rodríguez A, Sytsma KJ. 2006. Phylogenetics of the "Tiger-flower" group (Tigridieae: Iridaceae): molecular and morphological evidence. Aliso 22: 412-424. DOI: https://doi.org/10.5642/aliso.20062201.33 [ Links ]

Romero-Soler KJ, Ramírez-Morillo IM, Ruiz-Sanchez E, Hornung-Leoni CT, Carnevali G. 2021. Historical biogeography and comparative phylogeography of the Mexican genus Bakerantha (Bromeliaceae): insights into evolution and diversification. Botanical Journal of the Linnean Society boab084. DOI: https://doi.org/10.1093/botlinnean/boab084 [ Links ]

Ronquist F, Teslenko M, van der Mark P, Ayres DL, Darling A, Höhna S, Larget B, Liu L, Suchard MA, Huelsenbeck JP. 2012. MrBayes 3.2: Efficient Bayesian phylogenetic inference and model selection across a large model space. Systematic Biology 61: 539-542. DOI: https://doi.org/10.1093/sysbio/sys029 [ Links ]

Rozas J, Ferrer-Mata A, Sánchez-DelBarrio JC, Guirao-Rico S, Librado P, Ramos-Onsins SE, Sánchez-Gracia A. 2017. DnaSP 6: DNA sequence polymorphism analysis of large data sets. Molecular Biology and Evolution 34: 3299-3302. DOI: https://doi.org/10.1093/molbev/msx248 [ Links ]

Ruiz-Sanchez E, Specht CD. 2013. Influence of the geological history of the Trans-Mexican Volcanic Belt on the diversification of Nolina parviflora (Asparagaceae: Nolinoideae). Journal of Biogeography 40: 1336-1347. DOI: https://doi.org/10.1111/jbi.12073 [ Links ]

Schaal BA, Hayworth DA, Olsen KM, Rauscher JT, Smith WA. 1998. Phylogeographic studies in plants: problems and prospects. Molecular Ecology 7: 465-474. DOI: https://doi.org/10.1046/j.1365-294x.1998.00318.x [ Links ]

Shaw J, Lickey EB, Schilling EE, Small RL. 2007. Comparison of whole chloroplast genome sequences to choose noncoding regions for phylogenetic studies in angiosperms: the tortoise and the hare III. American Journal of Botany 94: 275-288. DOI: https://doi.org/10.3732/ajb.94.3.275 [ Links ]

Shaw J, Shafer HL, Leonard OR, Kovach MJ, Schorr M, Morris AB. 2014. Chloroplast DNA sequence utility for the lowest phylogenetic and phylogeographic inferences in angiosperm: the tortoise and the hare IV. American Journal of Botany 101: 1987-2004. DOI: https://doi.org/10.3732/ajb.1400398 [ Links ]

Slatkin M. 1987. The average number of sites separating DNA sequences drawn from a subdivided population. Theoretical Population Biology 32: 42-49. DOI: https://doi.org/10.1016/0040-5809(87)90038-4 [ Links ]

Sosa V, Loera I. 2017. Influence of current climate, historical climate stability and topography on species richness and endemism in Mesoamerican geophyte plants. Peer J 5: e3932. DOI: https://doi.org/10.7717/peerj.3932 [ Links ]

Sosa V, Ruiz-Sanchez E, Rodriguez-Gomez FC. 2009. Hidden phylogeographic complexity in the Sierra Madre Oriental: the case of the Mexican tulip poppy Hunnemannia fumariifolia (Papaveraceae). Journal of Biogeography 36: 18-27. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1365-2699.2008.01957.x [ Links ]

Suchard MA, Lemey P, Baele G, Ayres DL, Drummond AJ, Rambaut A. 2018. Bayesian phylogenetic and phylodynamic data integration using BEAST 1.10. Virus Evolution 4: vey016. DOI: https://doi.org/10.1093/ve/vey016 [ Links ]

Tajima F. 1989. Statistical method for testing the neutral mutation hypothesis by DNA polymorphism. Genetics 123: 585-595. DOI: https://doi.org/10.1093/genetics/123.3.585 [ Links ]

Thiers B. 2019. Index herbariorum: a global directory of public herbaria and associated staff. New York Botanical Garden’s Virtual Herbarium. http://sweetgum.nybg.org/science/ih/ (accessed July 28, 2019). [ Links ]

Ulloa C, Acevedo-Rodríguez P, Beck S, Belgrano MJ, Bernal R, Berry PE, Brako L, Celis M, Davidse G, Forzza RC, Gradstein SR, Hokche O, León B, León-Yánez S, Magill RE, Neill DA, Nee M, Raven PH, Stimmel H, Strong MT, Villaseñor JL, Zarucchi JL, Zuloaga FO, Jørgensen PM. 2017. An integrated assessment of the vascular plant species of the Americas. Science 358: 1614-1617. DOI: https://doi.org/10.1126/science.aao0398 [ Links ]

Villaseñor JL. 2016. Check list of the native vascular plants of Mexico. Revista Mexicana de Biodiversidad 87: 559-902. DOI: https://dx.doi.org/10.1016/j.rmb.2016.06.017 [ Links ]

Wolfe KH, Li WH, Sharp PM. 1987. Rates of nucleotide substitution vary greatly among plant mitochondrial, chloroplast, and nuclear DNAs. Proceedings of the National Academy of Sciences 84: 9054-9058. DOI: https://dx.doi.org/10.1073/pnas.84.24.9054 [ Links ]

Zhang G, Wang Z, Wu H, Sun M. 2020. Chloroplast phylogeography of Iris dichotoma (Iridaceae), a widespread herbaceous species in East Asia. Nordic Journal of Botany 38: e02888. DOI: https://doi.org/10.1111/njb.02888 [ Links ]

Zhang G, Han Y, Wang H, Wang Z, Xiao H, Sun M. 2021. Phylogeography of Iris loczyi (Iridaceae) in Qinghai-Tibet Plateau revealed by chloroplast DNA and microsatellite markers. AoB PLANTS. DOI: https://doi.org/10.1093/aobpla/plab070 [ Links ]

Zwickl DJ. 2006. Genetic algorithm approaches for the phylogenetic analysis of large biological sequence datasets under the maximum likelihood criterion. PhD Thesis. University of Texas. [ Links ]

Recibido: 30 de Julio de 2021; Aprobado: 17 de Febrero de 2022; Publicado: 13 de Junio de 2022

*Autor para correspondencia: gmlinno@gmail.com

Editor de sección: Martha Martínez Gordillo

Contribución de los autores: JDLP realizó trabajo de campo, de laboratorio y escribió el manuscrito. AR realizó trabajo de campo, escribió y revisó el manuscrito. ERS asesoró en el análisis de datos y revisó el manuscrito. PZT apoyó en el trabajo de laboratorio y revisó el manuscrito. GML diseñó la investigación, realizó trabajo de campo, examinó ejemplares de herbario, escribió y revisó el manuscrito.

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