Composición del aceite de semilla de uva

La composición de ácidos grasos del ASU se determinó en un cromatógrafo de gases (G1530A, Agilent, EUA) equipado con una torreta de inyección automática (modelo 7683B), un detector de ionización de flama y una columna CP-Sil 88 (100 m × 0.25 mm × 0.39 mm). La temperatura inicial de la columna fue de 90 °C e incrementó hasta 165 °C (20 °C·min^-1). La temperatura se mantuvo constante durante 1 min y después incrementó hasta 225 °C (1.5 °C·min^-1). El gas acarreador fue helio con un flujo de 0.7 mL·min^-1, y como estándar interno se utilizó metiltridecanoato (C13:0).

Extracción de pectina de tejocote

La extracción de pectina de las accesiones (PT55 y PT100) se realizó de acuerdo con el método propuesto por ^{Cuevas-Bernardino et al. (2016)}, con algunas modificaciones. Se mezclaron 100 g de pulpa de los frutos de tejocote con 1 000 mL de HCl 0.1 N, a 85 ( 1 °C durante 60 min y agitación constante. El extracto resultante se enfrió a temperatura ambiente y se filtró con papel Whatman no. 1. Posteriormente, se adicionó etanol absoluto en una relación 1:1 (v/v), y se dejó reposar durante 24 h a 4 ( 1 °C. Las pectinas precipitadas se separaron por filtración, con el mismo tipo de papel, y se lavaron dos veces con etanol al 70 % en una relación 1:1 (v/v), para lo cual, la mezcla se centrifugó a 1 700 g durante 15 min (Sorvall RC-5B, Marshall Scientific, EUA). Los precipitados se purificaron con una membrana de diálisis (MWCO = 15 000; Spectrum®, EUA). Finalmente, las pectinas se secaron en una estufa de secado de aire circulante (HPP750-230V, Wisconsin Oven Distributors, EUA) durante 12 h a 30 ( 0.5 °C. El rendimiento de la PT en base seca fue de 4.27 ± 0.32 % y 3.62 ± 0.41 %, para PT55 y PT100, respectivamente.

Grado de metilesterificación de la pectina de tejocote

El grado de metilesterificación se determinó por el método de titulación directa descrito por ^{Jiang et al. (2012)}, para lo cual se usó PC como referencia. Se disolvieron 500 mg de PT deshidratada y 2 mL de etanol en 100 mL de agua libre de CO₂. La solución se tituló con NaOH 0.5 N, utilizando fenolftaleína como indicador. El volumen consumido fue establecido como V _A . Posteriormente, se llevó a cabo una saponificación con 10 mL de NaOH 0.5 N y agitación vigorosa; la reacción se llevó a cabo por 15 min. La saponificación se detuvo adicionando 10 mL de HCl 0.5 N. El exceso de HCl se tituló con NaOH 0.5 N, y el volumen consumido se estableció como V _B (volumen de titulación B). El grado de esterificación (GE, %) se calculó a partir de la siguiente ecuación:

Preparación de emulsiones

Las emulsiones O/W se prepararon utilizando WPC-PC o WPC-PT (22.2 y 33.3 % [p/p], respectivamente) en solución como fase continua y ASU como fase oleosa. Se adicionó 0.3 % de azida de sodio como agente antimicrobiano. Las soluciones se dejaron en reposo durante 12 h a 4 ( 1 °C para obtener una completa hidratación de los biopolímeros. Se estableció un diseño experimental completamente al azar con tres repeticiones para determinar el efecto de los tratamientos (Cuadro 1) sobre las características de las emulsiones y las microcápsulas. Las emulsiones se elaboraron con dos relaciones de biopolímeros totales:ASU (2:1 y 3:1 p/p) y dos concentraciones de sólidos totales (ST; 30 y 40 %). El ASU se incorporó gota a gota a las soluciones de biopolímeros (WPC-PT55, WPC-PT100 y WPC-PC) con agitación continua en un homogeneizador (Ultra-Turrax T50 Basic, IKA^®, EUA) operado a 5 200 rpm durante 5 min a 30 °C. Las emulsiones se almacenaron a 4 ( 1 °C hasta su análisis.

Viscosidad de las emulsiones

Para realizar las mediciones de viscosidad, se utilizó un reómetro Physica MCR 301 (Physica Messtechnik, Alemania) equipado con una geometría cono-plato, en el cual el cono rotatorio fue de 50 mm de diámetro y el ángulo de cono de 1°. Las muestras de cada emulsión se colocaron cuidadosamente en el sistema de medición, y la viscosidad aparente se determinó a 20 °C, para lo cual se empleó una tasa de corte de 10^-3 a 10³ s^-1. Los datos se graficaron en escala logarítmica de viscosidad aparente como una función de la tasa de corte.

Tamaño y morfología de gota de las emulsiones

La distribución del diámetro medio superficial (d _3,2 ) de las emulsiones se determinó mediante un analizador de tamaño de partícula de difracción laser (Mastersizer 3000, Malvern Instuments Ltd., RU), para ello, la emulsión se dispersó en agua dentro de la unidad de medición (Hydro EV, Malvern Panalytical, RU) hasta alcanzar una tasa de oscurecimiento de 10 a 20 %. Los índices de refracción del ASU (1.468) y agua (1.330), como medio de dispersión, se determinaron con un refractómetro (44-501, ABBE, EUA). Los resultados se reportaron como d _3,2 , que es definido como:

donde z _i es el número de gotas con diámetro d _i .

Las gotas de las emulsiones se examinaron en un microscopio óptico (BX41, Olympus Optical, Japón) acoplado a una cámara digital (Infinity 1, Lumenera Corp., Canadá) y al programa Image-Pro Plus ver. 7.0 (Media Cybernetics, EUA). Previo al análisis, la emulsión se diluyó en agua destilada (1:10 v/v), de la dilución se tomó una pequeña muestra, se colocó sobre un portaobjetos de vidrio con cubreobjetos y se observó en el microscopio.

Preparación de las microcápsulas

Las emulsiones se secaron por aspersión (Nichols/Niro, Turbo Spray PLA, EUA) a una temperatura de entrada y salida del aire de 170 ( 5 y 85 ( 5 °C, respectivamente, y presión de atomización de 4 bar (^{Rodea-González et al., 2012}). Las emulsiones se bombearon al secador por aspersión a una tasa de alimentación de 40 mL·min^-1. Los polvos secos se almacenaron en frascos de vidrio envueltos con papel aluminio a 4 ( 1 °C hasta su análisis.

Eficiencia de encapsulación del aceite de semillas de uva

La eficiencia de microencapsulación (EME) se calculó a partir del ASU extraíble de las microcápsulas con solvente. La extracción del aceite libre se llevó a cabo por el método descrito por ^{Polavarapu et al. (2011)}. Las microcápsulas en polvo (1 g) se adicionaron a 10 mL de éter de petróleo en un matraz; la mezcla se agitó en la oscuridad a 25 °C durante 15 min y se filtró con un papel Whatman no. 541. El polvo colectado en el papel filtro se lavó tres veces con 10 mL de éter de petróleo; posteriormente, el solvente se evaporó en un rotavapor a 30 °C. El aceite no encapsulado (ASU extraíble) se determinó por diferencia entre el peso inicial del frasco sin muestra y el peso final de frasco que contenía el residuo del aceite extraído. El total de ASU microencapsulado se determinó de acuerdo con el método Ross-Gotlieff (^{Association of Official Analytical Chemists [AOAC], 1995}). La EME se calculó de acuerdo con la siguiente ecuación:

donde ASU _t es el contenido total de aceite y ASU _e es el contenido de aceite superficial extraíble.

Distribución del tamaño de partícula

Para determinar el diámetro medio de las microcápsulas, estas se rehidrataron en agua hasta obtener emulsiones reconstituidas (ERE), con un contenido de sólidos totales similar a las emulsiones. La solución se agitó magnéticamente durante 180 min a 70 °C; posteriormente, las ERE se dejaron reposar a temperatura ambiente (20 °C) y se determinó la distribución de tamaño de partícula de la misma manera que con las emulsiones.

Microscopia electrónica de barrido

La morfología de las microcápsulas se determinó a partir del método propuesto por ^{Guadarrama-Lezama et al. (2012)}. Las microcápsulas se observaron en un microscopio electrónico de barrido (JSM-6390/LGS, JEOL, Japón) operado a 10 kV, para ello se colocó una cinta adhesiva de carbón sobre el portamuestras de latón. Las muestras de las microcápsulas se fijaron sobre el portamuestras con ayuda de un pincel y se metalizaron con una delgada capa de oro/paladio (80/20) con un ionizador de metales (JEOL Fine Coat JFC/1100, JEOL, Japón). Las muestras se observaron en el microscopio con magnificaciones de 500, 2 700, 3 000 y 5 000 x.

Análisis estadístico

Los datos obtenidos se sometieron a un análisis de varianza de clasificación simple (ANOVA) y a una prueba de comparación de medias de Fisher (P ≤ 0.05) en el programa estadístico Statgraphics plus 5.1 (Statistical Graphics, Manugistics, EUA). Los resultados se presentaron como la media ± desviación estándar.

Composición del aceite de semillas de uva

La composición de ácidos grasos en el ASU se obtuvo a partir del área de los picos de los cromatogramas. El aceite utilizado está constituido por 17 ácidos grasos, de los cuales, los más abundantes fueron: ácido linoleico (C18:2), ácido oleico (C18:1), ácido palmítico (C16:0) y ácido esteárico (C18:0), con 72.3, 14.6, 7.4 y 4.5 %, respectivamente; el resto tuvo concentraciones menores de 2.2 %. Los valores obtenidos son muy similares a los reportados por ^{Bail, Stuebiger, Krist, Unterweger, y Buchbauer (2008)} y ^{Coelho et al. (2018)}.

Grado de esterificación de la pectina de tejocote

El GE de PT55 y PT100 fue de 70.25 ± 0.90 y 61.01 ± 0.19 %, respectivamente, lo que indicó que más de 50 % de los grupos carboxilo de la pectina estuvieron esterificados; por lo tanto, la PT de ambas accesiones se clasificó como pectina de alto metoxilo. Estos resultados son relevantes debido a que a partir del tejocote se pueden obtener pectinas con grados de metoxilación diferentes, lo que posiblemente les proporcione una funcionalidad diferente. Existen reportes en los que se menciona que los grupos carboxílicos de la cadena de ácido galacturónico de las pectinas pueden estar más o menos esterificadas con grupos metoxilo dependiendo del origen botánico, la localización de la pectina (pared celular o lamela media), el clima y el tipo de proceso de extracción (^{Fissore, Rojas, & Gerschenson, 2012}; ^{Joye & Luzio, 2000}).

Viscosidad de las emulsiones de aceite de semillas de uva

Las curvas de viscosidad aparente contra la tasa de corte de las emulsiones (Figura 1) indicaron que todas las emulsiones exhibieron una respuesta viscosa similar, la cual estuvo asociada con un comportamiento pseudoplástico típico con adelgazamiento al corte, característico de las emulsiones floculadas y fluidos poliméricos (^{Rodea-González et al., 2012}). La aplicación de esfuerzos cortantes modifica la organización macromolecular y la ruptura de unidades estructurales por la acción de fuerzas hidrodinámicas (^{Rao, 2007}). Las curvas presentan un comportamiento Newtoniano a una tasa de corte baja, en la cual existen rupturas y formación de enlaces dentro de la red de manera balanceada, por lo que no ocurre un cambio neto en la organización molecular, y la viscosidad aparente permanece constante. En tasas de corte altas, la ruptura de enlaces predomina sobre la formación de nuevas estructuras, ya que las moléculas se alinean en dirección al flujo y la viscosidad aparente disminuye al aumentar la tasa de corte (^{Sittikijyothin, Torres, & Gonçalves, 2005}).

Figura 1 Viscosidad aparente contra la tasa de corte de emulsiones de aceite de semilla de uva (30 y 40 % de sólidos totales), previo al secado por aspersión: E_WPC-PC,3:1 (□); E_WPC-PT55,3:1 (■); E_{WPC-PT100,3:1} (○); E_WPC-PC,2:1 (Δ); E_WPC-PT55,2:1 (▼); E_{WPC-PT100,2:1} (*). E = emulsión; WPC = concentrado de proteína de lactosuero; PC = pectina cítrica; PT55 = pectina de tejocote de la accesión 55; PT100 = pectina de tejocote de la accesión 100; 3:1 = relación de biopolímeros totales:aceite (p/p); 2:1 = relación de biopolímeros totales:aceite (p/p). 

Como se esperaba, las emulsiones con mayor contenido de ST (40 %) presentaron valores de viscosidad más elevados en todo el rango de tasas de corte que aquellas que contenían 30 %. El tratamiento E_WPC-PT55,3:1 fue el que presentó la viscosidad aparente más alta, mientras que el resto presentó viscosidades en el siguiente orden: E_{WPC-PT100,3:1} > E_WPC-PC,3:1 > E_WPC-PT55,2:1 > E_{WPC-PT100,2:1} > E_WPC-PC,2:1. Estos resultados son similares a los reportados por ^{Rodríguez-Huezo et al. (2004)} en emulsiones múltiples, donde a mayor contenido de sólidos exhibieron mayores viscosidades aparentes, independientemente de la mezcla de biopolímeros usada.

La variación de la viscosidad aparente contra la tasa de corte de emulsiones puede ser predicha mediante el modelo de Carreau (Ecuación 4), el cual ha sido utilizado para el ajuste de curvas de flujo de geles. El modelo original contiene cuatro parámetros: η ₀ , η _∞ , λ y N (^{Sittikijyothin et al., 2005}).

donde η_∞ es la viscosidad a tasas de corte altas (Pa·s), η₀ es la viscosidad inicial a tasa de corte cero (Pa·s), λ es una constante de tiempo relacionada con el tiempo de relajación (s), γ˙ es la tasa de corte (Pa) y N es el índice de comportamiento de flujo (adimensional) (^{Rao, 2007}). Debido a que la viscosidad Newtoniana a tasas de corte altas no fue alcanzada en los experimentos, la Ecuación 4 se simplificó a tres parámetros, esto considerando que η₀ - η_∞ ≈ η₀ y que η - η_∞ ≈ η, lo cual ha sido considerado por varios autores (^{Dolz, Hernández, Delegido, Alfaro, & Muñóz, 2007}; ^{Sittikijyothin et al., 2005}). Considerando lo anterior, la expresión final utilizada fue:

Las emulsiones presentaron diferencias significativas en los valores de los parámetros del modelo modificado de Carreau (Cuadro 2). Estos resultados indican que la cantidad de sólidos totales en las emulsiones provocó la formación de distintos arreglos estructurales relacionados con las macromoléculas y la fase dispersa. Los tiempos de relajación (λ) están relacionados directamente con la ruptura y el tiempo de recuperación de los enlaces del sistema. El tratamiento E_WPC-PC,2:1 fue el que presentó el valor de λ significativamente (P < 0.05) más bajo, y E_WPC-PT55,3:1 tuvo el valor de λ más alto. Al disminuir λ, la emulsión requiere menor tiempo y menor energía para que los flóculos sean disgregados (rompimiento de interacciones) o se formen flóculos más pequeños. Conforme aumenta la tasa corte, las gotas se van deformando y se van perdiendo las interacciones que hay entre gota y gota. ^{Logaraj, Bhattacharya, Udaya-Sankar, y Venkateswaran (2008)} establecieron que la acción de la tasa de corte durante la medición de las propiedades reológicas afecta principalmente las fuerzas débiles o interacciones débiles interpartículas (puentes de hidrógeno y fuerzas de van der Waals), lo que permite una deformación continua, donde la viscosidad disminuye de manera progresiva.

El parámetro N es un exponente adimensional que está relacionado con el índice de comportamiento de flujo y refleja qué tanto se acercan las emulsiones a un comportamiento newtoniano. Si N = 1 el sistema se comporta como fluido newtoniano, N < 1 el fluido presenta un comportamiento de adelgazamiento al corte y N > 1 el fluido presenta un comportamiento de espesamiento al corte (^{Erçelebi & Ibanoglu, 2009}; ^{Rao, 2007}). En este caso, todas las emulsiones presentaron valores de N menores de 1; es decir, presentaron un comportamiento pseudoplástico de adelgazamiento al corte, el cual puede ser considerado como el resultado de modificaciones estructurales en la red macromolecular. Esto significa que al incrementar la tasa de corte se rompe un mayor número de enlaces e interacciones intermoleculares, con respecto a la formación de nuevos enlaces. El esfuerzo aplicado obliga a que las moléculas se alineen en dirección al flujo y la viscosidad aparente disminuye (^{Sittikijyothin et al., 2005}). Resultados similares fueron reportados por ^{Logaraj et al. (2008)} en emulsiones de aceite de aguacate y sandia, las cuales se comportaron como líquidos no newtonianos, ya que tuvieron características de adelgazamiento al corte con valores de N de 0.86 a 0.88 (^{Gharsallaoui et al., 2010}).

Tamaño y morfología de gotas de las emulsiones

En la distribución del tamaño de gotas de las emulsiones se detectaron dos grupos perfectamente diferenciados (Figura 2). El grupo formado por E_WPC-PC,3:1, E_WPC-PT55,3:1 y E_{WPC-PT100,3:1} (todas con 40 % de ST) presentó una distribución unimodal, mientras que el segundo grupo formado por E_WPC-PC,2:1, E_WPC-PT55,2:1 y E_{WPC-PT100,2:1} (con 30 % de ST) tuvo una distribución bimodal. Los tratamientos que presentaron los diámetros de gota más grandes fueron E_{WPC-PT100,2:1} y E_WPC-PT55,2:1, como resultado de la agregación de las gotas de aceite. El análisis microscópico (Figura 3) indicó que los diámetros grandes son resultado de la presencia de grandes gotas de aceite generadas por la floculación, la cual incrementa al disminuir el contenido de ST y pectina; además, se confirmó la formación de una emulsión simple O/W, compuesta por pequeñas gotas esféricas de aceite distribuidas individualmente en la fase acuosa continua (Figura 3).

Figura 2 Distribución del tamaño de gota de emulsiones de aceite de semilla de uva (30 y 40 % de sólidos totales) previo al secado por aspersión: E_WPC-PC,3:1 (●); E_WPC-PT55,3:1 (■); E_{WPC-PT100,3:1} (□); E_WPC-PC,2:1 (○); E_WPC-PT55,2:1 (Δ); E_{WPC-PT100,2:1} (▼). E = emulsión; WPC = concentrado de proteína de lactosuero; PC = pectina cítrica; PT55 = pectina de tejocote de la accesión 55; PT100 = pectina de tejocote de la accesión 100; 3:1 = relación de biopolímeros totales:aceite (p/p); 2:1 = relación de biopolímeros totales:aceite (p/p). 

Figura 3 Micrografías ópticas de emulsiones aceite-en-agua después de 1 dia de almacenamiento: a) E_WPC-PC,2:1, b) E_WPC-PT55,2:1, c) E_{WPC-PT100,2:1}, d) E_WPC-PC,3:1, e) E_WPC-PT55,3:1 y f) E_{WPC-PT100,3:1}. E = emulsión; WPC = concentrado de proteína de lactosuero; PC = pectina cítrica; PT55 = pectina de tejocote de la accesión 55; PT100 = pectina de tejocote de la accesión 100; 3:1 = relación de biopolímeros totales:aceite (p/p); 2:1 = relación de biopolímeros totales:aceite (p/p). 

El tratamiento E_{WPC-PT100,3:1} presentó el menor valor de d _3,2 (1.45 μm). Los valores pequeños del diámetro de las gotas pueden deberse a un efecto combinado de la alta disponibilidad del emulsificante, ya que favorece que una mayor superficie de las gotas de aceite se cubra con el complejo proteína-pectina y, por lo tanto, se genera una repulsión electrostática fuerte entre gotas (^{Neirynck, van der Meeren, Lukaszewicz-Lausecker, Verbeken, & Dewettinck, 2007}). El tipo de pectina adicionada afectó el valor del d _3,2 , esto considerando que las gotas de E_WPC-PT55,3:1 fueron más grandes que las de E_{WPC-PT100,3:1}. Lo anterior pudiera estar relacionado con que la PT55 presentó un GE mayor (70.25 %) que la PT100 (61.01 %), esto debido a que la segunda contiene una mayor cantidad de grupos -COOH en su cadena y genera una mayor cantidad de interacciones con la proteína, lo cual favorece que una mayor cantidad de emulsificante esté presente en la superficie de las gotas de aceite.

Los resultados también indicaron que la viscosidad de la emulsión tuvo un efecto en el diámetro de las gotas. La E_WPC-PC,2:1 fue la que presentó el mayor tamaño de gota, menor viscosidad y menor contenido de ST. El tamaño de gota de la emulsión depende de la concentración de biopolímeros en la fase acuosa, a mayor concentración de mezclas de biopolímeros incrementa su viscosidad y el tamaño de gota tiende a ser más pequeño (^{Rodríguez-Huezo et al., 2004}). ^{Carneiro, Tonon, Grosso, y Hubinger (2013)} reportaron el mismo comportamiento en el tamaño de gota de sus emulsiones, indicando que a mayor viscosidad mayor resistencia de las gotas al movimiento, lo que evita la coalescencia y resulta en gotas de menor tamaño. Generalmente, la reducción del tamaño de gota de la emulsión representa un incremento en la estabilidad y en la retención de material activo. ^{Gharsallaoui et al. (2010)} encontraron que las gotas de aceite cubiertas por complejos proteína-pectina presentaron mejor estabilidad de la emulsión que aquellas cubiertas solo con proteína, dicho efecto estabilizante de la pectina pudo ser atribuido a la repulsión estérica.

Eficiencia de encapsulación

El principal requisito de un material de pared en la microencapsulación es que tenga una buena capacidad para retener y sellar el material del centro durante el procesamiento y almacenamiento (^{Jiménez, García, & Beristain, 2006}). Las microcápsulas presentaron una EME de 64.97 a 71.29 % y, de acuerdo con el Cuadro 3, la EME del ASU fue influenciada significativamente (P < 0.05) por el tipo de pectina usada y la cantidad de ST (30 a 40 %), siendo las mejores las elaborados con PC y con PT100, ambas con alto contenido de sólidos. Es decir, las emulsiones que tenían mayor contenido de ST, valores de viscosidad mayores y diámetros de gota menores, presentaron la mayor EME. Asimismo, se observó que la emulsión más estable fue la que presentó la EME más alta, lo cual coincide con lo reportado por ^{Carneiro et al. (2013)}. Estos autores también mencionan que la EME puede estar relacionada con los tamaños de gota y las viscosidades de las emulsiones, lo cual depende del origen botánico de la pectina utilizada como material de pared.

^{Rodea-González et al. (2012)} reportaron valores similares en la EME de aceite esencial de chía con matrices de WPC-polisacárido. Por su parte, ^{Lim, Tan, Bakar, y Ng (2011)} obtuvieron una eficiencia de 77.61 a 85.3 % utilizando diferentes materiales de pared para microencapsular aceite de semilla de pitaya (Hylocereus polyrhizus). Considerando ambos trabajos, se puede decir que los valores obtenidos para el ASU están dentro de lo reportado. ^{Tonon et al. (2011)} señalan que tratamientos con mayor contenido de sólidos mostraron mayor EME, lo cual asociaron con mayor viscosidad de la emulsión y menor tamaño de gota.

Micromorfología de las microcápsulas

La Figura 4 muestra las micrografías de MEB de los polvos producidos con diferentes combinaciones de material de pared. Todas las microcápsulas mostraron una topografía externa similar, caracterizada por formas redondeadas y una pared continua sin grietas ni fisuras aparentes en la superficie externa, lo que proporciona una menor permeabilidad a los gases, y una mejor protección y retención del ASU. Además, se pueden observar superficies arrugadas, con abolladuras o huecos en la superficie externa, característica típica de partículas producidas mediante secado por aspersión (^{Carneiro et al., 2013}). La presencia de huecos es habitual en los procesos de secado, y está relacionada con la formación de vacuolas dentro de la corteza sólida de la partícula. Cuando la temperatura alcanza el punto de ebullición del agua, la corteza se expande y atrapa vapor de agua y aire junto con el material activo (^{Tonon et al., 2011}). Este proceso de expansión está asociado con la composición y la viscosidad de la emulsión alimentada al secador (^{Gharsallaoui et al., 2010}).

Figura 4 Micrografías de las microcápsulas de aceite de semilla de uva: a) M_WPC-PC,2:1, b) M_WPC-PT55,2:1, c) M_{WPC-PT100,2:1}, d) M_WPC-PC,3:1, e) M_WPC-PT55,3:1 y f) M_{WPC-PT100,3:1}. M = microcápsula; WPC = concentrado de proteína de lactosuero; PC = pectina cítrica; PT55 = pectina de tejocote de la accesión 55; PT100 = pectina de tejocote de la accesión 100; 3:1 = relación de biopolímeros totales:aceite (p/p); 2:1 = relación de biopolímeros totales:aceite (p/p). 

Las microcápsulas elaboradas con PC (M_WPC-PC,2:1 y M_WPC-PC,3:1) mostraron abolladuras más grandes en la superficie externa que las elaboradas con PT. Por su parte, las microcápsulas elaboradas con la E_{WPC-PT100,3:1} presentaron abolladuras más pequeñas debido a que esta emulsión presentó mayores valores de viscosidad aparente y d _3,2 menores. Este comportamiento es similar al obtenido por ^{Rodríguez-Huezo et al. (2004)} en microencapsulados de carotenoides al utilizar emulsiones múltiples con diferentes contenidos de sólidos. Otros investigadores reportaron características morfológicas similares a las obtenidas mediante secado por aspersión en este trabajo, también en microcápsulas (^{Favaro-Trindade, Santana, Monterrrey-Quintero, Trindale, & Netto, 2010}; ^{Loksuwan, 2007}; ^{Rodea-González et al., 2012}).