Establecimiento del ensayo

El ensayo se estableció en el área verde urbana denominada “Alameda Texcoco” en Texcoco de Mora, cuyas coordenadas son 19° 31’ 11.07’’ N y 98° 52’ 29.68’’ O, a una altitud promedio de 2 250 m. El clima es templado semiseco, con temperatura media anual de 15.9 °C y precipitación aproximada de 650 mm anuales (^{Moreno, 2007}). El suelo es del tipo vertisol de textura arcillosa con buen drenaje, pH neutro a ligeramente ácido, materia orgánica entre 1.12 y 2.03 % y conductividad eléctrica entre 0.53 y 0.71 dS·m^-1 (^{Gutiérrez & Ortiz, 1999}; ^{Segura, Gutiérrez, Ortiz, & Gómez, 2000}). Treinta y seis árboles de jacaranda con un diámetro normal de 0.05 m y una altura de 2 m, en promedio, se plantaron en cepas de 0.5 m de largo x 0.4 m de alto aproximadamente con separación de 6 m entre planta. Los tratamientos tuvieron un diseño completamente al azar con arreglo factorial 3 x 3 (0, 60, 80 g·L^-1 glucosa; 0, 60, 80 g·L^-1 sacarosa) (Cuadro 1).

En la primera aplicación de los tratamientos, la capa superficial del suelo se removió con la finalidad de eliminar la vegetación alrededor del tronco; posteriormente, el herbicida Faena^® se aplicó cada dos meses para evitar la presencia de vegetación. Los tratamientos se aplicaron vertiendo directamente al suelo un total de 10 L de solución a una distancia de 0.5 m de la base de cada árbol, posterior al trasplante (^{Martínez-Trinidad et al., 2010}), con aplicaciones estacionales por todo un año.

Parámetros de la planta

El crecimiento de los árboles se midió de manera estacional con una cinta diamétrica (Forestry Suppliers Inc., Jackson, MS, EUA), tomando en cuenta el incremento en diámetro del tronco (cm), a partir de una marca indeleble hecha a 0.1 m sobre el suelo, y el incremento en altura total de cada árbol (m) con un flexómetro (Truper^®). El color del follaje de cada árbol se determinó al inicio del ensayo como punto de referencia (antes de las aplicaciones), y de manera estacional (^{Mohedano-Caballero et al., 2005}) a través de imágenes tomadas con una cámara digital de 12.1 megapíxeles (Sony DSC-W290^®). Estas se obtuvieron entre las 9 y 11 h del día con una orientación al oeste y solo en las estaciones en que el arbolado tenía follaje. En cada imagen se analizó la cantidad de píxeles de color verde con el módulo “histograma” del programa de cómputo ImageJ^® (National Institutes of Health, Wayne Rasband, EUA) versión 1.50i (^{Abràmoff, Magalhães, & Ram, 2004}; ^{Schneider, Rasband, & Eliceiri, 2012}). La materia seca de raíces de cada árbol se cuantificó a través de dos perforaciones realizadas en el suelo (0.05 m diámetro x 0.1 m de longitud), al norte y al sur, a una distancia de 0.5 m de la base del árbol, las cuales se rellenaron con arena (^{Martínez-Trinidad et al., 2010}). Esta se colectó cada dos meses y medio, se colocó en bolsas de plástico dentro de una hielera a 4 °C e inmediatamente se transportó al laboratorio. Las muestras se lavaron cuidadosamente para separar las raíces de la arena; posteriormente, el material vegetal se secó en estufa de aire forzado a 65 °C por 72 h hasta obtener peso constante (^{Zhang, Xie, & Li, 2016}), el cual se determinó en una balanza analítica (Mettler AJ 150^®, EUA).

La vitalidad del árbol se evaluó mediante el registro de la fluorescencia de la clorofila (Fv/Fm) con un fluorímetro portátil Pocket PEA (Hansatech Instruments Ltd., UK), con tiempo de detección de 1 s, emisión de luz a una longitud de onda de 650 nm con intensidad de 3 500 µmol·m^-2·s^-1 (^{Zhang et al., 2016}). Para hacer las mediciones, 10 hojas elegidas al azar alrededor de la copa de cada árbol se adaptaron a la obscuridad con clips del fluorímetro, por un lapso de 10 minutos (^{Morales-Gallegos, Martínez-Trinidad, Gómez-Guerrero, Razo-Zárate, & Suárez-Espinosa, 2019}). El contenido de almidón de las raíces se determinó en muestras colectadas al azar por debajo de la base del tronco, las cuales se maceraron en nitrógeno líquido y almacenaron a -20 °C hasta su procesamiento en laboratorio. Se realizaron dos extracciones alcohólicas de azúcares de los tejidos colectados, cada una con 40 mL de etanol al 80 % (v/v) por 20 min a 100 °C (^{Quentin et al., 2015}). El resultante de la extracción se diluyó en 10 mL de agua destilada para la determinación cuantitativa; las muestras se trabajaron por triplicado y se evaluaron a través de la hidrólisis del precipitado del proceso de extracción alcohólica, con la enzima diastasa (SIGMA^®) (^{Palevitz & Newcomb, 1970}). Al hidrolizado resultante se aplicó el método de antrona para determinar el contenido de almidón con base en el contenido de glucosa presente en la muestra (^{Witham, Blaydes, & Devlin, 1971}).

Variables del suelo

La respiración del suelo se determinó a través del método de trampas alcalinas (^{Anderson, 1982}). Para ello, 60 g de suelo se tomaron de cada cepa de plantación; la muestra se mantuvo a 4 °C en una hielera mientras se transportaba al laboratorio. Posteriormente, las muestras se secaron a 30 °C hasta obtener peso constante y se incubaron en frascos de vidrio de 500 mL. Para homogeneizar la humedad de las muestras de suelo, se determinó la constante de capacidad de campo, la cual sirvió de referencia para estimar la cantidad de agua a adicionar que en este caso fueron 30 mL. El suelo se depositó al interior de cada frasco y encima se colocó un tubo de ensayo (Pyrex^®) que contenía 5 mL de NaOH. Los frascos se dejaron equilibrar por 24 h y 15 d; al final de cada periodo se evaluó el CO₂ de la atmósfera del frasco que pasó a la solución de NaOH (Anderson, 1982). El carbono total del suelo se cuantificó por el método de oxidación húmeda con dicromato de potasio (K₂Cr₂O₇) en medio ácido. Para ello, 0.5 g de suelo seco se tamizaron en malla de 0.5 mm y se colocaron en un matraz Erlenmeyer de 500 mL, después se agregaron 10 mL de K₂Cr₂O₇ (1N) y 20 mL de ácido fosfórico (H₃PO₄); la mezcla se agitó y se dejó reposar por 20 min. Posteriormente, se añadieron 200 mL de agua destilada, 10 mL de H₃PO₄ y 25 gotas de indicador de difenilamina y se tituló con sulfato ferroso (FeSO₄) a 0.5 N (^{Eyherabide, Saínz, Barbieri, & Echeverría, 2014}). Finalmente, la humedad del suelo se midió con un reflectómetro de dominio temporal FieldScout^® TDR-300 (Spectrum Technologies, Inc., EUA) con electrodos de 20 cm de longitud (área de crecimiento de raíces finas). La humedad se midió dos veces por mes durante la evaluación del experimento (aproximadamente un año).

Análisis estadístico

Se utilizó un diseño experimental completamente al azar con ocho tratamientos y un control (agua purificada); cada tratamiento tuvo cuatro repeticiones. Se comprobaron los supuestos de normalidad con la prueba Kolmogórov-Smirnov (n ≥ 30 y α = 0.05) y la homogeneidad de varianzas (prueba de Levene). La información se analizó a través de la suma de cuadrados tipo III del procedimiento GLM (modelo linear generalizado) del programa estadístico SAS^® en su versión 9.4 (^{SAS Institute Inc., 2013}). Cuando se encontró significancia entre tratamientos se llevó a cabo una comparación de medias con la prueba de diferencia significativa honesta de Tukey (DSH) con α = 0.05. Cuando no se cumplieron los supuestos en los datos se utilizó el método no paramétrico de Kruskal-Wallis y se compararon las medias con la suma de rangos de Wilcoxon.

Incremento en altura y diámetro

Después de 371 d, no se encontró evidencia estadística de que las enmiendas con carbohidratos afectaran el incremento en altura o diámetro en árboles de jacaranda (P > 0.05). ^{Percival et al. (2004)} y ^{Percival y Fraser (2005)} señalan que la aplicación de carbohidratos directamente al suelo estimula el desarrollo del sistema de raíces en mayor medida; sin embargo, los efectos en la parte aérea del árbol (altura, diámetro y follaje activo) pueden no ser evidentes en el corto plazo. Un buen desarrollo de las raíces, posterior a la plantación, ayuda al soporte y mejora la capacidad de la planta para disponer de los recursos del suelo; no obstante, en muchas de las ocasiones, los beneficios son cuantificables en el largo plazo (^{Day et al., 2010}).

Los resultados de este trabajo son contrarios a los observados en abedul (Betula pendula Roth.), que respondió favorablemente a la aplicación de 70 g·L^-1 de sacarosa al suelo estimulando el crecimiento tanto de raíces como de brotes (^{Percival & Fraser, 2005}). Una desventaja de los azúcares dispuestos en el suelo radica en que parte de estos pueden ser utilizados por la microbiota o pueden perderse por el efecto de la lluvia o el riego (^{Martínez-Trinidad, et al., 2010}), lo que puede explicar, en parte, la falta de significancia entre tratamientos para las variables de incremento en altura y diámetro en este ensayo. Por otra parte, se ha encontrado que la aplicación de los carbohidratos inyectados directamente al tronco de árboles de jacaranda (J. mimosifolia) y encino siempre verde (Quercus virginiana P. Miller) promueve favorablemente el crecimiento en altura y diámetro (^{Martínez-Trinidad, Watson, Arnold, Lombardini, & Appel, 2009}; ^{Morales-Gallegos et al., 2019}).

Materia seca de raíces

El tratamiento más alto en concentración de carbohidratos (G8S8: glucosa con 80 g·L^-1 y sacarosa con 80 g·L^-1) tuvo efecto significativo en la materia seca de raíces de árboles de jacaranda (P ≤ 0.05) con un promedio de 0.034 g (Figura 1). En cuanto al control (G0S0), la materia seca de raíces alcanzó un promedio de 0.006 g.

Figura 1 Materia seca de raíces de árboles de jacaranda (Jacaranda mimosifolia) con enmiendas de carbohidratos al suelo. Las barras indican el error estándar de la media. Letras iguales significan medias estadísticamente similares (P ≤ 0.05) usando DSH de Tukey. Concentraciones de carbohidratos en los tratamientos: G0, G6 y G8 = 0, 60 y 80 g·L^-1 de glucosa, respectivamente; S0, S6 y S8 = 0, 60 y 80 g·L^-1 de sacarosa, respectivamente. 

La aplicación de azúcares al suelo tiende a estimular inicialmente el crecimiento de las raíces (^{Martínez-Trinidad et al., 2010}; ^{Percival et al., 2004}), principalmente por la mejora en la actividad microbiana y la interacción de esta con la rizosfera (^{Percival et al., 2004}). Un desarrollo adecuado de raíces finas puede favorecer, en el futuro, el establecimiento de la planta y, en consecuencia, un mayor crecimiento (^{Day et al., 2010}). Estudios previos han demostrado el efecto positivo de la sacarosa sobre el desarrollo del sistema de raíces en árboles como castaño de indias (Aesculus hippocastanum L.), cerezo (Prunus avium L.) y roble (Quercus robur L.) (^{Percival et al., 2004}).

Color del follaje

El color verde del follaje de árboles de jacaranda no fue estadísticamente significativo (P > 0.05). En un estudio de Pinus greggii Engelm., ^{Mohedano-Caballero et al. (2005)} utilizaron el mismo método para determinar pixeles de color verde de las hojas de los árboles, los cuales fueron estresados mediante banqueo (hasta 90 % en el corte de raíces), y tampoco encontraron diferencias significativas; los autores atribuyeron esto a un posible efecto de rebrote continuo a lo largo del estudio, lo cual impidió encontrar diferencias significativas en el color de las copas de dicha especie arbórea. En situaciones de estrés, ya sea biótico o abiótico, la planta es capaz de mover sus reservas energéticas según se requieran; por ejemplo, para la producción de rebrotes fuera de temporada (^{Valenzuela, Maillard, González, & González, 2013}; ^{Wiley, Casper, & Helliker, 2017}). De manera similar, en este ensayo hubo rebrotes continuos posiblemente inducidos por estrés al sitio de plantación, lo que pudo afectar la evaluación de color verde a lo largo del ensayo.

Fluorescencia de clorofila

La fluorescencia de la clorofila no mostró diferencias estadísticas significativas en algún tratamiento. El valor Fv/Fm varió de 0.713 en el tratamiento sin glucosa con 60 g·L^-1 de sacarosa (G0S6) a 0.735 en el tratamiento de 80 g·L^-1 de glucosa sin sacarosa (G8S0). Algunos autores afirman que los valores de Fv/Fm entre 0.78 y 0.85 se consideran indicadores de buena salud o de la falta de estrés en la vegetación (^{Callow, May, & Johnstone, 2018}; ^{Johnstone, Moore, Tausz, & Nicolas, 2013}; ^{Uhrin & Supuka, 2016}). Tomando en cuenta el intervalo antes mencionado como un indicador de buena salud, los árboles de jacaranda, plantados en un espacio urbano con enmiendas de carbohidratos, tuvieron valores por debajo de lo que se indica como óptimo. Esto puede deberse a que los árboles presentaron estrés fisiológico a consecuencia del proceso de adaptación al sitio de plantación (^{Mohedano-Caballero et al., 2005}). Datos similares se registraron en un ensayo donde los carbohidratos (glucosa) fueron inyectados al tronco de árboles de jacaranda (^{Morales-Gallegos et al., 2019}).

Almidón en raíces

De acuerdo con la Figura 2, al final del periodo de evaluación (371 d), se encontraron diferencias estadísticas significativas (P ≤ 0.05) en el contenido de almidón en raíces de árboles de jacaranda tratados con enmiendas de carbohidratos. Los valores más altos corresponden al tratamiento de 80 g·L^-1 de glucosa y 80 g·L^-1 de sacarosa (G8S8) con 54.8 mg·g^-1 MS. Esto concuerda con estudio previos en otras especies donde la sacarosa estimuló el crecimiento del sistema de raíces (^{Martínez-Trinidad et al., 2010}; ^{Percival et al., 2004}; ^{Percival & Fraser, 2005}).

Figura 2 Contenido de almidón en raíces de árboles de jacaranda (Jacaranda mimosifolia) al final del periodo de evaluación (371 d) con enmiendas de carbohidratos al suelo. Las barras indican el error estándar de la media. Letras iguales significan medias estadísticamente similares (P ≤ 0.05) usando DSH de Tukey. Concentraciones de carbohidratos en los tratamientos: G0, G6 y G8 = 0, 60 y 80 g·L^-1 de glucosa, respectivamente; S0, S6 y S8 = 0, 60 y 80 g·L^-1 de sacarosa, respectivamente. 

Las condiciones ambientales urbanas juegan un papel importante en la variabilidad de la concentración de carbohidratos en los tejidos de la planta (^{Maselli & Silveira, 2017}), debido a que se invierten grandes cantidades de azúcares en la generación de tejidos y defensa. Se ha observado, por ejemplo, que las especies de acer plateado (Acer saccharinum L.) y acer real (Acer platanoides L.), tras un evento de poda (estrés), tienden a movilizar sus reservas de carbohidratos para la producción de brotes (Ramírez et al., 2018). En este trabajo, los valores de almidón en raíces se mantuvieron en su punto más alto a los 322 d (Figura 3), más de un mes antes de los rebrotes (mediados de abril de 2018).

Figura 3 Variación del contenido de almidón en raíces de árboles de jacaranda (Jacaranda mimosifolia) con enmiendas de carbohidratos al suelo, durante un ciclo anual de crecimiento (junio de 2017 a junio de 2018). Concentraciones de carbohidratos en los tratamientos: G0, G6 y G8 = 0, 60 y 80 g·L^-1 de glucosa, respectivamente; S0, S6 y S8 = 0, 60 y 80 g·L^-1 de sacarosa, respectivamente. 

Respiración y carbono total del suelo

La respiración neta del suelo sí mostró diferencias significativas (P ≤ 0.001). Esta varió de 2.15 mg C-CO₂·m^-2 suelo seco·h^-1 en el tratamiento que contenía solo agua (G0S0) a 5.08 mg C-CO₂·m^-2 suelo seco·h^-1 en el tratamiento más alto en concentración de carbohidratos (G8S8). Las poblaciones microbianas en el suelo suelen ser bastante sensibles a cambios en las condiciones generales, por lo que suministran información sobre sus alteraciones de manera anticipada y confiable (^{Paolini, 2017}). Un aumento en la producción de CO₂ en el suelo puede indicar, de manera indirecta, la actividad de los microorganismos realizando la oxidación de la materia orgánica del suelo, bajo condiciones aeróbicas, y el crecimiento de sus poblaciones acelerando la circulación de los nutrientes (^{Schloter et al., 2017}). Lo anterior debido a que parte de los carbohidratos dispuestos en el suelo sirven como carbono fácilmente asimilable y reserva energética (^{Ziter & MacDougall, 2013}).

En un estudio con enmiendas de carbohidratos debajo de encino siempre verde (Q. virginiana), se registró incremento en la actividad microbiana (respiración del suelo como CO₂); sin embargo, solo duró mientras los carbohidratos fueron metabolizados por los microorganismos del suelo (^{Martínez-Trinidad et al., 2010}). Es importante mencionar que, aunque la masa neta de CO₂ fue diferente entre tratamientos, proporcionalmente, la estimulación en respiración es baja si se toma en cuenta el carbono total del suelo. En este caso, la respiración fue menor de 1 % y sin diferencias estadísticas entre tratamientos (Cuadro 2). Si se compara con algunos suelos forestales, el consumo de 1 % del carbono del suelo se puede alcanzar en los primeros 20 d en suelos fértiles y en más de 100 d en suelos de baja fertilidad (^{Gómez-Guerrero & Doane, 2018}).

Humedad del suelo

La humedad del suelo se mantuvo constante en todo el ensayo debido principalmente a que se contó con riego programado. Los valores oscilaron entre 31 a 46.9 % de contenido volumétrico de agua, encontrando los valores más altos en la temporada de lluvias sin llegar a ser estadísticamente significativos (P ≤ 0.05) con los días fuera de la temporada de lluvias (temporada de secas).