Preparación de las muestras

Se tomaron 35 frutos de mango de cada uno de los cultivares. Los frutos de mango se lavaron con jabón y agua corriente, se pesaron y procesaron en un despulpador tipo planta piloto (marca Veyco), posteriormente los subproductos obtenidos del despulpado (cáscara, semilla y pulpa adherida a ambos) se recolectaron por separado dependiendo el cultivar y posteriormente se molieron en un molino de cereales (marca Veyco) para obtener una pasta. Cien gramos de pasta por cultivar se liofilizaron hasta peso constante. Después se realizó una extracción etanólica (reflujo) por tres horas y el sobrenadante fue pasado a través de papel filtro Whatman #4 (^{Maisuthisakul & Gordon, 2009}), los extractos obtenidos fueron almacenados en refrigeración a 4°C hasta su análisis en periodos no mayores a 8 días. El almacenamiento de las muestras fue en envases opacos en oscuridad tanto en la cámara fría como en el refrigerador. Sólo para los análisis de carotenoides y tocoferoles se utilizó la muestra liofilizada y no el extracto etanólico.

Determinación de la concentración de compuestos fenólicos totales

Los compuestos fenólicos totales se determinaron de acuerdo al método de ^{Stintzing et al. (2005)} que consistió en colocar 100 µL de muestra en microtubos de 1.5 mL a los cuales se agregó 500 µL de solución de Folin-Ciocalteu (1:10 en agua destilada) y 400 µL de solución de carbonato de sodio (al 7.5 %), enseguida, las muestras se agitaron en vortex y fueron incubaron a temperatura ambiente durante 30 minutos. Transcurrido este tiempo, se midió la absorbancia a una longitud de onda de 765 nm. La concentración de compuestos fenólicos totales se obtuvo a partir de una curva estándar de ácido gálico de 0 a 400 mg/L. Los resultados se expresaron en miligramos equivalentes de ácido gálico (EAG)/g de pasta en peso seco.

Determinación de la concentración de flavonoides totales

Se determinó de acuerdo al método descrito por ^{Zhishen et al. (1999)}, con ligeras modificaciones. Se tomó 50 µL de cada muestra y se mezcló con 100 µL de agua destilada, posteriormente, se agregó 10 µL de una solución de NaNO₂ (15 %) y se agitó en el vortex. Después de reposar 6 min a temperatura ambiente se agregó 15 µL de una solución de AlCl₃ (10 %) y se dejó reposar nuevamente durante 6 minutos, a continuación, se añadió a la mezcla 200 µL de una solución de NaOH (4 %) y se agitó en el vortex. La absorbancia de la mezcla se determinó a 510 nm. Los resultados se expresaron como mg equivalentes de quercetina por gramo de pasta en peso seco. La curva estándar se realizó a partir de 0 a 1 mg de quercetina/mL.

Determinación del contenido de mangiferina

Se utilizó el método colorimétrico descrito por ^{Chang et al. (2002)}, En el cual se tomó 50 µL de cada muestra y se diluyó con 150 µL etanol, se agregó 10 µL de AlCl₃ (10 %) y 300 µL de acetato de potasio (0.03 M), inmediatamente después la muestra se agitó en vortex y se incubó a 30 °C por una hora. Posteriormente se leyó la absorbancia de la muestra a una longitud de onda de 410 nm. La curva estándar se realizó de 0 a 200 µg mangiferina/mL de DMSO. Los resultados se expresaron en microgramos equivalentes de mangiferina por gramo de pasta en peso seco.

Determinación de la concentración de ácido ascórbico

Para determinar el contenido de ácido ascórbico se utilizó el método colorimétrico descrito por ^{Dürüst et al. (1997)}. El procedimiento seguido consistió en colocar en viales eppendorf 100 μL de cada una de las muestras diluidas en ácido oxálico al 0.4 %, más 100 μL de amortiguador de acetatos (3 g de acetato de sodio, 7 mL de agua destilada y 10 mL de ácido acético glacial) y 800 μL de DCPI (24 mg/L). Después de agitaron las muestras en vórtex y se leyó la absorbancia a 520 nm. La curva estándar se realizó de 0 a 100 mg de ácido ascórbico/L de ácido oxálico al 0.4 %. Los resultados se expresaron en miligramos equivalentes de ácido ascórbico por gramo de pasta en peso seco.

Determinación de la concentración de carotenoides totales

La concentración de carotenoides totales se cuantificó con el método colorimétrico descrito por ^{Talcott & Howard (1999)}, con ligeras modificaciones (^{Reyes et al., 2007}) El procedimiento consistió en homogenizar 0.5 g de la muestra con 12.5mL de acetona: etanol (1:1) que contiene 200 mg/L de BHT, se filtró a través de un filtro Whatman #4 y se aforó a 50 mL con acetona:etanol (1:1). A este extracto se le añadió 25 mL de hexano, se agitó y se dejó reposar durante 15 min. Posteriormente se añadió 12.5 mL de agua ultrapura y se dejó durante 30 minutos en reposo para permitir la separación de fases. La absorbancia de la fase con hexano se leyó a 470 nm. La concentración de carotenoides totales se obtuvo a partir de una curva estándar de 0 a 30 µg β-caroteno/mL. Los resultados se expresaron como microgramos equivalentes de β-caroteno por gramo de pasta en peso seco.

Determinación de la concentración de tocoferoles

Se llevó a cabo por la metodología escrita por ^{Pott et al. (2003)} con ligeras modificaciones (^{Yahia et al., 2006}), la muestra (6 g) se homogenizó con carbonato de calcio (0.2 g) y metanol (15 mL), se filtró y se mezcló con 50 mL de una mezcla de hexano/acetona (1:1) que contenía BHT al 0.1 %. Después de agitó y se le adicionaron 40 mL de sulfato de sodio al 10 % para la separación de fases. La capa superior se separó, se lavó varias veces con agua, y se evaporó en un rotavapor a 35 °C. Para la saponificación, la muestra se disolvió en 30 mL de éter dietílico, 0.2 mL de metanol al 40 % de KOH y la mezcla se dejó reaccionar durante 16 h en la oscuridad a temperatura ambiente. Después de la etapa de saponificación, el extracto se lavó con agua y se evaporó en un rotavapor a 35°C. Para la cuantificación de la concentración de α-tocoferol se utilizó el método colorimétrico descrito ^{Kivçak & Akay, (2005)}. Los resultados se expresaron como microgramos equivalentes de α-tocoferol por gramo de pasta en peso seco.

Actividad antirradical con base en el atrapamiento del radical libre 1,1-difenil-2-picrilhi-dracil (DPPH•)

La actividad antirradical con base en el DPPH• se evaluó de acuerdo al procedimiento reportado por ^{Morales & Jiménez-Pérez (2001)}. La actividad antioxidante se expresó en μmol equivalente de Trolox/g pasta p.s. (μmol ET/g pasta p.s.). La técnica consistió en preparar una solución de DPPH• a una concentración de 7.4 mg/100 mL en etanol y se agitó por 10 min. Posteriormente se colocaron 100 µL de las muestras en viales, se les agregó 500 µL de la solución de DPPH•, y se agitaron vigorosamente; se dejaron reposar a temperatura ambiente durante una hora. Transcurrido este tiempo los viales se centrifugaron a 10,000 rpm por 5 min a temperatura ambiente y posteriormente, la absorbancia del sobrenadante se midió a una longitud de onda de 520 nm. Para cada conjunto de muestras se realizó una curva estándar de Trolox de 0 a 500 μmol Trolox/L.

Actividad antirradical con base en el atrapamiento del catión ácido-1,1´-azinobis-3-etilbenzotiazolin-6-sulfónico (ABTS•⁺)

La capacidad de atrapamiento del catión estable ABTS•⁺ se obtuvo tras la reacción de ABTS•⁺ (7mM) en persulfato de potasio (2.45 mM), incubado a 4 °C en la oscuridad durante 16 h. Una vez formado el radical ABTS•⁺ se diluyó con etanol hasta obtener un valor de absorbancia de 0.70 (± 0.1) a 754 nm. Se añadieron 20 µL de la muestra a 980 µL de la dilución del radical ABTS•⁺. La absorbancia se midió a 754 nm a los 7 min de espera. La capacidad de atrapamiento de radical libre ABTS•⁺ se determinó con una curva estándar de ácido ascórbico de 0 a 30 mg/100 mL y los resultados se expresaron como mg equivalente a vitamina C (EVC)/g pasta p.s. (^{Re et al., 1999}; ^{Kuskoski et al., 2005}).

Capacidad de reducción del ion Fe (III) a ion Fe (II) (FRAP)

Se determinó por el método de ^{Hinneburg et al. (2006)}. Este consistió en tomar una alícuota de 1 mL de cada extracto, para mezclar con 2.5 mL de búfer de fosfato de sodio (0.2 M, pH 6.6) y 2.5 mL de hexacianoferrato de potasio [K₃Fe (CN)₆] al 1 %. Después de una incubación de 30 min a 50 ºC se agregaron 2.5 mL de ácido tricloroacético al 10 % y se dejó reposar 10 min a temperatura ambiente. Enseguida se tomaron 2.5 mL del ensayo y se agregaron 2.5 mL de agua y 0.5 mL de cloruro férrico 0.1 % para realizar las mediciones de absorbancia, la cuales se realizaron a una longitud de onda de 700 nm. Se realizó una curva estándar de ácido ascórbico a concentraciones de 0 a 15 mg/100 mL. Los resultados se expresaron como miligramos equivalentes de ácido ascórbico (EAA)/g de pasta en peso seco.

Actividad quelante

Se analizó con el método reportado por ^{Guicin et al. (2003)} que consistió en colocar 100 µL de la muestra en viales de 1.5-mL, a los cuales se les agregó 50 µL de una solución de cloruro férroso tetrahidratado (2 mM) y 450 µL de metanol; los ensayos se agitaron y se dejaron en reposo a temperatura ambiente durante 5 min. Posteriormente, se adicionó 400 µL de ferrozina (5 mM), se agitó y se dejó en reposo 10 min a temperatura ambiente. La curva de calibración se realizó con EDTA de 0 a 0.001 M/L, los resultados se expresaron como micromoles equivalentes de EDTA por gramo de pasta en peso seco.

Actividad antioxidante con base en la protección de una emulsión de β-caroteno y ácido linoleico.

La actividad protectora contra la oxidación de una emulsión de β-caroteno y ácido linoleico se determinó con la metodología reportado por ^{Vankar et al. (2006)} que consistió en preparar una emulsión con 2 mL de β-caroteno en cloroformo (a una concentración de 0.6 mg/mL) en un matraz bola, el cloroformo se evaporó a 40 °C por 15 segundo utilizando un rota evaporador, enseguida se agregó 40 µL de ácido linoleico, 400 µL de tween-20 y 100 mL de agua desionizada y se agitó vigorosamente durante 1 min para formar la emulsión. Para el ensayo antioxidante se colocó 200 µL de la muestra en tubos de ensaye, a cada tubo con muestra se le añadió 5 mL de la emulsión, los tubos se agitaron en un vórtex y se sumergieron en agua a 50°C. Se utilizó como estándar de protección contra la oxidación una solución de BHT (4 mM) y como control agua desionizada. Se tomaron las lecturas a los 90 minutos de reacción y se medió su absorbancia a 470 nm después de atemperarse. Se realizó una curva de BHT de 0.0004 a 4 mM/L. Los resultados se reportaron en micromoles equivalentes de BHT por gramo de pasta en peso seco.

Análisis estadístico

Los datos de cada parámetro fueron probados por normalidad y homocedasticidad. Los resultados obtenidos se analizaron utilizando un análisis de varianza (ANOVA) y una prueba de comparación de medias de Tukey, cuando existieron diferencias significativas entre los tratamientos, con un nivel de significación del 1 %. Así mismo, se estableció la correlación entre los compuestos bioactivos y la actividad antioxidante con la prueba de Pearson, para lo cual se utilizó el paquete estadístico SPSS (Statistical Package for the Social Sciences) versión 18.

Concentración de compuestos bioactivos de las pastas de subproductos de mango.

La concentración de compuestos fenólicos totales (TPC) para los tres cultivares de pastas del mango analizadas se muestra en la Figura 1A, en donde se observa que la pasta del cultivar Ataulfo presentó la mayor concentración con 37 mg EAG/g de pasta p.s. (p<0.01).

A) Concentración de compuestos fenólicos totales, B) Concentración de flavonoides, C) Concentración de mangiferina, Concentración de ácido ascórbico, E) Concentración total de carotenoides, F) Concentración de tocoferoles totales. Los resultados se expresan como medias (columnas) ± desviaciones estándar (barras de error) (n=3). Las letras diferentes (a, b, c) indican diferencias significativas entre los tratamientos (p<0.01).

Figura 1 Concentración de compuestos bioactivos en pasta de subproductos de tres cultivares de mango. 

En la Figura 1B se muestran las diferentes concentraciones de flavonoides, la pasta del cultivar Ataulfo obtuvo la mayor concentración con 19.3 mg E. quercetina/g de pasta p.s., mientras que las pastas de los cultivares Kent y Keit obtuvieron valores similares entre sí con 6.7 y 6.8 mg E quercetina/g de pasta p.s., respectivamente (p<0.01).

En la Figura 1C se observa que la pasta del cultivar Ataulfo presentó la mayor concentración de mangiferina con 5,523 µg E mangiferina/g de pasta p.s., seguido del cultivar Keit con 1,412 µg E mangiferina/g de pasta p.s. y en último lugar el cultivar Kent con 1,018 µg E mangiferina/g de pasta p.s. (p<0.01).

En la Figura 1D se puede observar que el cultivar Ataulfo tiene una concentración promedio de 0.68 mg E ácido ascórbico/g pasta p.s., la cual es más alta significativamente que la presentada por los cultivares Keit y Kent (p<0.01).

La concentración de carotenoides se muestra en la Figura 1E. donde se puede observar que los tres cultivares presentas concentraciones diferentes, siendo el Ataulfo el más alto con 494 µg E. β-caroteno/g de pasta p.s y el Keit el más bajo con 209 µg E. β-caroteno/g de pasta p.s (p<0.01).

En la Figura 1F se presenta la concentración de tocoferoles totales, se observa que el cultivar Ataulfo presentó la mayor concentración con 620 µg E. α-tocoferol/g de pasta p.s. (p<0.01), este resultado de la pasta cultivar Ataulfo es mayor a lo reportado por ^{Corral-Aguayo et al. (2008)}, quienes determinaron la concentración de tocoferoles en 550 µg/100 g de pulpa.

Actividad antioxidante de pastas de subproductos de mango

La capacidad de atrapar el radical libre DPPH• de los diferentes cultivares de mango se presenta en la Figura 2A, en esta se puede observar que el cultivar Ataulfo presentó la mayor actividad antirradical con 244 µmol ET/g de pasta p.s. mientras que entre los cultivares Kent y Keit no se encontró diferencias (p<0.01).

A) Actividad del radical con base en el DPPH•, B) La capacidad de atrapamiento del catión estable ABTS•⁺, C) Capacidad de reducción del ion Fe (III) a ion Fe (II) (FRAP), D) Actividad quelante, E) Actividad antioxidante por el método del ácido β-caroteno-linoleico. Los resultados se expresan como medias (columnas) ± desviaciones estándar (barras de error) (n=3). Las letras diferentes (a, b, c) indican diferencias significativas entre los tratamientos (p<0.01).

Figura 2 Actividad antioxidante en pasta de subproductos de tres cultivares de mango. 

En la Figura 2B se presentan los resultados de la actividad antirradical de los cultivares de mango sobre el catión ABTS•⁺. El mango Ataulfo presentó la mayor actividad antirradical con un valor de 5.9 mg EVC/g de pasta p.s., seguido por los cultivares Kent y Keit entre los cuales no se encontró diferencias significativas (p<0.01).

La capacidad de reducción del ion Fe (III) a ion Fe (II) de los tres cultivares de mango se muestran en la figura 2C donde (III)a ion Fe (II) (FRAP), D) Actividad quelante, E) Actividad antioxidante por el método del ácido β-caroteno-linoleico. Los resultados se expresan como medias (columnas) ± desviaciones estándar (barras de error) (n=3). Las letras diferentes (a, b, c) indican diferencias significativas entre los tratamientos (p<0.01). podemos observar que los tres cultivares tienen diferente capacidad de reducción de Fe (III), el cultivar Ataulfo presentó la mayor actividad con 64 mg E ácido ascórbico/g de pasta p.s., seguido por el Kent y en último lugar el Keit, con 40 y 32 mg E ácido ascórbico/ g pasta p.s., respectivamente (p<0.01).

La actividad quelante de un extracto complejo es el resultado de la suma de los compuestos que presentan dicha actividad, tales como: ácido ascórbico, carotenoides, antocianinas y compuestos fenólicos (^{Martínez-Valverde et al., 2000}; ^{Ajila et al., 2007b}).

En la Figura 1D se muestra la actividad quelante de los cultivares analizados, en esta figura se observa que el cultivar Ataulfo presentó la mayor actividad con 2.9 µmoles EDTA/g de pasta p.s. y la de menor actividad fue el cultivar Keit con 1.9 µmoles EDTA/g de pasta p.s., mientras que, el cultivar Kent fue similar a ambos (p<0.01). Se observa en la Figura 2E que el cultivar Kent presentó la mayor protección ante la oxidación de la emulsión con 14.2 µM E BHT/g de pasta p.s., mientras que, el cultivar Ataulfo con 5.1 µM E BHT/g de pasta p.s. fue el que menos actividad antioxidante presentó, el cultivar Keit fue estadísticamente similar a ambos casos (p<0.01).

De acuerdo al análisis de correlación (Tabla 1) de los extractos de las pastas del mango analizadas, la capacidad de atrapar el radical DPPH• presenta una correlación positiva con los compuestos biactivos analizados, siendo fuerte para los compuestos fenólicos totales, los flavonoides, la mangiferina, el ácido ascórbico y los carotenoides, mientras que, con los tocoferoles la correlación fue débil y menos significativa (p<0.05).

La actividad antirradical contra el ABTS•⁺ tiene una correlación positiva débil (p<0.01) con la mayoría de los compuestos bioactivos analizados, excepto con los tocoferoles donde no se encontró correlación.

Para FRAP se encontró correlaciones positivas fuertes con los compuestos fenólicos, flavonoides, mangiferina y carotenoides, mientras que, con el ácido ascórbico la correlación fue moderada y con los tocoferoles fue débil. Este comportamiento también lo reportaron ^{Corral-Aguayo et al. (2008)} quienes encontraron correlaciones similares.

En la actividad quelante se correlaciona positiva y débilmente con los compuestos fenólicos, flavonoides, mangiferina y ácido ascórbico, siendo estos dos últimos más significativos que los primeros. Por otra parte, se observa los carotenoides presentaron una correlación negativa y débil, mientras que, con los tocoferoles no se encontró correlación.

En el caso se la protección de la oxidación de una emulsión de β-caroteno y ácido linoleico el análisis de correlación evidenció que esta es débil y negativa con los flavonoides y mangiferina, mientras que, con el resto de compuestos biactivos no se encontró correlación. Según ^{Kuskoski et al. (2005)} la correlación de la actividad antioxidante con algún compuesto no solo depende de la concentración y la calidad del mismo, sino también de su interacción con otros componentes del producto. La baja correlación del ácido ascórbico y carotenoides con las distintas actividades antioxidantes analizadas podría estar relacionada con la característica químicas de su molécula que determina sus propiedades antioxidantes dependiendo del medio donde se desarrolle la reacción (^{Vrolijk et al., 2015}).

Concentración de compuestos bioactivos de pastas de subproductos de mango

^{Manthey & Perkins-Veazie (2009)}, realizaron un estudio donde determinaron la concentración de compuestos fenólicos totales en frutos de diferentes cultivares de mango (Tommy Atkins, Haden, Kent, Keitt y Ataulfo) de distintos países (Perú, Brasil y México), reportaron que el cultivar de mango Ataulfo de México presentó la mayor concentración de TPC con 109.3 mg EAG/100 g de puré. Para la variedad de mango Ubá (brasileña), se ha reportado 208.7 mg EAG/100 g peso seco (^{Ribeiro et al., 2007}). Los resultados obtenidos en esta determinación para las tres diferentes pastas del mango analizadas son mayores por las reportadas por ^{Berardini et al. (2005)} y por ^{Abdalla et al. (2007)} quienes encontraron en cáscara 406.6 mg EAG/100g y en semilla 112 mg EAG/100 g, respectivamente. Los principales flavonoides reportados en el mango son: mangiferina, catequina, epicatequina, quercetina, isoquercetina (quercetina-3-glucósido), antocianinas, fisetina y astragalina (kaempferol-3-glucósido) (^{Masibo & He, 2008}).

Los valores obtenidos en esta investigación para la concentración de ácido ascórbico se encuentran dentro del intervalo reportado en diversas investigaciones, donde se observa una gran variación que va desde 0.09 hasta 1.86 mg/g de pulpa de mango (^{Franke et al., 2004}; ^{Gil et al., 2006}; ^{Ribeiro et al., 2007}; ^{Reyes et al., 2007}; ^{Corral-Aguayo et al., 2008}; ^{Manthey & Perkins-Veazie, 2009};). Por otro lado, el contenido de ácido ascórbico en cáscara está reportado por ^{Ajila et al. (2007b)} con un promedio de 0.34 mg/g p.s., estos resultados son menores a los obtenidos en esta investigación.

Al igual que otros frutos, los mangos difieren en su contenido de ácido ascórbico debido al genotipo, factores climáticos y etapa de maduración, se ha reportado que al principio de la etapa de maduración el contenido de ácido ascórbico es mayor y disminuye con el paso del tiempo (^{Lee & Kader, 2000}). También influye la preparación de muestras y los métodos analíticos utilizados para la cuantificación (^{Ribeiro & Schieber, 2010}).

^{Chena et al. (2004)}, determinaron 25 carotenoides en la pulpa del mango. El trans- β-caroteno estuvo presente en la mayor cantidad (29.34 µg/g), seguido por su isómero cis de β-caroteno (9.86 µg/g), violaxantina y su isómero cis (6.40 µg/g), neocromo (5.03 µg/g), luteoxantina (3.6 µg/g), neoxantina, y su isómero cis (1.88 µg/g), zeaxantina (1.16 µg/g) y 9-or 9′-cis-luteina (0.78 µg/g) (^{Masibo & He, 2009}).

La pulpa del mango contiene un espectro amplio de carotenoides, incluyendo β-caroteno, violaxantina, criptoxantina, neoxantina, luteoxantina, y la zeaxantina (^{Ornelas-Paz et al., 2007}). Principalmente el β-caroteno es el carotenoide predominante en mango, constituyendo del 48-84 % del total de carotenoides (^{Manthey & Perkins-Veazie, 2009}). El contenido total de carotenoides esta reportado entre un rango de 1,159 a 3,000 mg/100g de pulpa de diferentes cultivares de mango (^{Pott et al., 2003}; ^{Chena et al., 2004}; ^{Ornelas-Paz et al., 2007)}.

^{Ornelas-Paz et al. (2007)}, reportaron valores de carotenos de 7 diferentes cultivares de mangos cosechados en México entre 0.4 y 7.7 mg/100g de muestra, siendo el cultivar Haden con la mayor concentración de carotenoides (7.7 mg/100 g de muestra), mientras que el cultivar Ataulfo y Kent presentan un promedio de 2.4 y 3.2 mg/100g de muestra, lo que coincidiría con los resultados obtenidos en este estudio.

Los valores obtenidos en esta investigación en la concentración de tocoferoles totales de las tres pastas analizadas se encuentran dentro del rango de valores reportados por ^{Charoensiri et al. (2009)} para la concentración de tocoferoles totales de los principales cultivares de mango consumidos en Tailandia (Kheosawoei, Nahmdawgmai y Rad con valores de 0.35 y 1.45 mg/100 g de pulpa de mango; respectivamente). Mientras que ^{Ornelas-Paz et al. (2007)}, reportaron valores entre 200 y 500 µg/100g de pulpa de 7 cultivares de mango cosechados en México (Haden, Ataulfo, Tommy Atkins, Manila, Kent y Paraíso; variedad Criollo). Siendo los cultivares Tommy Atkins y Haden los que obtuvieron los contenidos más altos con 500 y 399 µg/100g de pulpa, respectivamente.

En otros cultivos como Glechoma longituba se encontró altas variaciones de la concentración de flavonoides totales y otros compuestos bioactivos, dependiendo del origen geográfico, así mismo, se encontró una correlación positiva entre el hierro y fósforo del suelo, la temperatura y humedad como factores claves en la variación de los compuestos bioactivos (^{Jin et al., 2018}). Este mismo efecto se detectó en el cultivo del ajo (Allium sativum L.) donde se determinó que el genotipo, varias prácticas de cultivo, así como las condiciones de post-cosecha influyen en el potencial bioactivo del ajo (^{Martins et al., 2016}). También en el cultivo de Passiflora setacea se ha descrito que la concentración de compuestos fenólicos, flavonoides y vitamina C es mayor en las temporadas de lluvia que en las temporadas secas, para el caso particular de la vitamina C se encontró que hasta las técnicas de cultivo pueden influenciar la concentración de esta (^{De Carvalho et al., 2018})

Actividad antioxidante de pasta de subproductos de mango

^{Manthey & Perkins-Veazie (2009)}, determinaron la capacidad de atrapar el radical DPPH• de 5 cultivares de mango (Tommy Atkins, Haden, Kent, Keitt y Ataulfo) de distintitos países (Perú, Brasil, Ecuador y México) reportando que el cultivar de mango Ataulfo de México presentó la mayor actividad con un promedio de 104.2 mg E. ácido gálico/100 g de puré, atribuyendo esta actividad a la concentración de compuestos fenólicos totales de este cultivar (109.3 mg E. ácido gálico/100 g de puré). De acuerdo con los resultados de las investigaciones de ^{Khammuang & Sarnthima (2011)} y ^{Soong et al. (2004)}, existe una correlación positiva entre los compuestos de fenólicos totales y la actividad antioxidante de la semilla de mango.

Además, el contenido de mangiferina también está relacionado con la capacidad de atrapamiento del radical DPPH•, existe evidencia que esta es un fuerte antioxidante y un quelador de iones metálicos (^{Shah et al., 2010}).

En lo que respecta a la capacidad de atrapar al catión estable ABTS•⁺, ^{Kuskoski et al. (2005)}, determinaron la actividad antioxidante como equivalente a vitamina C de pulpa de frutos tropicales y reportaron en pulpa de mango 224.7 mg EVC/100g muestra. ^{Maisuthisakul & Gordon (2009)}, analizaron la actividad antioxidante por el método ABTS•⁺ de la semilla de mango del cultivar Chok-Anan, presentando una actividad antioxidante de 0.75 mmol de Trolox/g de muestra. Por su parte ^{Dorta et al. (2012)} reportaron una actividad antirradical del mango Keit de 16.7 g TE/100 g p.s. en cascara y de 11.5 g TE/100 g p.s. en semilla.

Los compuestos fenólicos, carotenoides y vitamina C presentes en la cáscara y semilla del mango son buenos donadores de electrones y pueden reducir Fe³⁺ a la forma ferrosa (^{Chung et al., 2002}), lo que indicaría dicha capacidad de las pastas de mango analizadas.

Los resultados obtenidos de la actividad quelante de los extractos de mango analizados concuerdan con lo sugerido por ^{Pitchaon (2011)}, donde menciona que la actividad quelante de metales es más alta, de acuerdo con el contenido fenólico. ^{Maisuthisakul & Gordon (2009)}, reportaron que el embrión de mango del cultivar Chok-Anan presenta actividad quelante ligeramente mayor (68.4 µg/mL), en comparación con el ácido gálico (65.5 µg/mL) en ensayos in vitro con complejos de iones ferroso (Fe²⁺) y ferrozina; además, indica que dicha actividad está relacionada con la concentración y estructura de compuestos fenólicos presentes en el extracto.

^{Maisuthisakul & Gordon (2009)} evaluaron el efecto del secado (al sol y en horno) y de diferentes solventes (agua y etanol) sobre la actividad antioxidante de semillas de mango del cultivar Chok-Anan. Encontraron que los extractos de semilla de mango protegían contra la oxidación del ácido linóleico en 71.0 ± 6.4 a 105 ± 3.9 AA₅₀ (actividad antioxidante) siendo más eficientes que la cumarina con 94.9 ± 0.1.

En respuesta a un desequilibrio oxidativo, las células producen antioxidantes de diferente naturaleza química como moléculas de defensa que pueden eliminar o neutralizar los radicales libres. Cuando se expone los frutos de mango a un flujo bajo de luz UV (0.6 J cm^-2) puede incrementarse el contenido fitoquímico en un 130 % en pulpa y un 197 % en cascara. Así mismo la actividad antioxidante total en pulpa se incrementa hasta un 130 % y en cascara un 145 %. Sin embargo, la vitamina C solo se conserva en un 40 % en pulpa, mientras que en la cascara el contenido decrece hasta en un 50 % (^{Lopes et al., 2016}).

Por otra parte, se han identificado que el tratamiento de agua caliente (como control de plagas) en un rango de temperatura de 46-47°C y de tiempo de 5-90 min regula las transcripciones que codifican las supuestas proteínas de adhesión de la superficie celular, los factores de transcripción sensibles al etileno, las proteínas arábigas, las respuesta al estrés, el citocromo p450, las quinasas para los procesos relacionados con las defensas, el metabolismo de ácidos grasos, flavonoides y la biosíntesis de ésteres volátiles, así como los genes asociados a la fotosíntesis (^{Dautt-Castro et al., 2018}).