SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.13 número3Disponibilidad de forraje en praderas de pasto Xaraés en respuesta a fuentes de nitrógeno convencionales y tratadas con N-(n-butil) triamida tiofosfórica (NBPT)Comportamiento de ingestión y consumo de forraje por vacas en pastoreo en clima templado. Revisión índice de autoresíndice de assuntospesquisa de artigos
Home Pagelista alfabética de periódicos  

Serviços Personalizados

Journal

Artigo

Indicadores

Links relacionados

  • Não possue artigos similaresSimilares em SciELO

Compartilhar


Revista mexicana de ciencias pecuarias

versão On-line ISSN 2448-6698versão impressa ISSN 2007-1124

Rev. mex. de cienc. pecuarias vol.13 no.3 Mérida Jul./Set. 2022  Epub 22-Ago-2022

https://doi.org/10.22319/rmcp.v13i3.5564 

Revisiones bibliográficas

Diagnóstico, prevención y control de enfermedades causadas por Chlamydia en pequeños rumiantes. Revisión

Fernando de Jesús Aldamaa 

Roberto Montes de Oca Jiméneza  * 

Jorge Antonio Varela Guerreroa 

a Universidad Autónoma del Estado de México. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Toluca, Estado de México, México.


Resumen

Las especies que conforman el género Chlamydia afectan una amplia gama de hospederos animales, causando diversas patologías. Chlamydia abortus (C. abortus), Chlamydia psittaci (C. psittaci) y Chlamydia pecorum (C. pecorum) son las de mayor relevancia clínica en pequeños rumiantes a nivel mundial, ya que han sido relacionadas con problemas reproductivos, oculares y del tracto digestivo respectivamente; dos de estas (C. abortus y C. psittaci), representan un riesgo potencial zoonótico al ser humano. El diagnóstico de infecciones por organismos de este género resulta complicado; ya que, en la mayoría de los casos no hay signología clínica que indique la presencia del agente en animales afectados. Actualmente en países europeos la prevención y control principalmente de C. abortus se realiza mediante la administración de inmunógenos atenuados comerciales; sin embargo, su uso no ha mostrado resultados satisfactorios en la protección de animales susceptibles. Por lo tanto, la implementación de nuevas opciones de inmunización basadas en la utilización de proteínas recombinantes es la línea de investigación que más realce está tomando actualmente. Adicionalmente, el uso de proteínas con potencial inmunogénico podrían ser herramientas importantes para el diagnóstico, prevención y control de estos patógenos. Debido a esto, la presente revisión se centró en recapitular los estudios más actuales enfocados al uso experimental de diferentes proteínas inmunogénicas de Chlamydia spp. empleadas a nivel mundial, destacando su innovación y resultados obtenidos en los modelos experimentales.

Palabras clave Chlamydia; Diagnóstico; PCR; Proteínas recombinantes; Vacunas

Abstract

The species that make up the genus Chlamydia affect a wide range of animal hosts, causing various pathologies. Chlamydia abortus (C. abortus), Chlamydia psittaci (C. psittaci) and Chlamydia pecorum (C. pecorum) are the most clinically relevant in small ruminants worldwide, since they have been related to reproductive, ocular and digestive tract problems respectively; two of these (C. abortus and C. psittaci) represent a potential zoonotic risk to humans. The diagnosis of infections by organisms of this genus is complicated; since, in most cases, there are no clinical signs that indicate the presence of the agent in affected animals. Currently, in European countries, the prevention and control mainly of C. abortus is carried out through the administration of commercial attenuated immunogens; however, their use has not shown satisfactory results in the protection of susceptible animals. Therefore, the implementation of new immunization options based on the utilization of recombinant proteins is the line of research that is currently taking the most prominence. Additionally, the use of proteins with immunogenic potential could be important tools for the diagnosis, prevention and control of these pathogens. Due to this, the present review focused on recapitulating the most current studies focused on the experimental use of different immunogenic proteins of Chlamydia spp. used worldwide, highlighting their innovation and results obtained in experimental models.

Key words Chlamydia; Diagnosis; PCR; Recombinant Proteins; Vaccines

Introducción

Las bacterias del género Chlamydia son organismos Gram negativos, intracelulares obligados que se caracterizan por compartir un ciclo de desarrollo bifásico único, cuentan con dos estructuras morfológicas denominadas: cuerpo elemental (CE); la cual, es la forma infectiva y el cuerpo reticular (CR), forma de la bacteria metabólicamente activa1. Estas bacterias causan una amplia gama de enfermedades en diferentes hospederos animales y el hombre1,2. Dentro del género, se han reportado un total de doce especies3: C. trachomatis, C. muridarum, C. suis, C. psittaci, C. abortus, C. caviae, C. felis, C. pneumoniae, C. pecorum, C. avium, C. gallinacea, C. poikilothermis y cuatro candidatos a especie: C. ibidis, C. serpentis, C. corallus y C. sanzinia4-6.

Algunas de estas especies tienden a afectar animales de producción; además, representan un riesgo potencial zoonótico al ser humano7. Las principales especies del género identificadas en estas especies animales son: C. abortus, C. psittaci y C. pecorum; además, de que las patologías asociadas con éstas han sido ampliamente documentadas1,2,8.

Las patologías relacionadas con estos organismos son diversas, entre las que destacan: abortos, queratoconjuntivitis y problemas en el tracto digestivo2,9; sin embargo, C. abortus es la de mayor importancia en la producción pecuaria generando mayores pérdidas en los rebaños que por la presencia de C. psittaci y C. pecorum1,2.

Debido a la importancia para la salud pública y animal que representan estos organismos, la presente revisión se enfocó en realizar una recopilación de los estudios más recientes acerca del desarrollo de pruebas de diagnóstico, tratamiento y control de infecciones causadas por estas especies bacterianas, donde se resaltan los estudios enfocados a la producción de proteínas recombinantes; los cuales, han sido objeto de estudio en los últimos años.

Especies del género Chlamydia que afectan a pequeños rumiantes

Chlamydia abortus

Agente causal del Aborto Enzoótico Ovino (AEO), enfermedad que está ampliamente distribuida a nivel mundial; la cual, causa pérdidas económicas en países que se dedican a la actividad pecuaria. La enfermedad provoca aborto en ovejas gestantes en el último tercio de la gestación o en algunos casos el nacimiento de corderos débiles que no superan las 48 h de vida(1, 2). Actualmente es considerada la patología de origen clamidial de mayor importancia; ya que, representa un riesgo potencial zoonótico ocupacional y para mujeres embarazadas que están en contacto con animales infectados2. En este orden, se han realizado diferentes reportes en los que además de causar abortos, provoca otras afecciones, tales como: enfermedad febril, desarrollo de coagulación intravascular diseminada, insuficiencia renal aguda y edema pulmonar10, septicemia y lesiones importantes en hígado, riñón y corazón; cabe mencionar que estas patologías se presentaron posterior al aborto11. Se describe también como agente causal de enfermedad pélvica inflamatoria12. En México la prevalencia de anticuerpos contra C. abortus se reportó en grupos de riesgo expuestos (trabajadores y médicos veterinarios) que estaban en contacto con rebaños con antecedentes de aborto13. Finalmente, también ha sido reportada como agente causal de problemas de neumonía14, demostrado de este modo el potencial zoonótico de esta especie bacteriana.

Chlamydia psittaci

Bacteria de origen aviar que provoca psitacosis en aves y con riesgo potencial zoonótico comprobado. En los últimos cinco años se han realizado distintos estudios evidenciando el riesgo que representa esta especie bacteriana para el humano, principalmente por contacto con aves infectadas2. En primera instancia causando psitacosis, ornitosis2 o neumonía atípica15. Asimismo, se ha reportado como agente causal de infecciones genitales en mujeres16. Se ha identificado en pacientes con enfermedades respiratorias; por ejemplo, neumonía en granjeros que trabajaban con animales infectados17. De igual forma, se ha relacionado con neumonía, tosferina y conjuntivitis18. No menos importante, asociando los posibles factores de riesgo involucrados en el contagio de la psitacosis en personas que manipulan aves19,20. Recientemente, se reportó como agente causal en un brote relacionado con enfermedad respiratoria grave entre trabajadores de plantas de sacrificio de aves de corral en USA21. Actualmente no existen reportes de contagio de C. psittaci de mamíferos al hombre.

Chlamydia pecorum

Esta bacteria se aloja de forma natural en el tracto digestivo y ocasiona enteritis; en la mayoría de los casos ésta se presenta de manera subclínica, evitando así la detección oportuna de la enfermedad22. C. pecorum también, ha sido asociada con otras enfermedades, entre ellas: artritis, queratoconjuntivitis, encefalomielitis, infertilidad, neumonía y mastitis, y ocasionando pérdidas económicas en las unidades de producción22. A pesar de la gran variedad de patologías con las que ha sido relacionado este agente bacteriano, el potencial zoonótico de esta especie de Chlamydia es aún desconocido23.

Transmisión

Se ha documentado ampliamente que la forma en la que se trasmiten mayormente estos organismos es mediante la vía oronasal1. C. abortus es excretado por las ovejas infectadas mediante fluidos vaginales o restos placentarios, los cuales, contaminan el agua o alimentos, el ingreso a animales suceptibles es mediante la ingesta de estos2.

C. psittaci habitualmente esta contenido en las heces fecales de aves y pequeños rumiantes, por lo cual, la principal ruta de transmisión de este patógeno es mediante la inhalación de aerosoles contaminados por las heces, en los comederos o zonas al aire libre7.

Se cree que la transmisión de C. pecorum se lleva a cabo mediante la vía oral-fecal o por ingestión o inhalación de bacterias contenidas en secreciones de animales infectados. Algunos estudios han sugerido una transmisión como resultado de factores como aseo mutuo, inhalación y hacinamiento22.

Diagnóstico

Debido a la variedad de cuadros clínicos, hospederos animales y dado que estos agentes a menudo se diagnostican en combinación con otros agentes infecciosos, un diagnóstico definitivo generalmente requiere pruebas de laboratorio en la mayoría de los casos24. El diagnóstico de enfermedades de origen clamidial es complicado y requiere de metodologías complejas que necesitan de personal altamente capacitado para poder llevar a cabo un diagnóstico ideal24. Para realizar el diagnóstico de especies de Chlamydia, las muestras por elección son hisopados (vaginales, conjuntivales y/o rectales) conservados en medio de transporte especial para Chlamydia spp., sacarosa-fosfato-glutamato (SPG)24,25; por otra parte, el diagnóstico puede realizarse por métodos indirectos (ELISA) o directos (cultivo celular y PCR)24.

Ensayo de inmunoadsorción ligado a enzimas (ELISA)

El ensayo por inmunoadsorción ligado a enzimas o ELISA (del inglés Enzyme-Linked ImmunoSorbent Assay), es una prueba de diagnóstico indirecta que detecta anticuerpos en suero de individuos afectados contra anticuerpos específicos de las bacterias de este género 2,24, actualmente existen pruebas de ELISA disponibles comercialmente, entre las desventajas que tienen este tipo de pruebas son las reacciones cruzadas entre especies (C. abortus y C. pecorum); lo cual, dificulta el diagnóstico específico2. Los ensayos que evalúan diferentes antígenos para la detección de especies de Chlamydia spp. han sido diversos. Primeramente evaluando fragmentos de la MOMP a través de una prueba de ELISA indirecta (rOMP91B iELISA), la cual, mostró una sensibilidad y especificidad del 84.2 y 98.5 % respectivamente; el estudio demostró que la prueba de ELISA indirecta fue mejor en la diferenciación de animales infectados con C. abortus y C. pecorum26. Posteriormente, otro estudio evalúo diferentes antígenos recombinantes, todos estos fueron identificados a partir de la Proteína Polimórfica de la Membrana Externa o POMP90 (del inglés, Polymorphic Outer Membrane Protein). De las 11 fracciones identificadas, OMP90-3 y OMP90-4 fueron las más efectivas mostrando una sensibilidad del 95.7 y 94.3 % respectivamente y una especificidad del 100 % para ambas. Los hallazgos del estudio revelaron que la prueba de ELISA con el fragmento rOMP90-4 fue más sensible que la de rOMP90-3, ya que identificaba más muestras positivas para OEA y además, ambas fueron superiores a la prueba de fijación del complemento o CFT (del inglés complement fixation test)27.

Adicionalmente y de manera complementaria a estos estudios, se realizó un estudio en el cual, se evaluaron cuatro pruebas de ELISA experimentales basadas en CE completos de C. abortus (CE), una preparación a partir de la membrana externa de bacteria completa (SolPr) y dos fragmentos recombinantes de POMP90 (rOMP90-3 y rOMP90-4), contra tres pruebas comerciales, la prueba CHEKIT1 Chlamydophila abortus, Pourquier1 ELISA Chlamydophila abortus y ImmunoComb Ovine Chlamydophila Antibody, Los resultados durante la prueba mostraron que la prueba de ELISA comercial InmunoComb obtuvo la mayor sensibilidad (98.4 %) en comparación con las demás; sin embargo, la especificidad determinada (65.4 %) fue menor que todas las pruebas evaluadas. Los resultados al finalizar el estudio determinaron que, de las ocho pruebas de ELISA evaluadas, la prueba que ofrece mejores resultados en cuanto a sensibilidad y especificidad, fue la prueba de ELISA basada en el fragmento recombinante rOMP90-3 con valores de 96.8 % y 100 % respectivamente, este estudio demostró que esta prueba de ELISA experimental puede ser una alternativa adecuada para el diagnóstico serológico de AEO28. A estos resultados, se suma un estudio realizado en 2018; el cual, comparó tres pruebas comerciales (IDvet, MVD-Enfer y LSI) para la detección de anticuerpos contra C. abortus en ovejas, se evaluaron animales vacunados durante diferentes periodos de tiempo para medir la producción de anticuerpos entre animales que abortaban y animales que llegaban a término, los resultados revelaron que la prueba más sensible fue la LSI (94.74 %) seguida por MVD-Enfer (78.95 %) y por último IDvet (73.68 %), los tres kit detectaron niveles altos de anticuerpos en las ovejas que abortaban en comparación con las que tenían corderos sin complicaciones. La prueba más sensible en este estudio se basa en la identificación del lipopolisacarido (LPS) clamidial; el cual, muestra reacción cruzada con todas las especies del género Chlamydia, se determina adecuado para identificar ovejas infectadas con cualquier especie de Chlamydia, pero no se considera específico para C. abortus29. Finalmente, un estudio reveló las desventajas que tienen este tipo de pruebas comerciales en cuanto a reacciones cruzadas entre C. abortus y C. pecorum, realizando la evaluación en diferentes rebaños, las pruebas serológicas revelaron una baja seropositividad de C. abortus empleando una prueba de ELISA basada en péptidos (1.2 %) en ovejas australianas y una seropositividad moderada en un rebaño de suiza con antecedentes clínicos de aborto asociados a C. abortus (26.9 %). Utilizando pruebas de CFT y ELISA, la seropositividad fue significativamente mayor, lo que sugiere reactividad cruzada entre estas dos especies. Adicionalmente, empleando una prueba de PCR tiempo real para detectar ADN de C. pecorum en animales australianos seropositivos a Chlamydia spp., se concluyó que la seropositividad de Chlamydia puede estar relacionado a la reactividad cruzada con infecciones endémicas de C. pecorum30. Debido a las desventajas que demuestran este tipo de pruebas es recomendable complementarlas con alguna otra más específica como las pruebas de PCR24.

Cultivo celular

Por su naturaleza intracelular obligada, estas bacterias requieren de medios vivos para su aislamiento; debido a esto, actualmente se emplea el cultivo celular (células McCoy por elección) para dicho fin24, hasta hace algunos años esta técnica era considerada el estándar de oro para el diagnóstico de Chlamydia spp.1; sin embargo, el desarrollo de nuevas metodologías como la amplificación de ácido nucleico (PCR y secuenciación) empleadas para mejorar el diagnóstico, se consideran actualmente el estándar de oro para diagnosticar infecciones por Chlamydia spp.8. Otras pruebas como la reacción en cadena de la polimerasa; la cual, es una técnica mucho más específica para la detección y tipificación de especies de Chlamydia spp. se emplean con mucha más frecuencia debido a que cuenta con una mayor sensibilidad y especificidad en comparación con el cultivo celular2.

Prueba de reacción en cadena de la polimerasa

Esta prueba detecta ADN específico de cualquier organismo; por lo cual, es una prueba mucho más sensible y específica que el cultivo celular al momento de identificar el género y especie implicada en los individuos afectados24. En los últimos 15 años el uso de esta técnica ha tomado mucha relevancia y sus diferentes variantes revelan mejores resultados en comparación con las mencionadas anteriormente tales como: i) procesar un mayor número de muestras, ii) menor tiempo para la obtención de resultados, iii) el uso de diferentes tipos de muestras para el diagnóstico, iv) los organismos no tienen que estar cien por ciento viables y v) mayor sensibilidad y especificidad. Desde que se implementó su uso en laboratorios de diagnóstico veterinario, los genes empleados para la identificación de estos agentes bacterianos han sido diferentes: proteína principal de la membrana externa o MOMP (del inglés, Major Outer Membrane Protein), proteínas de la membrana polimórfica o Pmp’s (del inglés, Polymorphic membrane protein), 16S y 23S24. Las metodologías de PCR para la detección específica de especies de Chlamydia son variadas, por mencionar algunas: La prueba de PCR “Touchdown enzyme time release” para amplificar diferentes secuencias de ADN en las regiones variables de los genes de ARNr espaciador 16S y 16S-23S específicos para la identificación de especies de este género bacteriano; por ejemplo, Chlamydia trachomatis, Chlamydia pneumoniae y Chlamydia psittaci31. Otra variante de esta prueba, la PCR-RFLP prueba que identifica en primera instancia la presencia del gen omp2 específico de la familia Chlamydiaceae y posteriormente mediante una digestión con la enzima de restricción AluI, tiene la capacidad de identificar un total de nueve especies del género Chlamydia entre estas, C. abortus, C. pecorum32 y C. psittaci33. Adicionalmente, una variante enfocada al gen 16S específico de la familia Chlamydiaceae pero empleando una prueba de PCR en tiempo real demostró alta especificidad al evaluar muestras de diferentes especies de Chlamydia contra otros géneros bacterianos34; adicionalmente, esta variante también puede ser empleada para la identificación específica de especies de Chlamydia empleando iniciadores específicos para cada una35. Posteriormente, se desarrolló una prueba de PCR multiplex para la identificación de C. abortus, C. pecorum y Coxiella burnetii, implicadas como agentes causales de aborto, esta prueba a diferencia de las antes mencionadas, ayuda a identificar de manera simultánea a las tres especies, dicha prueba demostró ser altamente específica y rápida para la detección de estos agentes bacterianos36.

Tratamiento

Antibióticos

Para el tratamiento de patologías de origen clamidial, los antibióticos son los fármacos de elección, ya que las bacterinas en el caso del AEO solo están disponibles en algunos países de Europa y los costos que requieren para su implementación son muy elevados2,7. La administración de tetraciclina, penicilina y el cloranfenicol para el tratamiento de infecciones causadas por estos agentes bacterianos ha demostrado inhibir el crecimiento de estos organismos24, es importante recalcar, que el uso de los antibióticos debe ser de manera controlada para minimizar el desarrollo de resistencia por parte del patógeno. Aunque los antibióticos sirven para disminuir las pérdidas a causa de estos patógenos, este tipo de tratamientos no eliminan a las bacterias; ya que, los animales afectados siguen eliminando a los organismos; por lo cual, su uso profiláctico no es recomendado37. En países europeos, además del uso de antibióticos también se implementa para el caso del AEO la administración de bacterinas para prevenir y controlar la enfermedad en rebaños con animales susceptibles, esto debido, a que es la única enfermedad de origen clamidial para la que existen bacterinas disponibles comercialmente2.

Inmunógenos

En el siglo pasado, los inmunógenos destinados al tratamiento y prevención de enfermedades a nivel mundial han sido uno de los mayores logros de la salud pública; en este rubro, entre 2 a 3 millones de vidas son salvadas por la implementación de estas medidas de salud38. En el ámbito veterinario, los avances tecnológicos en el desarrollo de inmunógenos para el control de enfermedades han tenido un realce importante en los últimos 25 años, desde el empleo de bacterias completas ya sean vivas o muertas hasta el uso de inmunógenos de ADN; los cuales, ofrecen medidas más seguras tanto para el animal como para el médico veterinario que las administra39.

En los últimos 70 años, los estudios para el desarrollo de inmunógenos para combatir enfermedades de origen clamidial en especies animales principalmente ganado (ovinos, caprinos, bovinos y porcinos) se enfocan en prevenir pérdidas económicas en las unidades de producción; sin embargo, el objetivo principal es preservar la salud humana por la zoonosis que algunas de éstas representan. En los últimos 10 años los ensayos vacunales contra Chlamydia spp. se han incrementado, en estos estudios la proteína más empleada en los desafíos contra Chlamydia spp. ha sido la MOMP40. Adicionalmente, se han realizado estudios enfocados en la búsqueda de antígenos específicos de esta proteína de superficie para una diferenciación entre especies41. Posteriormente, se han empleado diferentes tipos de antígenos en el desarrollo de inmunógenos contra agentes clamidiales, las primeras pruebas empleaban tradicionalmente los CE, los cuales, eran inactivados mediante tratamientos con luz ultravioleta o vivos (atenuados) fijados con formalina. Posteriormente, a mediados de la década de los 90’s los enfoques en el uso de otros antígenos para el desarrollo de vacunas de subunidades como: proteínas recombinantes, péptidos sintéticos, vectores de expresión y ADN comenzaron a emplearse para el desafío en modelos murinos principalmente40.

En el caso de C. pecorum solo existen dos ensayos de vacunas contra este agente; los cuales, han sido desafiados en modelos murino, aunque los resultados revelaron respuesta inmune en los animales, estos deben tratarse con cautela debido a que pocas veces los casos clínicos de abortos son relacionados con C. pecorum42.

Por último, aunque existen vacunas disponibles comercialmente para el control y prevención de C. abortus, está bien documentado que en el caso de la vacuna viva atenuada 1B C. abortus, tiene el potencial de reactivación y causar la enfermedad en animales inmunizados43-45.

Del total de los desafíos vacunales contra Chlamydia spp. solo el 5 % han sido enfocadas a C. abortus, evaluados en ratones, vacas, ovejas y cerdos de Guinea40, los estudios evalúan algunas proteínas principalmente las Pmp´s buscando diferentes variaciones o mutaciones que puedan servir como puntos clave para la prevención del AEO46.

Vacunas de subunidades, nuevas tecnologías para el desarrollo de pruebas de serodiagnóstico y prototipos vacunales

A la fecha se han desarrollado diferentes estudios que han identificado a estos posibles candidatos, tanto para el diagnóstico como para el desarrollo de vacunas2. Las proteínas inmunorreactivas, expresadas en animales infectados, se han propuesto como nuevos candidatos como antígenos marcadores para el diagnóstico y el uso de diferentes genes de virulencia que pueden ser empleados para el desarrollo de prototipos de vacunas de subunidades para la prevención y control de enfermedades causadas por especies de Chlamydia spp47. En el caso de C. abortus, se han realizado diversos estudios, evaluando diferentes proteínas. Un estudio evaluó la respuesta inmune humoral provocada por algunas proteínas de superficie (MOMP, MIP, Pmp13G) y asociadas con la virulencia (CPAF, TARP, SINC), dicho estudio demostró que las ovejas que abortaron mostraron una fuerte respuesta de anticuerpos a los antígenos de superficie. Adicionalmente, identificaron que el antígeno más específico para el serodiagnóstico de las infecciones humanas por C. abortus fue la Pmp13G; esta proteína no mostró reactividad cruzada con otras especies de Chlamydia spp. que afectan a humanos47.

En cuanto a las proteínas empleadas actualmente para el desarrollo de prototipos vacunales, los estudios se han enfocado a tres proteínas que juegan un rol principal en el ciclo de desarrollo de la bacteria40. Otras proteínas de este género bacteriano utilizadas como antígenos en ensayos vacúnales son las proteínas de la superficie membranal de Chlamydia spp. las cuales, han mostrado que tienen regiones altamente conservadas48. Las proteínas de choque térmico (HSP) y las proteínas del factor de actividad similar a la proteasa de clamidia (CPAF) también, se han considerado como candidatos adecuados para el desarrollo de inmunógenos para el control y prevención de enfermedades de origen clamidial, estas han demostrado provocar una fuerte respuesta inflamatoria en el hospedero49. Otro estudio evalúa tres diferentes tipos de vacunas: vacuna de ADN, vacuna de fagos (OmpA) y una vacuna comercial viva atenuada, liofilizada basada en la cepa 1B de Chlamydia abortus. Aunque la vacuna de fagos ofrece buenos resultados, no supera la ofrecida por la vacuna comercial; sin embargo, el estudio concluye que este novedoso sistema de administración de vacunas ofrece ventajas que superan por mucho a las vacunas comerciales, tales como: manejo, seguridad más eficiente y producción relativamente más económica50. Otras pruebas evaluaron una combinación con el polisacárido de Lycium barbarum (LBP3a), los resultados demostraron una buena protección en ratones desafiados con C. abortus empleando un polisacárido LBP3a combinado con una vacuna de ADN que codifica la MOMP de C.abortus51.

Posteriormente, se han propuesto otras proteínas, tales como las pertenecientes a la familia de las Pmp’s, éstas han demostrado tener el potencial inmunogénico para el desarrollo de inmunógenos contra C. abortus2. Un estudio evaluó la Pmp18D en dos diferentes formulaciones, FL (ligando de tirosina quinasa 3 tipo Fms; Flt3L) y fantasmas de Vibrio cholerae (VCG) para inducir inmunidad innata y de protección cruzada contra la infección genital por C. abortus. La evaluación se realizó con la regulación de la expresión de la proteína, por la activación y diferenciación de diferentes tipos celulares. Los resultados demostraron que la formulación que ofrece mejores resultados es la Pmp18D+VCG52, así como otra variante, empleando un fragmento N-terminal de esta proteína, denomina Pmp18D.1, el estudio evaluó su capacidad para inducir una respuesta inmunes innata en células dendríticas y activar las vías de señalización involucradas en la secreción de IL-1β53. Otras proteínas empleadas como antígenos combinados (MIP y CPAF) demostraron una eficacia del 50% contra una vacuna viva atenuada comercial; adicionalmente, aunque existe liberación del patógeno por parte de los animales inmunizados, estos se liberan en menor cantidad en comparación con el control negativo. No obstante, se pudo observar en dicho estudio que cuando estas dos proteínas son administradas de manera individual no tiene efecto alguno contra la infección experimental54.

Contra C. psittaci se han realizado diversos estudios empleando diferentes tipos de proteínas. Inicialmente enfocada en la evaluación de la persistencia de una vacuna de ADN (pcDNA1-MOMP) y la expresión de la proteína recombinante (rMOMP) a partir de la MOMP de una cepa aviar de C. psittaci; la cual, ocasiona problemas respiratorios en pavos, los resultados demostraron que la persistencia de la vacuna fue de 10 semanas y la expresión de la proteína fue proporcional al tiempo de persistencia55. Posteriormente, empleando una vacuna de adenovirus recombinante empleando la misma proteína, se evaluó en aves contra la clamidiosis aviar, los resultados de este estudio demostraron que esta vacuna era segura y que la tasa de protección alcanzó hasta un 90 % en los animales desafiados. Aunque el período de protección de la vacuna fue de seis meses se enfatiza que los períodos de crecimiento de las aves utilizadas en carne son aproximadamente similares. Sin embargo, las aves destinadas a postura deben vacunarse dos veces, debido a que estas tienen periodos de vida más amplios56.

Por otra parte, también se han empleado las Pmp’s como candidatos para el desarrollo de vacunas contra C. psittaci; en este sentido, un estudio desarrolló y examinó una vacuna recombinante administrada por el herpesvirus de los pavos, empleando el extremo 5 'del gen PmpD el cual codifica la fracción N-terminal de este (pmpD-N). La evaluación del virus recombinante (rHVT-pmpD-N) en las aves desafiadas reveló niveles aumentados de anticuerpos específicos contra PmpD y una proliferación de linfocitos específicos contra este. Después del desafío con la cepa C. psittaci CB7, se encontró una disminución significativa en la dificultad respiratoria, las lesiones y la carga bacteriana en el grupo desafiado57. Un estudio evaluó la eficacia de la vacunación con proteínas plasmídicas para prevenir la infección pulmonar por C. psittaci en ratones, en el cual, se emplea una proteína recombinante de CPSIT_p8; la cual, pertenece a un importante factor de virulencia en forma de un plásmido "críptico" de 7,5 kb altamente conservado. Se produjo una recombinante de esta proteína y se desafió en modelo murino. Los resultados en este estudio demostraron que la inmunización disminuyó significativamente la carga bacteriana en los pulmones de los ratones desafiados, también se observó un nivel más bajo de IFN-γ. Sus resultados concluyen que la proteína recombinante evaluada en dicho estudio induce una inmunidad protectora significativa contra C. psittaci y que ésta podría ser considerada como candidato para el desarrollo de una nueva vacuna para la prevención de infecciones causadas por esta bacteria58.

No obstante, otras proteínas implicadas en la virulencia de esta bacteria tales como, las proteínas de membrana de inclusión clamidial (Inc’s) también ha sido empleadas como candidatos en el desarrollo de prototipos vacunales. Un estudio empleó una recombinante de la proteína de cabeza transmembrana CPSIT_0846 y desafió ratones con infección en las vías respiratorias causada por C. psittaci, el estudio reveló un fuerte perfil de citocinas con altos niveles de IFN-γ; de igual forma, se detectó una fuerte respuesta inmune humoral en los ratones desafiados contando con altos títulos de anticuerpos IgG específicos. La fuerte respuesta inmune se correlacionó con una concentración bacteriana significativamente reducida y una disminución en la patología inflamatoria en los pulmones de los ratones después del desafío. Los resultados de este estudio sugieren que la proteína CPSIT_0846 puede ser un posible antígeno candidato para el desarrollo de una vacuna para inducir protección contra este tipo de infecciones59.

Para la detección de anticuerpos contra C. psittaci, se desarrolló una prueba de ELISA basada en el fragmento N-terminal de la PmpD (PmpD-N), las pruebas se realizaron para determinar su sensibilidad y especificidad en aves infectadas experimentalmente y no infectadas. Los resultados de dicho estudio revelaron que la ELISA-PmpD-N tuvo una sensibilidad y especificidad del 97.9 %, 100 % respectivamente; además, no hubo reacción cruzada con sueros positivos para otros patógenos aviares. Los resultados concluyeron que esta fracción proteínica (PmpD-N) puede ser empleada como antígeno para el diagnóstico de infecciones por C. psittaci en aves60. Cabe destacar que todos los estudios se han realizado en C. psittaci de origen aviar; sin embargo, dado que C. psittaci está genéticamente relacionada con C. abortus61, con estas evidencias se puede contemplar la idea de enfocar los estudios en la variante que afecta a los pequeños rumiantes.

En C. pecorum el estudio más reciente enfocado al desarrollo de prototipos vacunales empleando proteínas de superficie se han realizado en ovejas infectadas experimentalmente y evaluando dos proteínas recombinantes: rMOMP y rPmpG, dicho estudio identificó epítopos de células B en animales asintomáticos, con artritis relacionada con este agente y animales inmunizados con una vacuna recombinante de estas proteínas. Los resultados de este estudio concluyen que estas pruebas pueden ayudar en mejorar las pruebas de diagnóstico de este agente en rebaños ovinos62.

Posteriormente, un estudio evalúa una prueba de ELISA directa utilizando dos antígenos de proteínas recombinantes de esta especie bacteriana (rPmpG y rMOMP-G) y mediante el método de Pepscan, se realizó un mapeo y caracterización de epítopes de células B en estas proteínas en corderos con infecciones por C. pecorum asintomáticas, con poliartritis asociada a C. pecorum y vacunados con las proteínas recombinante. Los resultados revelaron que existe una respuesta inmune de anticuerpos contra PmpG en la infección natural. Los anticuerpos contra MOMP-G se elevaron en animales con poliartritis. Finalmente, se identificó una respuesta de epítopos en corderos inmunizados y en corderos infectados naturalmente63.

Conclusiones

Los estudios enfocados a la identificación de proteínas inmunorreactivas para el desarrollo de pruebas de ELISA y prototipos vacunales contra enfermedades causadas por especies del género Chlamydia que afectan a pequeños rumiantes han tomado mucha relevancia en los últimos años, debido a la importancia en salud pública, bienestar animal y económica que estas representan.

Los inmunoensayos con proteínas específicas de cada especie como las Pmp’s, pueden ser un punto clave para evitar reacciones cruzadas entre especies; lo cual, disminuiría resultados erróneos en los laboratorios de diagnóstico veterinario.

C. abortus es la especie del género que más importancia ha tenido en la última década; ya que, las vacunas comerciales disponibles no han dado resultados satisfactorios para la prevención y control del AEO; además, del riesgo biológico que esta representa. El uso de vacunas de subunidades como opción para el desarrollo de prototipos tiene buenos niveles de seguridad en comparación con las vacunas comerciales; ya que, no representan un riesgo para el personal que las maneja y ofrecen resultados iguales o superiores a los ofrecidos por éstas.

Literatura citada

1. Longbottom D, Coulter LJ. Animal chlamydioses and zoonotic implications. J Comp Pathol 2003;128:217-244. [ Links ]

2. Rodolakis A, Laroucau K. Chlamydiaceae and chlamydial infections in sheep or goats. Vet Microbiol 2015;181:107-118. [ Links ]

3. Sachse K, Bavoil PM, Kaltenboeck B, Stephens R, Kuo CC, Rosselló-Móra R. et al. Emendation of the family Chlamydiaceae: Proposal of a single genus, Chlamydia, to include all currently recognized species. Syst Appl Microbiol 2015;38:99-103. [ Links ]

4. Vorimore F, Hsia R-ching, Huot-Creasy H, Bastian S, Deruyter L, Passet A. et al. Isolation of a new Chlamydia species from the Feral Sacred Ibis (Threskiornis aethiopicus): Chlamydia ibidis. PLoS One 2013;8(9):e74823. [ Links ]

5. Taylor-Brown A, Bachmann NL, Borel N, Polkinghorne A. Culture-independent genomic characterisation of Candidatus Chlamydia sanzinia, a novel uncultivated bacterium infecting snakes. BMC Genomics 2016;17(1):710. [ Links ]

6. Staub E, Marti H, Biondi R, Levi A, Donati M, Leonard CA, et al. Novel Chlamydia species isolated from snakes are temperature-sensitive and exhibit decreased susceptibility to azithromycin. Sci Rep 2018;(1):5660 [ Links ]

7. Bommana S, Polkinghorne A. Mini review: Antimicrobial control of chlamydial infections in animals: Current practices and issues. Front Microbiol 2019;10 :1-9. [ Links ]

8. Borel N, Polkinghorne A, Pospischil A. A review on chlamydial diseases in animals: still a challenge for pathologists? Vet Pathol 2018;55:374-390. [ Links ]

9. Jelocnik M, Laurence M, Murdoch FR, Polkinghorne A. Detection of Chlamydiaceae in ocular swabs from Australian pre-export feedlot sheep. Aust Vet J 2019;97(10):401-403. [ Links ]

10. Johnson F, Matheson BA, Williams H, Laing AG, Jandial V, Davidson-Lamb R, et al. Abortion due to infection with Chlamydia psittaci in a sheep farmer’s wife. Br Med J 1985;290:592-594. [ Links ]

11. Pospischil A, Thoma R, Hilbe M, Grest P, Gebbers FO. Abortion in woman caused by caprine Chlamydophila abortus (Chlamydia psittaci serovar 1). Swiss Med Wkly 2002;132:64-66. [ Links ]

12. Walder G, Meusburger H, Hotzel H, Oehme A, Neunteufel W, Dierich MP, et al. Chlamydophila abortus Pelvic Inflammatory Disease. Emerg Infect Dis 2003;9(12):1642-1644. [ Links ]

13. Barbosa Mireles MA, Salazar García F, Fernández Rosas P, Montes de Oca-Jiménez R. Detection of serologic antibodies against Chlamydophila Abortus in two groups of people exposed to risk in ovine farms in Xalatlaco, Mexico. Trop Subtrop Agroecosystem 2013;16:423-429. [ Links ]

14. Ortega N, Caro MR, Gallego MC, Murcia-Belmonte A, Álvarez D, del Río L, et al. Isolation of Chlamydia abortus from a laboratory worker diagnosed with atypical pneumonia. Irish Vet J 2016;69:78. [ Links ]

15. Fossádal ME, Grand M, Gaini S. Chlamydophila psittaci pneumonia associated to exposure to fulmar birds (Fulmaris glacialis) in the Faroe Islands. Infect Dis (Auckl) 2018;50:817-821. [ Links ]

16. Osman KM, Ali HA, Eljakee JA, Gaafar MM, Galal HM. Antimicrobial susceptibility and molecular typing of multiple chlamydiaceae species isolated from genital infection of women in Egypt. Microb Drug Resist 2012;18:440-445. [ Links ]

17. Lagae S, Kalmar I, Laroucau K, Vorimore F, Vanrompay D. Emerging Chlamydia psittaci infections in chickens and examination of transmission to humans. J Med 2014;63:399-407. [ Links ]

18. Cadario ME, Frutos MC, Arias MB, Origlia JA, Zelaya V, Madariaga MJ, et al. Epidemiological and molecular characteristics of Chlamydia psittaci from 8 human cases of psittacosis and 4 related birds in Argentina. Rev Argent Microbiol 2017;49:323-327. [ Links ]

19. Čechová L, Halánová M, Babinská I, Danišová O, Bartkovský M, Marcinčák S, et al. Chlamydiosis in farmed chickens in slovakiaand zoonotic risk for humans. Ann Agric Environ Med 2018;25:320-325. [ Links ]

20. Tolba HMN, Abou Elez RMM, Elsohaby I. Risk factors associated with Chlamydia psittaci infections in psittacine birds and bird handlers. J Appl Microbiol 2019;126:402-410. [ Links ]

21. Shaw KA, Szablewski CM, Kellner S, Kornegay L, Bair P, Brennan S, et al. Psittacosis outbreak among workers at chicken slaughter plants, Virginia and Georgia, USA, 2018. Emerg Infect Dis 2019;25(11):2143-2145. [ Links ]

22. Walker E, Lee EJ, Timms P, Polkinghorne A. Chlamydia pecorum infections in sheep and cattle: A common and under-recognised infectious disease with significant impact on animal health. Vet J 2015;206:252-260. [ Links ]

23. Rodolakis A, Mohamad KY. Zoonotic potential of Chlamydophila. Vet Microbiol 2010;140:382. [ Links ]

24. Sachse K, Vretou E, Livingstone M, Borel N, Pospischil A, Longbottom D. Recent developments in the laboratory diagnosis of chlamydial infections. Vet Microbiol 2009;135:2-21. [ Links ]

25. Mora Diaz JC, Díaz Aparicio E, Herrera López E, Suarez Güemes F, Escalante Ochoa C, Jaimes Villareal S, et al. Aislamiento de Chlamydia abortus en rebaños caprinos lecheros y su relación con casos de aborto en Guanajuato, México. Vet Mex 2015;2:11. [ Links ]

26. Longbottom D, Psarrou E, Livingstone M, Vretou E. Diagnosis of ovine enzootic abortion using an indirect ELISA (rOMP91B iELISA) based on a recombinant protein fragment of the polymorphic outer membrane protein POMP91B of Chlamydophila abortus. FEMS Microbiol Lett 2001;195:157-161. [ Links ]

27. Longbottom D, Fairley S, Chapman S, Psarrou E, Vretou E, Livingstone M. Serological diagnosis of ovine enzootic abortion by enzyme-linked immunosorbent assay with a recombinant protein fragment of the polymorphic outer membrane protein POMP90 of Chlamydophila abortus. J Clin Microbiol 2002;40:4235-4243. [ Links ]

28. Wilson K, Livingstone M, Longbottom D. Comparative evaluation of eight serological assays for diagnosing Chlamydophila abortus infection in sheep. Vet Microbiol 2009;135:38-45. [ Links ]

29. O’Neill LM, O’Driscoll A, Markey B. Comparison of three commercial serological tests for the detection of Chlamydia abortus infection in ewes. Irish Vet J 2018;71:1-9. [ Links ]

30. Bommana S, Jelocnik M, Borel N, Marsh I, Carver S, Polkinghorne A. The limitations of commercial serological assays for detection of chlamydial infections in Australian livestock. J Med 2019;68:627-632. [ Links ]

31. Madico G, Quinn TC, Boman J, Gaydos CA. Touchdown enzyme time release-PCR for detection and identification of Chlamydia trachomatis, C. pneumoniae and C. psittaci Using the 16S and 16S-23S spacer rRNA genes. J Clin Microbiol 2000;38:1085-1093. [ Links ]

32. Marsilio F, Di Martino B, Di Francesco CE, Meridiani I. Diagnosis of ovine chlamydial abortions by PCR-RFLP performed on vaginal swabs. Vet Res Commun 2005;29:99-106. [ Links ]

33. Hartley JC, Kaye S, Stevenson S, Bennett J. PCR Detection and molecular identification of Chlamydiaceae species. J Clin Microbiol 2001;39:3072-3079. [ Links ]

34. Condon K, Oakey J. Detection of Chlamydiaceae DNA in veterinary specimens using a family-specific PCR. Lett Appl Microbiol 2007;45:121-127. [ Links ]

35. Nordentoft S, Kabell S, Pedersen K. Real-time detection and identification of Chlamydophila species in veterinary specimens by using SYBR green-based PCR assays. Appl Environ Microbiol 2011;77:6323-6330. [ Links ]

36. Berri M, Rekiki A, Boumedine K, Rodolakis A. Simultaneous differential detection of Chlamydophila abortus, Chlamydophila pecorum and Coxiella burnetii from aborted ruminant’s clinical samples using multiplex PCR. BMC Microbiol 2009;9:130. [ Links ]

37. Essig A, Longbottom D. Chlamydia abortus: new aspects of infectious abortion in sheep and potential risk for pregnant women. Curr Clin Microbiol Reports 2015;2:22-34. [ Links ]

38. Delany I, Rappuoli R, De Gregorio E. Vaccines for the 21st century. EMBO Mol Med 2014;6(6):708-720. [ Links ]

39. Francis MJ. Recent advances in vaccine technologies. Vet Clin North Am - Small Anim Pract 2018;48:231-241. [ Links ]

40. Phillips S, Quigley BL, Timms P. Seventy years of Chlamydia vaccine research - Limitations of the past and directions for the future. Front Microbiol 2019;10:1-18. [ Links ]

41. Hoelzle LE, Hoelzle K, Wittenbrink MM. Recombinant major outer membrane protein (MOMP) of Chlamydophila abortus, Chlamydophila pecorum, and Chlamydia suis as antigens to distinguish chlamydial species-specific antibodies in animal sera. Vet Microbiol 2004;103:85-90. [ Links ]

42. Rekiki A, Bouakane A, Rodolakis A. Combined vaccination of live 1B Chlamydophila abortus and killed phase I Coxiella burnetii vaccine does not destroy protection against chlamydiosis in a mouse model. Can J Vet Res 2004;68(3):226-228. [ Links ]

43. García-Seco T, Pérez-Sancho M, Salinas J, Navarro A, Díez-Guerrier A, García N, et al. Effect of preventive Chlamydia abortus vaccination in offspring development in sheep challenged experimentally. Front Vet Sci 2016;3:67. [ Links ]

44. Laroucau K, Aaziz R, Vorimore F, Menard MF, Longbottom D, Denis G. Abortion storm induced by the live C. abortus vaccine 1B strain in a vaccinated sheep flock, mimicking a natural wild-type infection. Vet Microbiol 2018;225:31-33. [ Links ]

45. Longbottom D, Sait M, Livingstone M, Laroucau K, Sachse K, Harris SR, et al. Genomic evidence that the live Chlamydia abortus vaccine strain 1B is not attenuated and has the potential to cause disease. Vaccine 2018;36:3593-3598. [ Links ]

46. Burall LS, Rodolakis A, Rekiki A, Myers GSA, Bavoil PM. Genomic analysis of an attenuated Chlamydia abortus live vaccine strain reveals defects in central metabolism and surface proteins. Infect Immun 2009;77(9):4161-4167. [ Links ]

47. Forsbach-Birk V, Foddis C, Simnacher U, Wilkat M, Longbottom D, Walder G, et al. Profiling antibody responses to infections by Chlamydia abortus enables identification of potential virulence factors and candidates for serodiagnosis. J Clin 2013;8:1-15. [ Links ]

48. Hagemann JB, Simnacher U, Longbottom D, Livingstone M, Maile J, Soutschek E, et al. Analysis of humoral immune responses to surface and virulence-associated Chlamydia abortus proteins in ovine and human abortions by use of a newly developed line immunoassay. J Clin Microbiol 2016;54:1883-1890. [ Links ]

49. Vasilevsky S, Stojanov M, Greub G, Baud D. Chlamydial polymorphic membrane proteins: Regulation, function and potential vaccine candidates. Virulence 2016;7(1):11-22. [ Links ]

50. Li W, Guentzel MN, Seshu J, Zhong G, Murthy AK, Arulanandam BP. Induction of cross-serovar protection against genital chlamydial infection by a targeted multisubunit vaccination approach. Clin Vaccine Immunol 2007;14(12):1537-1544. [ Links ]

51. Ling Y, Liu W, Clark JR, March JB, Yang J, He C. Protection of mice against Chlamydophila abortus infection with a bacteriophage-mediated DNA vaccine expressing the major outer membrane protein. Vet Immunol Immunopathol 2011;144:389-395. [ Links ]

52. Ling Y, Li S, Yang J, Yuan J, He C. Co-administration of the polysaccharide of Lycium barbarum with DNA vaccine of Chlamydophila abortus augments protection. Immunol Invest 2011;40:1-13. [ Links ]

53. Pan Q, Pais R, Ohandjo A, He C, He Q, Omosun Y, et al. Comparative evaluation of the protective efficacy of two formulations of a recombinant Chlamydia abortus subunit candidate vaccine in a mouse model. Vaccine 2015;33:1865-1872. [ Links ]

54. Pan Q, Zhang Q, Chu J, Pais R, Liu S, He C, et al. Chlamydia abortus Pmp18.1 induces IL-1β secretion by TLR4 activation through the MyD88, NF-κB, and caspase-1 signaling pathways. Front Cell Infect Microbiol Frontiers 2017;7:514. [ Links ]

55. O’Neill LM, Keane OM, Ross PJ, Nally JE, Seshu J, Markey B. Evaluation of protective and immune responses following vaccination with recombinant MIP and CPAF from Chlamydia abortus as novel vaccines for enzootic abortion of ewes. Vaccine 2019;37:5428-5438. [ Links ]

56. Loots K, Vleugels B, Ons E, Vanrompay D, Goddeeris BM. Evaluation of the persistence and gene expression of an anti-Chlamydophila psittaci DNA vaccine in turkey muscle. BMC Vet Res 2006;2:18. [ Links ]

57. Qiu C, Zhou J, Cao XA, Lin G, Zheng F, Gong X. Immunization trials with an avian chlamydial MOMP gene recombinant adenovirus. Bioeng Bugs 2010;1:267-273. [ Links ]

58. Liu S, Sun W, Chu J, Huang X, Wu Z, Yan M, et al. Construction of recombinant HVT expressing PmpD, and immunological evaluation against Chlamydia psittaci and Marek’s disease virus. PLoS One 2015;10(4):e0124992. [ Links ]

59. Liang M, Wen Y, Ran O, Chen L, Wang C, Li L, et al. Protective immunity induced by recombinant protein CPSIT_p8 of Chlamydia psittaci. Appl Microbiol Biotechnol 2016;100:6385-6393. [ Links ]

60. Ran O, Liang M, Yu J, Yu M, Song Y, Yimou W. Recombinant protein CPSIT 0846 induces protective immunity against Chlamydia psittaci infection in BALB/c mice. Pathog Dis 2017;75:18. [ Links ]

61. Liu SS, Chu J, Zhang Q, Sun W, Zhang TY, He C. Development of a novel PmpD-N ELISA for Chlamydia psittaci infection. Biomed Environ Sci 2016;29:315-322. [ Links ]

62. Pannekoek Y, Dickx V, Beeckman DSAB, Jolley KA, Keijzers WC, et al. Multi locus sequence typing of Chlamydia reveals an association between Chlamydia psittaci genotypes and host species. PLoS One 2010;5(12):e14179. [ Links ]

63. Desclozeaux M, Jelocnik M, Whitting K, Saifzadeh S, Bommana S, Potter A, et al. Safety and immunogenicity of a prototype anti-Chlamydia pecorum recombinant protein vaccine in lambs and pregnant ewes. Vaccine 2017;35(27):3461-3465. [ Links ]

Recibido: 28 de Noviembre de 2019; Aprobado: 02 de Diciembre de 2020

* Autor de correspondencia: romojimenez@yahoo.com

Conflictos de interés

Los autores declaran que no tienen conflicto de intereses.

Creative Commons License Este es un artículo publicado en acceso abierto bajo una licencia Creative Commons