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Introducción
La mastitis es la principal enfermedad infecciosa que se presenta en el ganado bovino productor de leche. El origen de esta enfermedad es multifactorial y puede depender del manejo, sistema de producción y condiciones del medio ambiente en las cuales se encuentre el ganado, y se presenta como respuesta ante la infección de una gran biodiversidad de microorganismos, tales como, micoplasmas, levaduras, hongos, virus y bacterias1, y suele manifestarse como una inflamación en la glándula mamaria, que dependiendo de la severidad de la infección puede generar fibrosis, edema mamario, atrofia del tejido mamario, abscesos o gangrena; además, puede alterar las propiedades físicas y químicas de la leche incrementando el número de células somáticas y la carga microbiana en la leche, lo cual puede disminuir el pH de la leche y alterar el sabor y el olor. Así mismo, la leche de vacas con mastitis presenta menor cantidad de lactosa, grasa y caseínas lo cual disminuye sus propiedades tecnológicas para la industria de los alimentos2,3.
En algunas ocasiones la mastitis puede ser detectada de manera clínica, es decir, cuando se observa físicamente la presencia de pus o de sangre en la glándula mamaria y la leche; mientras que, en otras ocasiones, la mastitis se presenta de manera subclínica y suele ser más difícil de detectar, ya que la inflamación en la ubre no es visible y la leche muestra una apariencia física normal4,5. Algunas de las bacterias patógenas responsables de esta enfermedad son Staphylococcus aureus, Streptococcus agalactiae, Corynebacterium bovis y Mycoplasma bovis, las cuales pueden ocasionar daños importantes en la glándula mamaria, tales como, lesiones, y en casos más severos pueden llegar a generar necrosis en el tejido. Generalmente, la infección con estas bacterias ocurre al momento del ordeño3,6, aunque en otras ocasiones también puede ocurrir la infección por contacto con otras bacterias presentes en el medio ambiente, tales como, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Enterobacter cloacae, Pseudomonas aeruginosa, Streptococcus uberis, Streptococcus dysgalactiae, entre otras5. Aunque estas bacterias son consideradas como patógenas, por lo general suelen ser menos agresivas al momento del contagio, además, la leche con la presencia de estos microorganismos no puede ser comercializada5,6. En la actualidad, la mastitis sigue siendo uno de los mayores retos en los establos lecheros, ya que se estima que representa el 70 % de los gastos de los ganaderos lecheros, lo que genera pérdidas económicas anuales de aproximadamente $35 mil millones de dólares en todo el mundo y $2 mil millones de dólares en los Estados Unidos7,8,9. En México se estiman pérdidas de $2 millones y medio de pesos, lo cual representa entre el 20 y 30 % de la mastitis clínica, por lo que las pérdidas aún podrían ser mayores debido al otro 70-80 % de los animales que presentan mastitis subclínica10.
En Sonora, los estudios de la mastitis bovina son muy escasos, sin embargo, en un establo lechero de Santa Ana, Sonora se encontró la presencia de mastitis subclínica en 18.3 % de los animales, mientras que, la incidencia de la mastitis clínica fue de 5.35 %, donde el costo promedio mensual de cada animal con mastitis fue de $185.40 y el costo total fue de $30,966.34, correspondiendo $12,470.75 (40.3 %) a mastitis subclínica y $18,459.59 (59.7 %) a mastitis clínica11. Hoy en día, la mastitis es considerada como la enfermedad más costosa dentro de los establos lecheros debido a la disminución en la produción de leche, deshecho de leche contaminada, reemplazo de animales y uso de medicamentos10. En este contexto, el uso excesivo de terapias con antibióticos para prevenir o tratar esta enfermedad ha generado que algunos microorganismos se adapten y adquieran resistencia a estos fármacos, por ejemplo, S. aureus ha presentado 59.5 % y 49.6 % de resistencia a la penicilina y ampicilina, respectivamente; mientras que, algunas cepas de Streptococcus spp. han reportado 40 %, 80 % y 73 % de resistencia contra, eritromicina, oxitetraciclina y penicilina, respectivamente; además, algunas cepas de E. coli han presentado 88.24 % de resistencia contra eritromicina, oxitetraciclina, penicilina y estreptomicina y 70.59 % de resistencia contra la gentamicina, por ello, uno de los grandes retos del Sector de la Salud es disminuir el uso de antibióticos en los animales y humanos12-15. En este contexto, la utilización de compuestos químicos naturales derivados de plantas para tratar enfermedades en el humano y animales ha ido en aumento en las últimas décadas16,17. En México, se estima que existen alrededor de 26,000 especies de plantas, de las cuales, se utilizan alrededor de 4,000 especies para tratar enfermedades de manera tradicional18,19. Aunque se ha reportado que algunas plantas nativas del noroeste de Pakistán han sido efectivas para eliminar bacterias asociadas a la mastitis bovina9, no ha sido reportado el uso de plantas de Sonora, México, para este fin. Sin embargo, se ha evidenciado su potencial antimicrobiano contra las bacterias de colección Helicobacter pylori ATCC 43504, Mycobacterium tuberculosis H37Rv, Escherichia coli ATCC 35219 y 25922, Shigella flexneri ATCC 12022 y Salmonella typhimorium ATCC 14028 19,20,21. Tomando en cuenta que Sonora posee una gran biodiversidad de plantas nativas, de las cuales, alrededor de 400 son utilizadas por los grupos étnicos locales para tratar enfermedades20, y que además algunas de estas plantas han mostrado potencial antimicrobiano, resulta interesante evaluar el efecto antimicrobiano de extractos de plantas nativas de Sonora contra bacterias patógenas aisladas de vacas diagnosticadas con mastitis.
Material y métodos
Preparación de los extractos etanólicos
Los extractos fueron obtenidos de 17 plantas nativas del estado de Sonora, México (Cuadro 1), las cuales fueron cosechadas en el Jardín Botánico del Departamento de Agricultura y Ganadería (DAG) de la Universidad de Sonora (UNISON) e identificadas en el Herbario del DAG. Cada planta fue deshidratada a 34 °C en una estufa de aire caliente (Thelco, Precision Science, modelo 28, USA) y después fueron pulverizadas en un molino (Pulvex Mini 100, Mx) hasta obtener un tamaño de partícula de 100 micras. Posteriormente, se colocaron 100 g de materia seca y se añadieron 100 ml de etanol al 99 % de pureza (Sigma-Aldrich, St. Louis MO) en un frasco de vidrio herméticamente sellado, los cuales fueron almacenados por 5 días en la oscuridad a 25 °C22. Los extractos fueron filtrados con papel filtro Whatman No. 41 y el material vegetal fue deshidratado nuevamente. La diferencia de peso del material vegetal antes y después de su almacenamiento fue considerado como la cantidad de compuestos químicos solubles extraídos de las plantas23. Después, los extractos etanólicos fueron concentrados en un evaporador rotativo (Yamato RE300) a 40 °C y ajustados a 50 mg/ml con una solución de dimetilsulfóxido al 20 % (DMSO). Finalmente, los extractos fueron almacenados en la oscuridad a 4 °C hasta su utilización.
Cuadro 1 Identificación y partes de las plantas utilizadas en los extractos etanólicos
| Clave | Nombre común | Familia | Nombre científico | Parte |
|---|---|---|---|---|
| E1 | Álamo | Salicaceae | Populus alba | Hojas |
| E2 | Batamote | Asteraceae | Baccharis glutinosa | Tallos |
| E3 | Chicura | Asteraceae | Ambrosia ambrosioides | Tallos |
| E4 | Cosahui | Krameriaceae | Krameria sonorae | Raíz |
| E5 | Guaje | Fabaceae | Leucaena leucocephala | Hojas |
| E6 | Guamúchil | Fabaceae | Pithecellobium dulce | Corteza |
| E7 | Jojoba | Simmondsiaceae | Simmondsia chinensis | Hojas |
| E8 | Mezquite | Fabaceae | Prosopis velutina | Hojas |
| E9 | Palo verde | Fabaceae | Parkinsonia microphylla | Tallos y hojas |
| E10 | Palo verde azul | Fabaceae | Cercidium floridum | Tallos y hojas |
| E11 | Rama blanca | Asteraceae | Encelia farinosa | Hojas |
| E12 | Sangregado | Euphorbiaceae | Jatropha cardiophylla | Tallos |
| E13 | Tepehuaje | Fabaceae | Lysiloma watsonii | Hojas |
| E14 | Torote | Burseraceae | Bursera microphylla | Hojas |
| E15 | Vinorama | Fabaceae | Acacia constricta | Hojas |
| E16 | Wereke | Cucurbitaceae | Ibervillea sonorae | Tubérculo |
| E17 | Zamota | Fabaceae | Coursetia glandulosa | Tallos |
Plantas cosechadas en el Jardín Botánico del DAG de la UNISON.
Determinación de fenoles totales
Se utilizó 1 mg de extracto y se mezcló con 0.5 ml de reactivo de Folin-Ciocalteu. Después, se añadieron 10 ml de agua destilada y 1 ml de Na2CO3 saturado y se homogeneizó por 3 min. Finalmente, la mezcla fue aforada a 25 ml con agua destilada y se dejó reposar por 1 h en un lugar libre de luz. La absorbancia se midió a una longitud de onda de 750 nm en un espectrofotómetro (Spectro Max MD, EU) y el contenido de fenoles totales fue expresado como miligramos equivalentes de ácido gálico por gramo de extracto24.
Determinación de flavonoides totales
Se utilizaron 0.25 mg de extracto y se mezclaron con 5 ml de agua destilada. Después, se agregaron 0.3 ml de una solución de NaNO2 al 5 % y la mezcla se dejó reposar en la oscuridad por 6 min. Posteriormente, se añadieron 0.6 ml de una solución de AlCl3⋅6H2O al 10 % y se dejó reposar hasta terminar la reacción. Finalmente, se añadieron 2 ml de NaOH (1 M) y la mezcla fue aforada a 10 ml con agua destilada. La absorbancia se midió a una longitud de onda de 510 nm en un espectrofotómetro (Spectro Max MD, EU) y el contenido de flavonoides totales fue expresado como miligramos de quercetina por gramo de extracto24.
Lugar del estudio y toma de muestras
Las muestras fueron tomadas en dos establos ubicados en la periferia de la ciudad de Hermosillo, Sonora, México. El Sitio-1 pertenece al ejido La Yesca, ubicado al suroeste de la ciudad a 10 km de distancia, mientras que, el Sitio-2 pertenece al ejido Los Bajotes, ubicado al noroeste de la ciudad a 12 km de distancia. Las vacas se seleccionaron de acuerdo a la técnica de la prueba de California para mastitis25. Las muestras se colectaron durante un año y se tomaron de los 4 cuartos de 15 vacas del Sitio-1 y 15 del Sitio-2. Antes de la colección de las muestras, los pezones se sumergieron en una solución a base de yodo al 1 % por 30 seg, y posteriormente el exceso de yodo fue retirado con una toalla desechable. Después se colectaron 10 ml de leche de cada cuarto en un frasco estéril con tapa rosca y cada pezón fue nuevamente sumergido en la solución desinfectante. Finalmente, las muestras fueron transportadas a 4 °C y procesadas dos horas después de su colección26.
Aislamiento e identificación de bacterias asociadas a la mastitis en la leche
Para el aislamiento e identificación de las bacterias de la leche de las vacas diagnosticadas con mastitis se utilizó la metodología reportada por Rodríguez y Muñoz 27. Las muestras se sembraron por estría en agar base Columbia adicionado con 5 % de sangre de carnero (BD Difco, Sparks, MD) y agar MacConkey (BD Difco, Sparks, MD) y se incubaron a 37 °C por 48 h. Después, se realizó una tinción de Gram, la prueba de coagulasa, prueba de oxidasa (reactivo de Kovacs) y prueba de catalasa (H2O2 al 3 %) para diferenciar a las colonias aisladas. Las colonias seleccionadas se purificaron tres veces por cultivos subsecuentes en las condiciones establecidas anteriormente. Las bacterias aisladas se identificaron por los kits comerciales API20E, API Staph y API Strep (BioMérieux, Marcy, France), siguiendo las instrucciones de los fabricantes. Las bacterias identificadas se almacenaron a -80 °C en glicerol al 80 % (v/v) hasta su utilización.
Actividad antimicrobiana de los extractos etanólicos
Las bacterias aisladas de leche de vacas con mastitis fueron propagadas en el medio de cultivo caldo BHI (infusión cerebro-corazón, BD Difco, Sparks, MD). Posteriormente, se prepararon tres placas con agar BHI (infusión cerebro-corazón, BD Difco, Sparks, MD) para cada una de las bacterias patógenas y se colocaron cuatro discos estériles de papel filtro Whatman No. 41 de 6 mm de diámetro en cada placa, donde fueron adicionados 20 µl de cada extracto etanólico (50 mg/ml). Finalmente, las placas fueron incubadas a 37 °C por 24 h. Los halos mayores a 3 mm fueron considerados como inhibición de acuerdo a los criterios utilizados por Heredia-Castro28.
Análisis estadístico
Se utilizó un diseño experimental completamente al azar de una vía al 95 % de confianza con tres repeticiones por tratamiento. La prueba de comparación de medias se realizó por Tukey-Kramer a un nivel de significancia del 0.05 %, y el análisis de correlación se realizó con una confiabilidad del 95 %. El software estadístico utilizado fue el NCSS versión 11.
Resultados y discusión
Los compuestos químicos responsables de la actividad antimicrobiana de las plantas son sintetizados en el citoplasma de las células, y dentro de estos compuestos se encuentran los flavonoides, los cuales forman parte de un grupo de compuestos químicos llamados fenoles29. En el Cuadro 2 se muestran los análisis químicos y el rendimiento de los extractos etanólicos. Los resultados mostraron que el pH de los extractos etanólicos varió en un rango de 4.35 a 6.22, siendo el extracto E5 el más ácido y el E11 el menos ácido (P<0.05). Así mismo, el extracto E5 presentó la concentración más alta de fenoles totales (143.68 ± 0.04 mg) y flavonoides totales (95.10 ± 0.05 mg), mientras que, el extracto E11 presentó los valores más bajos para fenoles totales (56.28 ± 0.05 mg) y flavonoides totales (30.08 ± 0.90 mg) (P<0.05). El pH de los extractos se puede deber al carácter ácido de los fenoles y flavonoides totales, o a la presencia de otros compuestos polares como taninos, ácido benzoico, oleico, esteárico, lignocérico, entre otros30. En este contexto, Al-rifai et al24 estudiaron dos plantas medicinales de Arabia Saudita (Convolvulus austroaegyptiacus y Convolvulus pilosellifolius) y reportaron que el contenido de fenoles y flavonoides totales de los extractos etanólicos fue similar a los encontrados en este estudio. Además, en los extractos etanólicos de Vernonia amygdalina y Tephrosia purpurea también se encontró la presencia de fenoles y flavonoides totales31,32, sin embargo, Bitchagno et al33 no encontraron la presencia de flavonoides en el extracto etanólico de la fruta de Tectona grandis. Lo anterior sugiere que los compuestos químicos presentes pueden variar de una parte del tejido vegetal a otra.
Cuadro 2 Análisis químicos y rendimiento de los extractos etanólicos
| Extracto | pH | Fenoles totales | Flavonoides totales | Rendimiento (%) |
|---|---|---|---|---|
| E1 | 4.86 | 130.26 ± 0.05d | 89.23 ± 0.08d | 6.33 |
| E2 | 5.22 | 115.45 ± 0.03f | 80.06 ± 0.03h | 5.54 |
| E3 | 5.15 | 120.33 ± 0.06e | 85.09± 0.07f | 5.45 |
| E4 | 4.82 | 135.03 ± 0.06c | 91.06 ± 0.02c | 4.51 |
| E5 | 4.35 | 143.68 ± 0.04a | 95.10 ± 0.05a | 7.82 |
| E6 | 5.34 | 110.03 ± 0.04i | 70.06 ± 0.08k | 4.02 |
| E7 | 4.4 | 140.65 ± 0.07b | 93.05 ± 0.07b | 8.39 |
| E8 | 5.34 | 112.12 ± 0.03g | 74.05 ± 0.80i | 6.49 |
| E9 | 5.43 | 95.23 ± 0.08j | 71.05 ± 0.03j | 6.72 |
| E10 | 5.6 | 85.24 ± 0.06k | 70.09 ± 0.04k | 6.55 |
| E11 | 6.22 | 56.28 ± 0.05l | 30.08 ± 0.90l | 7.44 |
| E12 | 5.22 | 115.02 ± 0.04f | 81.18 ± 0.06g | 5.23 |
| E13 | 4.57 | 130.14 ± 0.09d | 93.78 ± 0.05b | 8.62 |
| E14 | 5.3 | 111.56 ± 0.02h | 79.28 ± 0.20h | 8.35 |
| E15 | 5.41 | 110.09 ± 0.06i | 73.29 ± 0.07i | 6.65 |
| E16 | 5.55 | 109.89 ± 0.07i | 70.47 ± 0.80k | 9.32 |
| E17 | 5.11 | 120.02 ± 0.04e | 87.55 ± 0.40e | 5.85 |
Fenoles totales= mg de ácido gálico/g de extracto; Flavonoides totales= mg de quercetina/g de extracto.
abcdefghijk Diferente literal indica diferencia significativa entre los datos de la misma columna (P<0.05).
Por otro lado, el rendimiento de los extractos fue variable, siendo el extracto E16 el que presentó el rendimiento mayor (9.32 %) y el extracto E6 el que presentó el rendimiento más bajo (4.02 %). En concordancia con este estudio, también se reportaron variaciones en el rendimiento de los extractos obtenidos con plantas de Pakistán34. Además, resultados similares fueron reportados por Mostafa et al35, donde Punica granatum presentó el rendimiento más alto (9.74 %), mientras que, Cuminum cyminum presentó el rendimiento más bajo (3.12 %). Así mismo, en otro estudio se evaluó el rendimiento de extractos etanólicos de 49 plantas medicinales de Indonesia, y se encontró que el rendimiento más alto fue para el fruto de Salacca zalacca (77.89 %), mientras que, el rendimiento más bajo se reportó en la raíz de Plectranthus scutellarioides (3.07 %). Adicionalmente, los autores reportaron que los extractos elaborados con hojas, mostraron mayor rendimiento comparado con los extractos donde se utilizaron raíces o partes más leñosas de las plantas36, lo que coincide con lo encontrado en este estudio. Lo anterior, sugiere que la cantidad de compuestos solubles en etanol es dependiente de cada planta y de la parte utilizada.
Por otra parte, la mastitis es una enfermedad infecciosa de origen bacteriano y suele ser muy persistente dentro de los establos lecheros. En el Cuadro 3 se muestran las bacterias identificadas por las pruebas bioquímicas y la frecuencia con que aparecen en la leche de las vacas diagnosticadas con mastitis. Los resultados mostraron que en el Sitio-1 E. coli se presentó con mayor frecuencia en 58 de 60 muestras analizadas, seguido de S. aureus con 35, Proteus spp. con 6 y Enterobacter spp. con 4. Por otro lado, en el Sitio-2 se encontró a E. coli en 43.8 % de las muestras analizadas, seguido de S. aureus con 32.85 %, Streptococcus spp. con 10.95 %, Shigella spp. con 8.76 % y Citrobacter spp. con 3.65 %. En este estudio E. coli y S. aureus fueron los patógenos más representativos para ambos hatos, ya que se encontró su presencia en el 82.50 % del total de las muestras analizadas. Otros autores han mencionado que las bacterias del género Streptococcus, así como E. coli y S. aureus, son microorganismos comunes en vacas diagnosticadas con mastitis5,37,38, lo cual coincide con lo encontrado en esta investigación. Los microorganismos que causan mastitis variaron entre el Sitio-1 y el Sitio-2, lo que sugiere que el medio ambiente y el manejo de los animales puede influir en la biodiversidad de los microorganismos patógenos que causan la mastitis5.
Cuadro 3 Bacterias identificadas por pruebas bioquímicas y frecuencia de los patógenos presentes en la leche de las vacas diagnosticadas con mastitis
| Lugar | Bacterias | Frecuencia | Porcentaje |
|---|---|---|---|
| Sitio-1 | |||
| Staphylococcus aureus | 35 | 33.98 | |
| Escherichia coli | 58 | 56.31 | |
| Proteus spp. | 6 | 5.83 | |
| Enterobacter spp. | 4 | 3.88 | |
| Total | 103 | 100.00 | |
| Sitio-2 | |||
| Staphylococcus aureus | 45 | 32.85 | |
| Streptococcus spp. | 15 | 10.95 | |
| Escherichia coli | 60 | 43.8 | |
| Shigella spp. | 12 | 8.76 | |
| Citrobacter spp. | 5 | 3.65 | |
| Total | 137 | 100.00 |
Frecuencia = número de veces que se repite el mismo patógeno en muestras diferentes; Porcentaje = Frecuencia * 100/Total.
En el Cuadro 4 se muestra la actividad antimicrobiana de los extractos etanólicos contra bacterias patógenas aisladas de vacas diagnosticadas con mastitis. Los resultados mostraron que el extracto E16 presentó la mayor actividad antimicrobiana contra S. aureus (20.50 ± 1.70 mm) (P<0.05), mientras que, los extractos E9 y E10 presentaron la menor actividad (5.50 ± 0.70 y 5.50 ± 0.70) (P<0.05). Por otro lado, los extractos E1 y E16 (Populus alba e Ibervillaea sonorae) presentaron la mayor actividad contra E. coli (13.00 ± 1.51 y 13.00 ± 1.40 mm) (P<0.05), mientras que, el extracto E13 presentó la menor actividad (3.00 ± 0.70 mm) (P<0.05) y el extracto E10 no presentó actividad contra ese patógeno (P>0.05). Así mismo, el extracto E16 presentó la mayor actividad contra Enterobacter spp. (16.00 ± 2.40 mm) (P<0.05), mientras que, el extracto E9 presentó la menor actividad (5.50 ± 0.70 mm) (P<0.05) y los extractos E2, E10, E15 y E17 no presentaron actividad antimicrobiana contra ese mismo patógeno (P>0.05). Los extractos E8 y E16 presentaron la mayor actividad contra Proteus spp. (13.50 ± 1.11 mm y 13.50 ± 2.70 mm) (P<0.05), mientras que, los extractos E2, E9 y E10 presentaron la menor actividad antimicrobiana (5.50 ± 0.60 mm, 5.50 ± 0.70 mm y 5.50 ± 0.70 mm) (P<0.05), y los extractos E5 y E13 no mostraron actividad contra este patógeno (P>0.05). De igual manera, el extracto E16 presentó la mayor actividad antimicrobiana contra Streptococcus spp., mientras que, los extractos E12 y E17 presentaron la menor actividad (5.00 ± 0.41 mm y 5.00 ±0.50 mm) (P<0.05), y los extractos E5 y E13 no fueron eficientes contra este patógeno (P>0.05). Por otro lado, los extractos E2 y E8 presentaron la mayor actividad antimicrobiana contra Shigella spp. (15.50 ± 2.32 mm y 16.00 ± 1.40 mm) (P<0.05), mientras que, los extractos E3, E9 y E14 presentaron la menor actividad (5.50 ± 0.68 mm, 5.50 ± 0.70 mm y 5.0 ± 1.41 mm) (P<0.05), y el extracto E15 no presentó actividad contra ese patógeno (P>0.05). Finalmente, el extracto E16 presentó la mayor actividad antimicrobiana contra Citrobacter spp. (17.00 ± 2.4 mm) (P<0.05), mientras que, el extracto E14 presentó la menor actividad (4.5 ± 1.41 mm) (P<0.05), y los extractos E2, E9 y E17 no mostraron ser efectivos contra esta bacteria (P>0.05).
Cuadro 4 Actividad antimicrobiana de los extractos etanólicos contra bacterias patógenas aisladas de leche de vacas con mastitis
| EXT | S. aureus |
Streptococcus spp. |
E. coli |
Enterobacter spp. |
Proteus spp. |
Shigella spp. |
Citrobacter
spp. |
|---|---|---|---|---|---|---|---|
| E1 | 9.00 ± 1.21e |
9.00 ± 1.41d | 13.00 ± 1.51ª |
10.00 ± 1.21e | 8.00 ± 0.92f |
8.00 ± 0.61d |
10.00 ± 1.22c |
| E2 | 6.00 ± 0.75gh |
8.50 ± 0.90d | 8.00 ± 1.16d |
n.p | 5.50 ± 0.60g |
15.50 ± 2.32a |
n.p |
| E3 | 11.50 ± 2.16cd |
12.50 ± 2.12c | 10.50 ± 0.80c |
15.00 ± 0.70ab | 9.50 ± 1.10d |
5.50 ± 0.68f |
6.50 ± 0.70d |
| E4 | 10.50 ± 1.11d |
8.50 ± 2.42d | 10.50 ± 1.15c |
12.00 ± 2.62d | 11.50 ± 1.19b |
11.00 ± 1.15c |
14.00 ± 2.00b |
| E5 | 12.50 ± 2.32bc |
n.p | 11.00 ± 2.34bc |
8.50 ± 0.92f | n.p | 12.50 ± 2.15b |
5.00 ± 0.12e |
| E8 | 12.00 ± 1.31b |
12.00 ± 1.81c | 12.00 ± 1.33ab |
10.50 ± 1.41e | 13.50 ± 1.11a |
16.00 ± 1.40a |
10.00 ± 1.31c |
| E9 | 5.50 ± 0.70h |
14.50 ± 1.70b | 7.00 ± 0.80de |
5.50 ± 0.70g | 5.50 ± 0.70g |
5.50 ± 0.70f |
n.p |
| E10 | 5.50 ± 0.70h |
8.50 ± 1.20d | n.p | n.p | 5.50 ± 0.70g |
8.00 ± 1.41d |
9.00 ± 1.40c |
| E12 | 5.00 ± 1.2h |
5.00 ± 0.41f | 4.50 ± 0.50g |
8.50 ± 0.60f | 7.00 ± 1.31f |
11.50 ± 1.70bc |
15.00 ± 2.70b |
| E13 | 7.50 ± 1.10f |
n.p | 3.00 ± 0.70h |
13.50 ± 2.70c | n.p | 6.50 ± 0.70e |
9.50 ± 0.70c |
| E14 | 9.00 ± 1.71e |
7.00 ± 1.22e | 6.0 ± 1.40ef |
14.0 ± 1.41bc | 10.00 ± 2.22c |
5.0 ± 1.41f |
4.5 ± 1.41f |
| E15 | 8.50 ± 1.12f |
15.50 ± 1.62b | 10.50 ± 0.70c |
n.p | 11.50 ± 1.12b |
n.p | 6.50 ± 0.70d |
| E16 | 20.50 ± 1.70ª |
19.50 ± 1.90a | 13.00 ± 1.40a |
16.00 ± 2.40a | 13.50 ± 2.70ª |
8.00 ± 1.4d |
17.00 ± 2.4a |
| E17 | 6.50 ± 0.70g |
5.00 ± 0.50f | 5.50 ± 0.70fg |
n.p | 8.50 ± 0.70de |
6.50 ± 0.70e |
n.p |
EXT= extractos. (Los extractos 6,7 y 11 no presentaron ninguna actividad); Resultados expresados en mm de halos de inhibición; Concentración de los extractos= 50 mg/ml; n.p.= no presentó actividad.
abcde Diferente literal indica diferencia significativa entre los datos de la misma columna (P<0.05).
Resultados similares han sido reportados en S. aureus aislado de vacas con mastitis utilizando los extractos de Piptadenia viridiflora y Schinopsis brasiliensis39, así mismo, se ha reportado que los extractos de Calpurinia aurea, Croton macrostachyus y Nicotiana tabacum fueron eficientes al inhibir el crecimiento de S. aureus causante de la mastitis en rumiantes40. También se ha reportado que S. aureus, Staphylococcus epidermidis y Streptococcus agalactiae aislados de vacas con mastitis fueron susceptibles al extracto de Zingiber officinale Roscoe41 y el extracto de Sanguisorba officinale fue eficiente para inhibir la formación de biopelícula de S. aureus aislado de vacas con mastitis. Lo anterior resulta favorable ya que la biopelícula es una barrera de protección de la bacteria, y al inhibir su formación, la bacteria queda expuesta contra la protección natural del hospedero42. Finalmente, el efecto de compuestos purificados extraídos de plantas (trans-cinamaldehido, eugenol, carvacrol y timol) demostraron su eficacia al inhibir el crecimiento de S. aureus, E. coli, Streptococcus agalactiae, Streptococcus dysgalactiae y Streptococcus uberis aislados de vacas con mastitis43.
Es interesante mencionar que el pH de los extractos mostró una correlación inversa con la concentración de fenoles totales (r = -0.94, P<0.05) y flavonoides totales (r = -0.92, P<0.05), es decir, los extractos con los pH más bajos, presentaron mayores concentraciones de fenoles y flavonoides totales. Además, los extractos con el mayor contenido de estos compuestos presentaron mayor actividad antimicrobiana, lo que sugiere que este efecto podría estar asociado a la cantidad de fenoles y flavonoides totales presentes en los extractos, ya que se ha sugerido que los flavonoides tienen un grupo funcional hidroxilo (-OH) que aumenta las reacciones de hidroxilación en la superficie de las bacterias alterando su funcionalidad y disminuyendo el espesor de la bicapa lipídica, alterando la fluidez de la membrana celular y aumentando su permeabilidad, provocando la salida de iones y de proteínas intracelulares ocasionando la muerte de las bacterias, o bien, pueden modificar el metabolismo de las bacterias alterando la síntesis de ADN y proteínas, lo cual puede causar la muerte de las bacterias44,45.
Conclusiones e implicaciones
El extracto etanólico de Ibervillea sonorae (wereke) fue el más eficiente para eliminar bacterias patógenas aisladas de la leche de vacas diagnosticadas con mastitis. Sin embargo, los extractos de Populus alba (álamo), Ambrosia ambrosioides (chicura), Krameria sonorae (cosahui) y Prosopis velutina (mezquite) también presentaron actividad antimicrobiana importante. Además, la actividad antimicrobiana se relacionó con el contenido de fenoles y flavonoides totales presentes en los extractos. Por lo anterior, los extractos de plantas nativas de Sonora, México, pueden ser considerados en pruebas in vivo como un tratamiento alternativo y natural para controlar las infecciones en la glándula mamaria causadas por diferentes microorganismos en bovinos productores de leche.
