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Introducción
En la época de estiaje la producción de los forrajes es escasa y de bajo valor nutricional en la región de trópico seco1, ya que contiene 70 % de pared celular y 7 % de proteína cruda2,3. Las vainas y las hojas de leguminosas arbóreas y arbustivas representan una estrategia en la alimentación de rumiantes4, por los costos actuales que representa la suplementación con cereales y fuentes proteicas en el mercado nacional e internacional5. Las hojas y vainas de leguminosas arbóreas se usan como una fuente de forraje6. Las vainas contienen hasta 30 % de proteína cruda1,7,8, calcio, fósforo, magnesio, cobre8 y su proporción de fibra detergente neutro (FDN) oscila entre 18 y 62 %1. Estos representan una fuente importante de nutrientes durante el periodo de seca en las regiones tropicales, al producirse la maduración de las vainas entre febrero y mayo8.
La inclusión de 30 % de vaina seca de E. cyclocarpum en una dieta integral para corderos propició una ganancia de peso de 125 g d-1(9. La complementación de toretes en pastoreo con bloques multinutricionales que incluyeron 8 % de vainas de S. saman presentaron una ganancia de peso de 0.747 Kg d-1(10. La inclusión de vaina de E. cyclocarpum en la alimentación de vacas de doble propósito manifiesta un comportamiento similar a vacas alimentadas con harina integral de soya11. Las vainas y hojas de leguminosas arbóreas y arbustivas sirven como suplemento alimenticio para minimizar las deficiencias de nitrógeno en el trópico seco12, pero se desconocen las características químicas y fermentativas de las vainas con potencial para la alimentación de rumiantes. La técnica in vitro permite estimar su degradación de fibra detergente neutro (FDN) que sirve como indicador del consumo de materia seca (MS) digestible y obtener variables que permiten estimar su calidad nutritiva13-16.
La necesidad de usar productos regionales como las vainas y hojas de las leguminosas arbóreas y arbustivas en el trópico seco precisan conocer las características fermentativas y su composición química para establecer las ventajas y limitaciones de su uso en la alimentación de rumiantes17. Por tanto, el objetivo de este estudio fue caracterizar la composición química y la degradación in vitro de cinco tipos de vainas y hojas de dos leguminosas arbóreas del trópico seco para su uso potencial en la alimentación de rumiantes.
Material y métodos
El estudio se realizó en el laboratorio de Nutrición Animal de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia No. 2 de la Universidad Autónoma de Guerrero; ubicado en Cuajinicuilapa, Guerrero, México (16°08’’ N y 98°23’’ O).
De las especies leñosas Guazuma ulmifolia, Leucaena leucocephala, Enterolobium cyclocarpum, Samanea saman y Acacia cochliacantha se seleccionaron cuatro ramas al azar en cada árbol y se cosecharon todas las vainas fisiológicamente maduras. Las hojas de G. ulmifolia y L. leucocephala se seleccionaron de la misma forma que las vainas, por lo que se cosecharon las hojas más jóvenes de cuatro ramas por árbol; las hojas y vainas colectadas se depositaron en bolsas de papel y se trasladaron al laboratorio de Nutrición Animal para su análisis (10 árboles por especie para colectar las vainas). Las colectas de vainas y hojas se realizaron en primavera de 2015 en el municipio de Cuajinicuilapa, Guerrero. Las muestras se deshidrataron a 60 °C hasta peso constante en una estufa (RIOSSA® HCF-41, México) y se molieron con una criba de 1 mm en un molino Thomas-Wiley Mill (Thomas Scientific®, Swedesboro, NJ, USA).
Análisis químico
Cada muestra se analizó por triplicado para determinar el contenido de materia seca (MS), proteína cruda (PC), cenizas (Ce) con los métodos descritos por la AOAC18. La fibra detergente neutro (FDN) y fibra detergente ácido (FDA) se determinaron con el método Van Soest et al19.
Medio de cultivo
El medio de cultivo contenía dos tercios de una solución buffer-mineral reducida20,21 y un tercio de fluido ruminal fresco. La solución buffer-mineral reducida contenía: 150 ml de solución mineral I [6 g K2HPO4 (Sigma) en 1000 ml de H2O destilada], 150 ml de solución mineral II [6 g KH2PO4 (Sigma) + 6 g (NH4)2SO4 (Merck) + 12 g NaCl (Sigma-Aldrich) + 2.45 g MgSO4 (Sigma) + 1.6 g CaCl-2H2O (Sigma) en 1,000 ml de H2O destilada], 100 ml de solución al 8 % de Na2CO3 (Merck), 100 ml de solución reductora [0.1 g L-cisteína (Sigma) + 0.1 g Na2S-9H2O (Meyer) + 2 ml NaOH (2N; Meyer) en 100 ml de H2O destilada] y 2 ml de resarzurina a 0.1 % (Sigma-Aldrich). El fluido ruminal fresco se obtuvo de un bovino provisto de cánula ruminal alimentado previamente en praderas con pasto pangola (Digitaria decumbes) y se filtró con una manta de cielo para eliminar las macropartículas de materia orgánica. El bovino se manejó de acuerdo al reglamento interno de bioética y bienestar de la UAGro con fundamento en las normas oficiales (NOM-062-ZOO-1999 y NOM-051-ZOO-1995).
Biodigestores
En un vial serológico (120 ml) se agregaron 0.5 g a peso constante de la muestra y 50 ml de medio de cultivo, bajo flujo continuo de CO2, para mantener condiciones de anaerobiosis. Los viales se sellaron con un tapón de neopreno y un arillo de aluminio con centro removible. Los biodigestores se incubaron en baño maría a 39 °C por 72 h.
Ácidos grasos volátiles (AGV)
A las 72 h de incubación de los biodigestores se usó una micropipeta (Corning®, USA) para extraer 1 ml del medio contenido en el biodigestor (tres muestras independientes por sustrato) y depositarlo en un tubo (2 ml) para microcentrífuga (Neptune, México), en el cual se mezcló con ácido metafosfórico al 25 % (razón 4:1). Los tubos se centrifugaron a 18,800 gx por 10 min; el sobrenadante se colocó en viales para cromatografía (1.5 ml, Perkin Elmer®, USA). La concentración de AGV se determinó en un cromatógrafo de gases (Perkin Elmer®, modelo Claurus 580, USA) equipado con detector de ionización de flama y columna capilar (Elite FFAP, Agilent®) de 30 m x 0.25 mm; usando helio como gas acarreador a una presión constante de 10 psi, H2 y aire para generar flama con flujo de 40 y 400 ml min-1. Las temperaturas del horno, inyector y columna fueron 80, 240 y 250 °C y se inyectó 1 µl de muestra. Los tiempos de retención fueron 3.74, 4.39 y 5.23 min para los ácidos acético, propiónico y butírico, respectivamente.
Conteo de bacterias totales
Una micropipeta (Corning®, USA) se usó para extraer 1 ml del medio contenido en el biodigestor con 72 h de incubación en un tubo de ensayo (PIREX, México) con 0.25 ml de formaldehido al 10 % (Sigma Aldrich). La cantidad de bacterias totales (cuatro muestras independientes por muestra) se calculó realizando el conteo directo en una cámara Petroff Houser (Hausser #39000, Electron Mycroscopy Sciences, USA), con un área de 0.0025 mm2 y profundidad de 0.02 mm. Para el recuento se usó un microscopio (BX31, Olympus, USA) a una magnificación de 1,000. La cantidad de bacterias se calculó con la fórmula:
Cantidad de bacterias = (promedio) (factor de dilución, 2X107)20.
Degradación de materia seca y FDN
La muestra residual del biodigestor se filtró usando bolsas ANKOM® previamente secadas para peso constante (cinco muestras independientes por muestra). Las bolsas con muestra se secaron a 60 °C por 24 h en una estufa (RIOSSA® HCF-41, México). La degradación in vitro (DEGMS) se calculó con la formula % DEGMS = (muestra inicial - muestra residual / muestra inicial) * 10022. Las bolsas ANKOM® se sellaron a calor para determinar FDN con la metodología de ANKOM® Technology Method según Van Soest et al19. El porcentaje de degradación de la fibra detergente neutro (% DEGFDN) se calculó con la formula % DEGFDN = (FDN inicial - FDN residual / FDN inicial) * 100.
Análisis estadístico
Los resultados de las variables de las muestras se analizaron en un diseño completamente al azar, usando el procedimiento GLM de SAS23. Los promedios se compararon con la prueba de Tukey (P<0.05).
Resultados
La hoja de L. leucocephala presentó el mayor contenido de PC, pero sin diferencias (P>0.05) con las vainas de E. cyclocarpum y L. leucocephala; sin embargo, estas vainas tampoco variaron su contenido de PC con la vaina de S. saman. La hoja de G. ulmifolia mostró mayor contenido de PC (P<0.05) respecto a su vaina; mientras, la vaina y hoja de L. leucocephala no presentaron diferencias (Cuadro 1).
Cuadro 1 Composición química de vainas y hojas de leguminosas arbóreas del trópico seco de México (%)
| FDN | FDA | Ce | PC | |
|---|---|---|---|---|
| Guazuma ulmifolia (hoja) | 53.20ab | 31.54bc | 11.81a | 15.30c |
| Leucaena leucocephala (hoja) | 46.83b | 24.22cd | 12.08a | 21.57a |
| Samanea saman (vaina) | 34.37c | 25.06cd | 4.29c | 16.08bc |
| Acacia cochliacantha (vaina) | 57.36a | 45.54a | 5.22bc | 10.91d |
| Guazuma ulmifolia (vaina) | 55.10ab | 44.54a | 6.41bc | 8.11d |
| Leucaena leucocephala (vaina) | 53.07ab | 38.88ab | 6.85b | 19.83ab |
| Enterolobium cyclocarpum (vaina) | 28.38c | 20.40d | 4.13c | 19.50abc |
| EE | 2.10 | 1.90 | 0.95 | 0.62 |
FDN= fibra detergente neutro; FDA= fibra detergente ácido; Ce= cenizas; PC= proteína cruda; EE= error estándar de la media.
a,b,c,dMedias por columna con diferente literal indican diferencias (P<0.05).
Las vainas de S. saman y E. cyclocarpum mostraron menor contenido de FDN (P<0.05), sin diferencias entre éstas. Las hojas y vainas de G. ulmifolia y L. leucocephala no presentaron diferencias en el contenido de FDN (P>0.05). La hoja de L. leucocephala no presentó diferencias en la porción de FDA con las vainas de S. saman y E. cyclocarpum, lo que indica que la cantidad de hemicelulosa presente en la hoja, es en promedio 13.9 % más alta que en las vainas. Las hojas evaluadas contienen en promedio 22.14 % de hemicelulosa, 11.37 % más que las vainas evaluadas. Las hojas de G. ulmifolia y L. leucocephala presentaron menor contenido de FDA que sus vainas (P<0.05) estimando que su contenido de hemicelulosa es mayor en las hojas.
El contenido de cenizas de los sustratos evaluados (Cuadro 1) se clasifican en tres grupos: 1) las hojas evaluadas que presentaron las mayores concentraciones de cenizas (P<0.05); 2) la vaina de L. leucocephala; y 3) las vainas de S. saman y E. cyclocarpum (P<0.05) que presentaron diferencias con la vaina de L. leucocephala. Lo anterior permite establecer que las hojas de las leguminosas arbóreas tropicales evaluadas poseen menos contenido de materia orgánica que las vainas.
La degradación in vitro de la materia seca (DEGMS) de la vaina E. cyclocarpum fue mayor (P<0.05) que el resto de las vainas y hojas analizadas; pero, su contenido de FDN degradado (% DEGFDN) no presentó diferencias con la vaina de S. saman y la hoja de G. ulmifolia. La hoja y la vaina de L. leucocephala no presentaron diferencias (P>0.05) en la DEGMS y DEGFDN. La hoja y la vaina de G. ulmifolia presentaron la misma tendencia que L. leucocephala en la DEGMS, pero en la DEGFDN las hojas presentaron mayor degradación (P<0.05) por la composición de la FDN. La población de bacterias totales mostró diferencias entre los medios incubados con vaina de S. saman, vaina de E. cyclocarpum y vaina y hoja de L. leucocephala (P<0.05; Cuadro 2).
Cuadro 2: Características fermentativas de vainas y hojas de leguminosas arbóreas del trópico seco de México
| DEGMS (%) | DEGFDN (%) | [Bacterias] | AGV (mMoles) | |
| Guazuma ulmifolia (hoja) | 47.28c | 37.38a | 0.92 X109b | 23.15 |
| Leucaena leucocephala (hoja) | 48.97c | 26.16b | 1.32 X109ab | 18.25 |
| Samanea saman (vaina) | 66.01b | 35.86a | 1.69 X109a | 18.28 |
| Acacia cochliacantha (vaina) | 36.79d | 8.33d | 1.35 X109ab | 19.01 |
| Guazuma ulmifolia (vaina) | 44.92c | 17.72c | 1.27 X109ab | 19.95 |
| Leucaena leucocephala (vaina) | 46.89c | 24.41b | 0.80 X109b | 24.02 |
| Enterolobium cyclocarpum (vaina) | 73.06a | 38.68a | 1.67 X109a | 23.03 |
| EE | 2.05 | 1.82 | 0.07 X109 | 1.02 |
DEGMS= porcentaje de degradación de materia seca; DEGFDN= porcentaje de degradación de fibra detergente neutro; [Bacterias]= concentración de bacterias totales ml-1 a las 72 h de incubación; AGV= ácidos grasos volátiles totales a las 72 h de incubación; EE= error estándar de la media.
a,b,c,dMedias por columna con diferente literal indican diferencias (P<0.05).
La concentración total de ácidos grasos volátiles y la proporción de ácido butírico (Cuadro 3) no se afectó (P>0.05) por el tipo de muestra fermentada. Las vainas de E. cyclocarpum y S. saman redujeron la concentración ácido acético (P<0.05), con diferencias entre estas vainas (P<0.05). Así mismo, se observa un contraste en estas vainas al presentar mayor proporción de ácido propiónico (P<0.05) que el resto de las muestras evaluadas.
Cuadro 3: Determinación de los ácidos acético, propiónico y butírico por cada 100 Moles de ácidos grasos volátiles producidos
| Acético | Propiónico | Butírico | |
| Guazuma ulmifolia (hoja) | 73.29a | 23.58c | 3.13 |
| Leucaena leucocephala (hoja) | 73.17a | 23.26c | 3.57 |
| Samanea saman (vaina) | 68.39b | 26.96b | 4.64 |
| Acacia cochliacantha (vaina) | 71.59ab | 24.19c | 4.22 |
| Guazuma ulmifolia (vaina) | 71.38ab | 24.47c | 4.15 |
| Leucaena leucocephala (vaina) | 71.40ab | 24.29c | 4.31 |
| Enterolobium cyclocarpum (vaina) | 62.66c | 31.29a | 6.05 |
| EE | 0.80 | 0.61 | 0.34 |
EE= error estándar de la media.
a,b,cMedias por columna con diferente literal indican diferencias (P<0.05).
Discusión
El uso de leguminosas como suplemento es una práctica común en los sistemas de producción de rumiantes en el trópico, para mejorar el aporte de energía fermentable y la degradación de nitrógeno24-27, dado que los sistemas de producción dependen de la cantidad y calidad del forraje disponible25. Las leguminosas Leucaena leucocephala28-31 y Samanea saman8,32 se usan como suplemento proteico en la región del trópico seco, especialmente en la época de secas. El valor nutricional de las leguminosas varía según la parte de la planta ofrecida al rumiante28,33. Ngwa et al28 publicaron que la vaina de Leucaena sp contenía 24.6 % de PC, 40.9 % de FDN, 28.5 % de FDA y 4.5 % de cenizas. Barahona et al29 indicaron que las hojas de L. leucocephala contenían 24.5 % de FDN, 18.2 % de FDA y 3.5 % de nitrógeno; mientras, en otro trabajo34 en hojas de L. leucocephala estimaron 30.2 % de PC y 5.94 % de Ce. Lo anterior contrasta con lo observado en la presente investigación; ya que los datos obtenidos son inferiores en Ce, FDN y FDA, pero superiores en PC. Soliva et al32 publicaron datos de hojas de S. saman y vaina de E. cyclocarpum, las cuales presentaron 37.6 y 26.9 % de FDN, 27.7 y 16.9 % de PC y 7.1 y 3.2 % de Ce, resultando superior a lo expuesto en el presente estudio. Por tanto, la variabilidad bromatológica de las leguminosas evaluadas se debe a las condiciones agronómicas en las que fueron desarrolladas, ya que la fertilidad, pH del suelo29, concentración de humedad, materia orgánica, etapa vegetativa, estructura de la planta y variabilidad genética dentro de la misma especie determinan la calidad nutritiva de la leguminosa35.
La DEGMS de las vainas de E. cyclocarpum y de S. saman fue superior a 60 %, lo cual se atribuye a los contenidos inferiores a 40 % de FDN y 30 % de FDA, ya que, degradaciones superiores a 60 % de la materia seca de los alimentos para rumiantes se relacionan con bajas concentraciones de fibras detergentes36,37. Los resultados del presente estudio concuerdan con otros autores38 quienes clasifican a las vainas de leguminosas como alimentos de buena calidad para rumiantes.
El valor nutritivo de cualquier gramínea o leguminosa depende del contenido de fibra detergente neutro y su degradación ruminal4,39. La variación en la DEGFDN de las muestras evaluadas se debe al tipo de carbohidratos que componen a la FDN40; ya que la FDN se compone de una fracción degradable y una fracción indigestible completa39,41. Ojeda et al42 publicaron una degradación de la FDN del forraje de S. saman a las 48 h de fermentación entre 24.73 y 41.75 %; datos similares a lo obtenido en la presente investigación.
Las menores DEGMS y FDN de las vainas de L. leucocephala, G. ulmifolia y A. cochliacantha y la población bacteriana cuantificada en los medios que contenían a la vaina de L. leucocephala y la hoja de G. ulmifolia, se atribuye a la concentración de metabolitos secundarios, porque altas concentraciones de taninos condensados en leguminosas tropicales afectan negativamente la digestibilidad de los nutrientes43. Además, los taninos afectan los microorganismos ruminales y la síntesis microbiana, porque interactúan con los nutrientes de las muestras41,44,45. Las degradaciones de vaina y hoja de L. leucocephala son inferiores a lo publicado46; ya que en forraje de L. leucocephala estimaron 61.6 % DEGMS a las 72 h de incubación.
La población microbiana cuantificada en los medios que contenían a las vainas de E. cyclocarpum y de S. saman como muestras, es similar a lo reportado por Sánchez-Santillán et al20, quienes determinaron 7.21x108 bacterias ml-1 en medios de cultivo con celulosa cristalina, inoculados con bacterias celulolíticas; de modo que las vainas de leguminosas se pueden utilizar como suplemento para rumiantes, sin afectar la población microbiana ruminal.
La composición bromatológica de los sustratos evaluados, los microorganismos presentes durante la fermentación, las interacciones entre sustrato-microorganismo, entre otros factores21) resultaron en una actividad heterofermentativa21 durante la fermentación anaerobia de las muestras. La producción de AGV de las muestras evaluadas en la presente investigación es superior a lo indicado en otras investigaciones47, pero inferior a lo reportado por Soliva et al32 quienes mencionan 78.7 mM de AGV en vaina de L. leucocephala y 102.7 mM en vaina de E. cyclocarpum. Ramírez et al47 cuantificaron 12.3 mM de AGV en vainas de S. saman y 8.6 mM de AGV en vaina de G. ulmifolia.
Conclusiones e implicaciones
La degradación de la materia seca y de la fibra detergente neutro, el contenido de proteína cruda y de las fibras detergentes de las vainas de E. cyclocarpum y de S. saman son características deseables que representan una alternativa para la alimentación de rumiantes en la región de trópico seco.
