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Introducción
De acuerdo con estudios de zonificación agroecológica efectuados por el INIFAP, gran proporción de la superficie destinada al cultivo del frijol en México se ubica en áreas de temporal donde el potencial agroecológico-productivo es muy vulnerable a las sequías, heladas tempranas, distribución discontinua e inestable de la precipitación pluvial durante el ciclo vegetativo de la planta o bien, al ataque de plagas y enfermedades (ASERCA, 1997; SIAP, 2000-2005) y a nivel estatal sobresale Veracruz con 1 813 282 ha no aptas para la siembra y cosecha de esta leguminosa (SAGARPA-INIFAP, 2012). Por consiguiente, no sorprende que durante el ciclo agrícola 2017 de otoño-invierno (humedad residual) y primavera-verano (temporal) tan solo se hayan obtenido 0.742 t ha-1 en la entidad veracruzana (SIAP, 2017).
No obstante, a través de la implementación de agrotecnias de vanguardia propuestas a través del mejoramiento genético (hibridación dirigida) (Muñoz, 2012) y la biotecnología es factible que los productores no solo mejoren la productividad, sino también sus condiciones de vida e ingresos (FIRA, 2016), toda vez que las distintas variedades de frijol (introducidas o criollas) podrían ocupar áreas destinadas a su cultivo sostenible con base en la tolerancia a plagas, enfermedades y estrés hídrico, o bien mediante el aprovechamiento de sus cualidades en funciones biológicas encaminadas a garantizar una auto-suficiencia alimentaria nutritiva y saludable (del Valle, 2016; Mora, 2017).
Sin embargo, diversos factores bióticos, como patógenos y virus, ocasionan considerables pérdidas económicas en las áreas de cultivo de Chiapas y Veracruz (López et al., 2007) que, aunados a la indiscriminada aplicación y encarecimiento de la arraigada fertilización nitrogenada y fosfatada requerida en la producción de este cultivo (Martínez-Viera et al., 2010; Sanchez-Yañez et al., 2014), obligan la búsqueda de alternativas capaces de resolver problemas relacionados con la seguridad alimentaria sin afectar los niveles de productividad, calidad e inocuidad deseados (Khan et al., 2016), ni dañar la fertilidad de los suelos, quebrantar la salud de los consumidores, el bienestar de los agricultores y el equilibrio ambiental (de Souza Vandenberghe et al., 2017).
Una de las opciones viables para enfrentar esta problemática radica en el uso de microorganismos cuya actividad mejore la absorción de agua y nutrimentos, disminuya la derrama de agentes contaminantes y controle la incidencia de insectos dañinos y fitopatógenos en el cultivo (Aguado-Santacruz et al., 2012; Yilmaz y Sönmez, 2017). Así como, la relación simbiótica entre los organismos involucrados ocurre en la rizósfera, la finalidad perseguida a través de la investigación reside en comprobar cuales microorganismos son benéficos tras el asocio con su hospedero.
Para el caso específico del frijol, se reporta que Rhizobium etli es una rizobacteria promotora del crecimiento de leguminosas y [no leguminosas] (García-Fraile et al., 2012; Soriano y González, 2012; Shameer y Prasad, 2018) a través del mutualismo, porque además de nodular en las raíces y producir ácido acético, giberelinas y citoquininas (Mayak et al., 2004), convierte el dinitrógeno atmosférico (N2) en ión amonio (NH4+) (Meilhoc et al., 2011; Santi et al., 2013; Miwa y Okazaki, 2017) que fijan con gran eficiencia en el suelo (Pérez-Montaño et al., 2014) y de ahí la planta lo absorbe en las células de la raíz mediante diferentes grupos de transportadores localizados en la membrana plasmática (Kiba y Krapp, 2016).
En cuanto a los hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) se refiere, Labrador (2015) y León-Aroca et al. (2017) destacan su capacidad por mantener una eficiente absorción de agua y nutrimentos, favorecer la captación de elementos primarios [especialmente fósforo] (Abd-Alla et al., 2014; Yadav et al., 2018) y otros beneficios no nutricionales imprescindibles para la supervivencia de las plantas (Halder et al., 2015; Delavaux et al., 2017) sin dejar de lado su contribución en la supresión de plagas y enfermedades (Vázquez, 2015; Jacott et al., 2017).
No obstante, el sinergismo proveniente tras la incorporación de dos microorganismos rizosféricos (Rhizobium-HMA) en el sistema radicular de leguminosas en general (Larimer et al., 2014; Pierre et al., 2014) y de frijol en particular (P. vulgaris cv. CC-25-9) (Liriano et al., 2012) ha constatado su capacidad para mejorar la sanidad y el potencial productivo de las plantas al establecer una simbiosis tripartita con innegable trascendencia ecológica (Bauer et al., 2012; Ossler et al., 2015) y agrícola (Tajini et al., 2012; Brandán de Weht et al., 2013; Martín et al., 2015).
Por tal motivo, el objetivo de este trabajo fue evaluar el efecto de la inoculación dual (R. etli+HMA) y fertilización inorgánica reducida en la producción y calidad de P. vulgaris cv. ‘Negro Michigan’ bajo condiciones de campo con el fin de conocer la factibilidad de incorporar microorganismos que coadyuven a mejorar el rendimiento y la eficiencia proteicas en estos sistemas de producción.
Materiales y métodos
Localización del área de estudio
La investigación se realizó durante el ciclo primavera-verano del 2016 en el Campo Experimental ‘La Bandera’, el cual pertenece a la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa, ubicado en el municipio de Actopan, Veracruz, a 19° 27’ 30’’ de latitud norte, 96° 34’ 20’’ de longitud oeste y altitud media de 360 msnm (Vázquez et al., 1992).
Bio-insumos utilizados
Las semillas de frijol (P. vulgaris cv. ‘Negro Michigan’) evaluadas fueron cosechadas en la región de Actopan, Veracruz, México y se adquirieron en las instalaciones del Campo Experimental Cotaxtla (CAECOT) del INIFAP, el cual es un órgano desconcentrado de la Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación (SAGARPA). Estas se lavaron con agua e introdujeron con humedad adecuada en bolsas plásticas para agregarles el inoculante rizobacteriano (R. etli) o micorrizógeno (HMA).
Descripción de los tratamientos
Los tratamientos evaluados en este trabajo fueron: T1: (testigo, T), T2: (fertilizado, F), T3: (inoculado con HMA), T4: (inoculado con Re), T5: (inoculado con HMA+Re), T6: (inoculado con HMA+50%F), T7: (inoculado con Re+50%F) y T8: (inoculado con HMA+Re+50%F).
Origen del inóculo rizobacteriano
El inóculo bacteriano a base de R. etli fue proporcionado por el Laboratorio de Organismos Benéficos (LOB) de la Facultad de Ciencia Agrícolas de la Universidad Veracruzana, Campus Xalapa.
Origen del inóculo micorrizógeno
El consorcio micorrízico arbuscular RIN1-UV fue proporcionado por el LOB y estaba integrado por Rhizoglomus intraradices, Claroideoglomus etunicatum, Gigaspora albida y Glomus sp., con capacidad de colonización radicular de ±85%.
Inoculación simple (Re) (HMA) y dual (Re+HMA)
La inoculación simple y dual de 500 semillas de frijol cv. ‘Negro Michigan’ se efectuó en bolsas plásticas donde se agregaron 10 mL de goma arábiga como adherente, 10 g de inóculo micorrízico (HMA), 50 g de la cepa rizobacteriana (Re, con turba como acarreador y concentración de 105 UFC g-1) y 50 g Re + 10 g de Re+HMA, respectivamente. Tras 5 min de agitación, las semillas se vaciaron en charolas de unicel y se secaron a la sombra para su posterior siembra.
Preparación del terreno y siembra
La unidad experimental se acondicionó mediante barbecho y rastra de un área de 93.5 m2 (5.5 m x 17 m), en la cual se colocaron dos semillas por golpe o postura de siembra en el camellón del surco con espeque, a 25 cm de distancia (10 matas surco-1) y 25 cm entre surcos. Cada parcela neta midió 3.43 m2 (1.25 m x 2.75 m).
Riego
El riego rodado a capacidad de campo se aplicó durante las etapas de la fase vegetativa y reproductiva que iniciaron tras la germinación y emergencia de las plántulas hasta antes de la floración (pre-floración) y maduración de las primeras vainas.
Fertilización
La primera aplicación de la fórmula 46-00-00 (urea 46% N) se realizó al voleo, cuando las plántulas tenían 10 días de haber germinado y la segunda 30 días después. En los tratamientos fertilizados la aplicación se hizo al 100% y en las dosis reducidas solo se aplicó la mitad (50%) del fertilizante nitrogenado señalado.
Diseño experimental
El diseño experimental utilizado fue un bloques al azar con ocho tratamientos [T1: (testigo, T), T2: (fertilizado, F), T3: (inoculado con HMA), T4: (inoculado con Re), T5: (inoculado con HMA+Re), T6: (inoculado con HMA+50%F), T7: (inoculado con Re+50%F) y T8: (inoculado con HMA+Re+50%F)] y tres repeticiones con 500 plantas en cada uno donde se midieron las siguientes variables: altura de la planta (cm), diámetro del tallo (mm), número de hojas, flores, vainas y nódulos (conteo visual), número de nódulos por planta (conteo visual), peso (g) y variables de calidad del grano (largo, ancho y grosor [mm] y espesor [g]), contenido de proteína total (%) (AOAC, 1975) y porcentaje de colonización radicular (%) (Giovannetti y Mosse, 1980).
Clareo y tinción de raíces
Las raíces recolectadas a los 90 días después de la siembra (DDS) se fijaron en FAA (formol-ácido acético y alcohol) y su clareo y tinción se realizó con la técnica sugerida por Phillips y Hayman (1970).
Porcentaje de colonización radicular
Este procedimiento se realizó por el método de la cuadrícula de Giovannetti y Mosse (1980), cuantificando la presencia de estructuras fúngicas (hifas, arbúsculos y vesículas) en las líneas verticales y horizontales de raíces colonizadas observadas con un microscopio de disección en cada tratamiento y sus respectivas repeticiones.
Resultados y discusión
El Anova reveló diferencias significativas en todas las variables evaluadas basándose en la prueba de Tukey (p≤ 0.05). En altura los tratamientos Re y HMA exhibieron incrementos de 140.35% y 96.85% con respecto a las plantas-testigo, mientras que la inoculación dual complementada con una dosis reducida de fertilizante inorgánico (HMA+Re+50%F) mostró mayor diámetro del tallo (176.39%), número de hojas (201.33%), flores (329.32%), vainas (312.5%) y peso de granos (620.36%) en comparación con las plantas-testigo (Cuadro 1).
Cuadro 1 Comportamiento de medias para las variables evaluadas.
|
Tratamientos |
Altura (cm) |
Núm. hojas |
Diámetro del tallo (mm) |
Núm. de flores |
Núm. vainas |
Núm. granos |
Núm. nódulos |
Colonización radicular (%) |
|
T |
37.86d |
15e |
3.22b |
4.16f |
4.16d |
4.96e |
5.5f |
3.61e |
|
F |
57.76c |
21.66de |
4.7b |
8e |
5.36d |
10.2d |
g |
2.04e |
|
HMA |
74.53b |
30.16bc |
5.71ab |
10.8d |
11.23a |
14.26c |
9.23e |
86.33a |
|
Re |
91a |
26.6b |
5.4ab |
9.16e |
7.13bc |
11.7cd |
24.13b |
13.06c |
|
HMA+Re |
69.3b |
31.16bc |
5.46ab |
12.86c |
8.4bc |
18.53b |
27.6a |
85.54a |
|
HMA+50%F |
65.8bc |
33.13bc |
6.1ab |
11.3d |
7.66bc |
20.93b |
12.03d |
82.78a |
|
Re+50%F |
65.13bc |
38.93b |
7.88ab |
14.4b |
9.06b |
21.23b |
17.86c |
8.41d |
|
HMA+Re+50F |
59.43c |
45.2a |
8.9a |
17.86a |
17.16a |
35.73a |
11.86d |
82.78a |
|
18 |
14 |
5 |
4 |
2 |
9.02 |
8 |
39 |
|
|
28 |
47 |
92 |
37 |
36 |
52 |
66 |
87 |
SD= desviación estándar; CV= coeficientes de variación. Los promedios con letras diferentes en la misma columna son estadísticamente diferentes (Tukey, p≤ 0.05).
Estos resultados se pueden atribuir a que los suelos donde se realizó este estudio la saturación por calcio fueron altas y el contenido de fósforo asimilable es muy bajo (8-12 ppm) debido al pH moderadamente alcalino (7.81-8) que le inmoviliza y no es fácilmente disponible para las plantas por encontrarse en formas insolubles (Castañeda, 2000; Zhang et al., 2017).
Aunque se ha evidenciado que los HMA y algunos géneros bacterianos tienen la propiedad de solubilizar fosfatos aprovechables para las plantas (Martínez et al., 2013; Beltrán-Pineda, 2014; Sawers et al., 2017) y que la función predominante de los primeros es la absorción de fósforo (Wilson et al., 2012; Smith y Smith, 2012; Sarabia et al., 2017) y en los segundos la consecuente nodulación y fijación biológica de nitrógeno disponible tanto para hospederas leguminosas como no leguminosas (Meng et al., 2015), diferentes autores mencionan adaptaciones naturales atribuibles a las relaciones simbióticas con estos microorganismos donde el contenido o la disponibilidad de estos elementos es pobre o marginal (Rosas et al., 1998; Sarabia et al., 2010; Rodríguez-López et al., 2015; Zhang et al., 2016).
En este caso, la mayoría de las variables de respuesta registradas indican que el mejor tratamiento fue la interacción entre HMA+Re+50%F, lo cual no solo concuerda con los beneficios reportados por Romero-García et al. (2016) en cuanto a la reducción y optimización en el uso de fungicidas y fertilizantes químicos debido al efecto positivo registrado en la fenología y biomasa de P. vulgaris, ya que Sánchez-Yañez et al. (2014) probaron un inoculante comercial compuesto por diversos microorganismos, entre los que destacan los HMA y las bacterias fijadoras de nitrógeno atmosférico, y evidenciaron que cuando se reduce la aplicación de P (50% fertilización nitrogenada y fosfatada, FNP) bajo un sistema de agricultura protegida, el cultivo del frijol es factible en sanidad y rendimiento con el apoyo de un inoculante mixto (p. ej. Endospore 33®).
Por tanto, consignan justo recomendar este insumo biológico a agricultores para optimizar la dosis de FNP sin riesgo de afectar el ciclo vegetativo del frijol, la calidad del grano, ni rendimiento.
En relación con la calidad del frijol, el Anova (LSD de Fisher, p≤ 0.05) mostró diferencias significativas entre los tratamientos evaluados, siendo en el tratamiento 8 (HMA+Re+50%F) donde el contenido de proteína total fue mayor (Cuadro 2). En cuanto a las variables peso de semillas (100 unidades), espesor, ancho y largo se refiere, los mejores tratamientos fueron donde se efectuó la inoculación simple (solo HMA o Re) (Cuadro 2).
Cuadro 2 Análisis de calidad de la semilla de frijol.
|
Tratamientos |
Peso de 100 semillas (g) |
Espesor (mm) |
Ancho (mm) |
Largo (mm) |
Proteína total (%) |
|
Testigo |
10.82e |
3.3e |
2.44d |
6.29d |
15.17d |
|
HMA |
15.06a |
6.51a |
6.58a |
10.21a |
17.88cd |
|
Re |
13.34b |
5.7a |
6.59a |
10.37a |
19.22bc |
|
F |
11.55de |
4.15d |
5.3c |
8.24c |
16d |
|
HMA+Re |
13.03bc |
4.77c |
6.41ab |
9.94ab |
20.88bc |
|
HMA+50%F |
12.88bc |
4.72c |
6.43ab |
10.01ab |
23.99b |
|
Re+50%F |
12.05cd |
4.64cd |
6.57ab |
10.14ab |
23.89b |
|
HMA+Re+50%F |
12.41bcd |
4.67c |
6.24b |
9.6b |
25.5 a |
|
1.31 |
0.94 |
1.37 |
1.37 |
3.94 |
|
|
10 |
19 |
23 |
14 |
19.36 |
SD= desviación estándar; CV= coeficiente de variación. Los promedios con letras diferentes en la misma columna son estadísticamente diferentes (Tukey, p≤ 0.05).
Los rendimientos más satisfactorios se obtuvieron con el tratamiento HMA+Re+50%F y en cuanto a la calidad de semillas se refiere (peso, espesor, largo y ancho) los mejores tratamientos fueron cuando las plantas se inocularon con HMA o bien con Rhizobium.
Finalmente, cabe destacar que con la interacción sinérgica entre estos microorganismos y el aporte reducido de fertilizante del tratamiento HMA+Re+50%F se obtuvieron los porcentajes más altos de proteína (25%), respuesta que de acuerdo con Ojeda et al. (2014) parece justificable, si se toma en consideración que los HMA mejoran la absorción de fósforo mediante su red hifal, mientras que Rhizobium (bacteria simbiótica y específica de las leguminosas) requiere una demanda alta de este elemento para la fijación biológica del nitrógeno, el cual es tomado por las plantas y transformado a proteínas.
De igual manera, concuerda con lo reportado por Vargas-Torres et al. (2004) para distintos cultivares de frijol negro (Tacana, Huasteco, TLP19 y Veracruz) en los que han encontrado valores entre 18.9 y 24.2% o de 23.41 ±0.16% en Mayocoba (Carmona-García et al., 2007), los cuales coinciden con la cantidad y rango de proteínas que se indican en el Cuadro 2 (entre 15.17 y 25.5%).
Sin duda, esta cualidad nutricional, aunada al aporte de fibra dietética, minerales (calcio, hierro, fósforo, magnesio y zinc) y vitaminas (tiamina, niacina y ácido fólico) en la dieta (Ulloa et al., 2011), es trascendente ya que dicha legumbre ocupa un lugar muy importante como fuente de alimentación mundial y salud humana (Pujolà et al., 2007).
Colonización microbiana
El mayor número de nódulos (X-barra 27.6 nódulos planta-1) fue en el tratamiento HMA+Re (Cuadro 1), matizando su ausencia en el tratamiento F y que su cuantía en el tratamiento T fue baja (X-barra 5-6 planta-1). Por otro lado, las raíces de las plantas-testigo presentaron colonización micorrízica nativa (3.61%), las del tratamiento 3 (HMA) 86.33% y, en los restantes, estas fueron de 85.54% (HMA+Re) y 82.78% (en HMA+50%F y HMA+Re+50%F) (Cuadro 1). En cuanto a estas dos variables se refiere, dichos porcentajes fueron altos en los tratamientos donde ambos microorganismos rizosféricos (HMA y Re) interactuaron con las plantas de frijol, lo cual puede atribuirse a la sinergia proveniente de la simbiosis tripartita HMA-bacterias-leguminosa donde, tal y como en la literatura consultada se reporta, la colonización micorrizógena optimiza la absorción de fósforo y esta impulsa la nodulación bacteriana y fijación de nitrógeno (Rabie et al., 2005; Mortimer et al., 2008; Javaid, 2010).
Aunque en el tratamiento T las plantas de frijol presentaron bajos niveles de colonización radicular con los HMA nativos, su eficiencia no produjo los alcances agronómicos esperados. Luego entonces, el funcionamiento de la simbiosis tripartita y adaptación a las condiciones donde se estableció este agrosistema puede mejorarse mediante la inoculación con cepas previamente seleccionadas, tal como Bouizgarne et al. (2015); Miransari (2017) lo sugieren. La misma tendencia se observó en la formación de nódulos por parte de las rizobias del suelo, las cuales tampoco evidenciaron efectos benéficos en sus hospederas.
Conclusiones
En las condiciones bajo las cuales se llevó a cabo el experimento, el mejor tratamiento fue HMA+Rhizobium+50%F donde su interacción simbiótica mejoró la calidad del grano de P. vulgaris cv. ‘Negro Michigan’, de modo tal que este manejo puede ser una alternativa viable para sustituir o al menos reducir el uso de fertilizantes inorgánicos y de esta manera, minimizar los costos a los productores agrícolas en la región de Actopan.
