Artículos

 

Rutas de la penetración foliar en la fertilización de la orquídea Cymbidium sp. (Orchidaceae)*

 

Foliar penetration routes for fertilizing the Orchid Cymbidium sp. (Orchidaceae)

 

Víctor García Gaytán¹, Guadalupe Valdovinos Ponce², María de la Nieves Rodríguez Mendoza¹, Martha E. Pedraza Santos³, Libia I. Trejo Tellez¹ y Marcos Soto Hernández⁴

 

¹ Colegio de Postgraduados. Posgrado en Edafología. Carretera México-Texcoco, km 36.5, Montecillo, Texcoco, Estado de México. C. P. 56230. Tel. 01 595 95 2 02 00 ext. 1262. (garcia.victor@colpos.mx, marinie@colpos.mx, tlibia@colpos.mx).

² Posgrado en Fitosanidad. Colegio de Postgraduados. Tel. 595 95 2 02 00 ext. 1612 (vgapon@colpos.mx).

³ Facultad de Agrobiología "Pte. Juárez", Uruapan, Michoacán, México. Paseo Gral. Lázaro Cárdenas y Berlín S/N, Colonia Viveros, C. P. 60170. Tel. 01 4521126710. (marelpesa@yahoo.mx).

⁴ Posgrado en Botánica. Colegio de Postgraduados. Tel. 595 95 2 02 00. Ext. 1361. (msoto@colpos.mx). §Autora para correspondencia: marinie@colpos.mx.

 

* Recibido: diciembre de 2012.
Aceptado: marzo de 2013.

 

Resumen

Los objetivos de la presente investigación fueron caracterizar la anatomía foliar e identificar las rutas de penetración de un fertilizante foliar10-10-10 (NPK) en la orquídea (Cymbidium sp.), especie con potencial comercial por alto su costo como flor de maceta y de corte. Por las características morfológicas de la planta, el precisar los sitios de absorción de nutrientes permite optimizar la técnica y los insumos a aplicar. Las aplicaciones foliares y cortes histológicos se llevaron a cabo en el laboratorio de Histopatología Vegetal del Colegio de Postgraduados en Ciencias Agrícolas, Campus Montecillo, durante los meses de abril a agosto de 2012. El grosor de la cutícula a lo largo de la hoja no fue uniforme, en la porción media fue más gruesa (29.90 µm) que en las porciones apical (26.91 µm) y basal (25.75 µm). El número de estomas a lo largo de la hoja fue constante. En la región media de la hoja, el grosor del tejido epidérmico (63. 045 µm) y el diámetro de lo haces de las fibras subepidérmicas (184.55 µm) mostraron los mayores valores, mientras que el mayor diámetro del haz vascular (1 031 µm) y el mayor grosor del mesófilo (3 777.91 µm) se presentaron en la porción basal de las hojas. La ruta de penetración del fertilizante foliar fue vía cuticular y estomática a partir de los 30 min después de haber hecho la aplicación y a los 120 min se observó en los pseudobulbos, lo que sugiere que fertilizante fluye hacia esta zona evitando su pérdida. Éstos resultados indican que la fertilización foliar es una alternativa viable que puede implementarse en las prácticas de producción de esta ornamental.

Palabras clave: Cymbidium sp., orquídea, pseudobulbos.

 

Abstract

The objectives of this study were to characterize the leaf anatomy and identify the routes of penetration of a foliar fertilizer 10-10-10 (NPK) on the Orchid (Cymbidium sp.), a species with high profitable potential for its high prices as a pot and cutting flower. Considering the plants morphological characteristics, to precise the nutrient absorption sites concede to optimize the technique and the inputs to be applied. Foliar applications and histological sections were conducted in the laboratory of Plant Histopathology of the Postgraduate College in Agricultural Sciences, Campus Montecillo, during the months April to August, 2012. The thickness of the cuticle along the leaf was not even; in the middle portion was thicker (29.90 µm) than in the apical (26.91 µm) and basal portions (25.75 µm). The number of stomata throughout the leaf was uniform. In the middle region of the leaf, the epidermal tissue thickness (63 045 µm), the diameter of the subepidermal fiber bundles (184.55 µm) showed the highest values, while the larger diameter of the vascular bundle (1 031 µm) and the thicker mesophyll (3 777.91 µm) occurred in the basal portion of the leaves. The route of penetration of the foliar fertilizer was via cuticular and stomatal from 3 0 min after making the application and 120 min later it was visually observed in the pseudobulbs, suggesting that the fertilizer flows into this area preventing loss. These results indicate that foliar feeding is a viable alternative that can be implemented in this ornamental production.

Keywords: Cymbidium sp., Orchid, pseudobulbs.

 

Introducción

La orquídea Cymbidium, considerada como una de las flores de maceta de mayor importancia, tiene un potencial ornamental con alto valor económico debido a que su demanda ha crecido en las últimas décadas tanto en diversidad de especies como en producción de flores (Huang et al., 2011). Es una orquídea perennifolia con grandes inflorescencias de donde brotan las flores llevadas por breves peciolos, las flores son color verde, rosa, amarillo o blanca. Las hojas son provistas por una sola nervadura central y pueden alcanzar el largo de hasta un metro en las especies más grandes y crecen de 5 hasta 15 por pseudobulbo. Los pseudobulbos que quedan revestidos por las vainas foliares de las hojas, dispuestos uno contra los otros a nivel del suelo y unidos entre ellos por cortos rizomas subterráneos. Las raíces parten de la parte inferior de los pseudobulbos y son carnosas y algo ramificadas revestidas por un velamen blanquecino.

La aplicación de nutrientes foliares puede ser un método que contribuya a reducir el impacto ambiental asociado con la fertilización al suelo; sin embargo, la respuesta a menudo es variable y no reproducible debido a factores climáticos, de especie y formulación (Fernández y Eichert, 2009). La fertilización foliar es una práctica común en los sistemas de producción de orquídeas, pero en Cymbidium se tiene poca información sobre la absorción de nutrientes a nivel foliar y radical (Hew y Wan, 2004). Durante años, ha habido controversia sobre las características estructurales y químicas de la cutícula que se relacionan con la absorción de los fertilizantes foliares.

Las ceras epicuticulares son el componente más externo e hidrofóbico y su estructura limita la penetración de agua y de iones a través de la membrana (Marschner, 1995; Wójcik, 2004), lo que afecta de manera significativa la permeabilidad cuticular, adicionalmente, cutículas con estructuras completamente reticuladas son más permeables a ciertas sustancias que aquellas con una región laminosa externa (Ray, 2006). Se ha sugerido que la absorción de iones por las hojas puede ser completada en tres etapas, en la primera, las sustancias penetran la cutícula y la pared celular a través de difusión libre; en la segunda, estas sustancias atraviesan la membrana plasmática, y en la tercera etapa las sustancias son llevadas al citoplasma en un proceso que requiere energía derivada del metabolismo (Fageria et al., 2009). Dada la importancia de la fertilización en plantas de Cymbidium, el objetivo de esta investigación fue caracterizar la anatomía foliar de la orquídea e identificar las rutas de penetración de un fertilizante foliar.

 

Materiales y métodos

Tres plantas de orquídeas (Cymbidium sp.) de 5 años de edad, cultivadas en invernadero en en la Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo, Facultad de Agrobiología "Pte. Juárez", Uruapan, Michoacán, se trasladaron al laboratorio de Histopatología Vegetal del Campus Montecillo del Colegio de Postgraduados en Ciencias Agrícolas para en una primera etapa, caracterizar su estructura foliar y en la segunda etapa determinar la ruta de penetración del fertilizante y la tercera y última verificar la translocación del fertilizante a los órganos de almacenamiento. La investigación se hizo durante los meses de abril a agosto de 2012.

Primera etapa; caracterización de la estructura foliar

De cada planta se disectaron fragmentos foliares de aproximadamente 2 a 3 cm². Los fragmentos se obtuvieron de las porciones apical, media y basal y se cortaron en un micrótomo de congelación (American Optical, modelo 880) a 25 (µm de grosor, las secciones obtenidas se montaron en agua y se midieron el grosor de cutícula y mesófilo, y el diámetro de las células epidérmicas, fibras subepidérmicas, y haces vasculares, Sandoval (2005). La densidad estomática se hizo con impresiones de la lamina foliar y su lectura en microscopio con diferentes campos visuales (Rodés y Collazo, 2006).

Para medir el grosor de la cutícula, las secciones obtenidas se tiñeron con Sudan IV durante 25 min y se montaron en glicerol (35 secciones por cada sección). El sudan IV se caracteriza porque dan color a los lípidos al solubilizarse en ellos (Martínez y Gragera, 2008). Se tomaron fotografías con una cámara digital integrada a un microscopio de luz marca Velab modelo Ve-B6, y la medición de la cutícula se hizo con el software Motic Imágenes Plus 2.0 Ml considerando cuatro campos visuales por corte transversal y sección de la hoja, el software ha sido de gran utilidad en la medición digital, para diversas investigaciones (Guerrero et al., 2008; Alejo-Plata et al., 2011).

El grosor del mesófilo y el diámetro de las células epidérmicas, fibras subepidérmicas y haces vasculares se midieron (software Motic Imágenes Plus 2.0 ml) a partir de las imágenes obtenidas de cuatro campos visuales de 35 cortes, las fotografías se tomaron a 40 x con el equipo indicado anteriormente.

La densidad estomática se cuantificó en las porciones apical, media y basal de cuatro hojas, en la superficie adaxial de cada muestra se aplicó una gota de la mezcla de Exactoden (silicón fluido) y solución endurecedora, a los 10 min se retiró y se aplicó esmalte de uñas a la zona de contacto, 5 min después las impresiones fueron retiradas con unas pinzas, y colocados en portaobjetos para ser observadas en el microscopio de luz simple (marca Carl Zeiss), se contaron el número de estomas por mm² en cinco campos visuales de 10 impresiones (Rodés y Collazo, 2006).

Para determinar el peso seco de las hojas, se disectaron 50 fragmentos de 1 cm² de las porciones apical, media y basal de 2 hojas, las muestras se colocaron en una estufa de aire forzado a temperatura de 70 °C marca Riossa Mod. Hof-125 a 70 °C durante 72 h (Alcantar y Sandoval, 1999; Rodríguez y Rodríguez, 2011). Posteriormente, cada segmento se pesó en una balanza digital marca House.

Con los resultados obtenidos se hizo un análisis de varianza y comparación de medias mediante la prueba de Tukey (p ≤ 0.05) con el paquete estadístico SAS 9.3. (SAS, 2010).

Segunda etapa; identificación de las rutas de penetración del fertilizante foliar

El fertilizante foliar 10-10-10 (N P K), a base de urea y fosfato monopotásico al 1 %, complementada con DAP-PLUS^® como agente tensoactivo, se preparó independientemente con los colorantes verde rápido+azul negro de naftol (F-VR+ANN) a una concentración de 0.05% y con calcoflúor (F-C) al 0.01%. Se asperjaron individualmente con F-VR+ANN y F-C como testigo se asperjó una planta con agua; después de los 30, 60, 90 y 120 min de haber aplicado el fertilizante se muestreo la hoja y de ella se disectaron fragmentos de 0.6 x 0.4 cm (Sandoval, 2005), se cortaron transversalmente con micrótomo de congelación (American optical modelo 880) a 25 (µm de grosor, los cortes se montaron entre portaobjetos y cubreobjetos, las muestras tratadas con F-VR+ANN se observaron en un microscopio de luz marca Velab modelo VE-B y las asperjadas con F-C en un microscopio de fluorescencia Carl Zeiss.

Tercera etapa: translocación de fertilizante foliar

En esta etapa de la investigación, se asperjó la planta completa de Cymbidium con F-C. Dos horas después de la aplicación se hicieron cortes a mano con una navaja de afeitar de aproximadamente 1 mm de grosor desde la base de la hoja a la mitad del pseudobulbo, las secciones obtenidas se montaron en agua y se observaron en el microscopio de fluorescencia.

 

Resultados y discusión

Caracterización de la estructura foliar

Las hojas de la plantas de Cymbidium estudiada son conduplicadas, rígidas y coriáceas. El tejido epidérmico, está formado por un estrato de células de forma cuadrada a circular y con una cutícula gruesa (Figuras 1A y 1B) que se proyecta hacia las paredes anticlinales. Las células guarda, son superficiales (Figura 1C) y presenta poros fusiformes en la parte central. En C. ensifolium, la cutícula cubre los estomas y parte de las células guarda se eleva por encima de la cutícula. Éstas características pueden ser una modificación xerofítica (Du Puy y Cribb, 2007).

Por debajo de la epidermis se presentan de uno a tres estratos de células hipodérmicas entre las que se agrupan alternadamente haces de tejido esclerenquimatoso (fibras) (Figuras 1A y 1B). La distribución de este tejido, se observa en las superficies adaxial y abaxial de la hoja (Figura 6A). El mesófilo está constituido por un sólo tipo de células de clorénquima de forma redonda y pared delgada entre las cuales se distribuyen los haces vasculares (Figura 1A). En las células del mesófilo se presentan rafidios de gran tamaño (Fig. 1D). Algunas de las células parenquimatosas del mesófilo cercanas a la nervadura central se alargan en dirección perpendicular a la superficie de la hoja.

Grosor de cutícula. El grosor de la cutícula fue estadísticamente diferente en las porciones apical, media y basal de las hojas de Cymbidium sp. La porción media presentó el mayor grosor (29.90 µm), seguida por las porciones apical (26.91 µm) y basal (25.75 µm) (Figura 2A). Es posible que el mayor grosor en la parte media de las hojas se asocie con su posición, ya que esta sección requiere de mayor resistencia, minimizando la perdida de agua, así como el flujo de transpiración y solutos (Riederer y Schreiber, 2001).

Densidad estomática. En Cymbidium sp., no se encontraron diferencias estadísticas significativas en el número de estomas por mm² a lo largo de la hoja, ya que en la porción apical se cuantificaron en promedio 7.5, en la media 7 y en la parte basal 7.3 (Figura 2B), éstos resultados no coinciden con lo mencionado por (Bird y Gray, 2003), que el número de los estomas varia en diferentes partes de la misma hoja y en diferentes hojas de la misma planta, este hecho está influenciado por factores ambientales como niveles de luz y CO2. Por la cantidad de impresiones y observaciones que se hicieron en Cymbidium se afirma que el número de estomas es constante a lo largo de la hoja.

Grosor del tejido epidérmico. El grosor de las células epidérmicas fue estadísticamente mayor en la porción media de la hoja (63.045 µm) que en las porciones basal (58.71 µm) y apical (57.738 µm) (Figura 2C). Por las características de las hojas y su longitud, la parte media de estas soporta el dobles de ésta por lo que es entendible el que sea más gruesa. Los cambios en el grosor de las células epidérmicas, están relacionadas por el hábitat donde se desarrollan las especies (Cutler et al., 2007). Éstas características le confieren mayor soporte mecánico y rigidez, protección al mesófilo de la radiación UV-B, almacenamiento de algunos productos metabólicos, minimiza la pérdida de agua así como la aireación del tejido interno a través de los estomas (Dietz et al., 1994; Bilger et al., 2001; Ray, 2006).

Diámetro de fibras subepidérmicas. Los haces de fibras subepidérmicas presentaron el mayor diámetro (184.55 µm) en la porción media de las hojas en comparación con la parte basal y apical (Figura 3A). Éstas células son características comunes de este género y de los miembros de la Subtribu Cymbidiinae cuya función es la de rodear y fortalecer las células parenquimatosas del mesófilo (Yukawa y Stern, 2002). También se relacionan con su adaptación xerofítica, lo que ayuda a controlar la pérdida de agua en la hoja por condiciones de estrés hídrico (Zanenga-Godoy y Goncalves, 2003).

Diámetro de haz vascular. El diámetro del haz vascular fue mayor en la porción basal (1 031 µm) en comparación de las porciones media (820.26 µm) y apical (564.35 µm) (Figura 3B). Se tienen numerosos reportes que señalan la diferencia en tamaño del tejido vascular entre especies de Cymbidium, aunque en ninguna de ellas midió el diámetro. En C. ensifolium, los haces vasculares son de diferente tamaño y se localizan más cerca de las superficies adaxial y basal de las hojas; en otras especies el tejido vascular es adyacente a la superficie abaxial (Yukawa y Stern, 2002).

Grosor del mesófilo. El mayor grosor del mesófilo se encontró en la porción basal de la hoja (3 777.91 µm), seguido por las porciones media (1 703.61 µm) y apical (1 320.01 µm) (Figura 4A). Ésta respuesta puede estar relacionado con que ciertas especies de plantas que crecen con intensa luz, presentan hojas más gruesas y con mayor número de mesófilo esponjoso o en empalizada, a diferencia de aquellas que se desarrollan en la sombra (Cutler et al., 2007).

Peso seco de la hoja. El análisis estadístico mostró diferencias significativas entre el peso seco de las secciones de hoja. En la porción media, el peso fue el doble (0.02 g cm^-1) que el de las porciones apical y basal (0.01 g cm^-1) (Figura 4B), los valores encontrados en el grosor de cutícula, tejido epidérmico y diámetro de los haces de fibras subepidérmicas, fueron que presentaron mayor grado de significancia en la parte media, por lo que es posible que exista mayor capacidad fotosintética y asimilados. Con los resultados se identifica que la parte media de la hoja contiene estructuras más gruesas que permite el doblez de la hoja como principal órgano de la planta donde se lleva a cabo la mayor parte de los fotoasimilados resultantes del metabolismo vegetal (Gayón, 1992).

 

Rutas de penetración del fertilizante foliar

Fertilizante foliar con verde rápido y azul negro de naftol (F-VR+ANN). El F-VR+ANN se acumuló en el poro estomático y cutícula a los 30 min después de la aspersión (Figura 5A). A los 60 y 90 min, el fertilizante se observó en la cámara estomática y en los primeros estratos del mesófilo (Figuras 5B, 5C y 5D). La presencia de fertilizante en los poros estomáticos concuerdan con estudios recientes con trazadores fluorescentes en donde la penetración de solutos ocurrió por difusión a través de los estomas (Eichert y Burkahardt, 2001; Eichert et al., 2008).

Fertilizante foliar más calcoflúor (F-C). El F-C se acumuló en la cutícula después de los 30 min de haber hecho la aplicación (Figura 6C). Una hora después, se observó entre las células epidérmicas y del mesófilo (Figura 6D) con una fluorescencia tenue. A los 90 y 120 min después de la aspersión, el F-C se encontró en todas las células del parénquima esponjoso (Figuras 6E y 6F). También se observó la acumulación del fertilizante en la cutícula y en el tejido epidérmico de las superficies daxial y abaxial.

En las secciones histológicas de las hojas de la planta testigo se observó autofluorescencia de color blanco-azuloso en las fibras subepidérmicas, y en los elementos de vaso del xilema. La presencia de clorofila en el mesófilo le confirió autofluorescencia de colorrojo. La cutícula mostró fluorescencia de color amarillo (Figura 6B). La autofluorescencia de las fibras subepidérmicas y elementos de vaso se debe a la presencia de lignina en sus paredes (Yukawa y Stern, 2002).

La penetración de sustancias en las hojas es un proceso pasivo impulsado por gradientes de concentración (Eichert y Goldbach, 2008). De acuerdo con Schönherr (2000) los iones hidratados de CaCl₂ penetran la cutícula a través de poros acuosos en un proceso relativamente lento, pero al agregar agentes humectantes como el Glupon 215 CSUP a 0.2 g L^-1, la constante de velocidad aumentó. Por su parte Schlegel et al., (2005) trabajaron con la selectividad que tienen los poros acuosos en la cutícula de hojas de Vicia faba a sales de AgNO₃ y CaCl₂, concluyendo que el nitrato de plata se precipita como cloruro de plata en las células guarda, tricomas glandulares y en la base de los tricomas, marcando la ubicación de poros acuosos en las cutículas.

 

Absorción del fertilizante foliar más calcoflúor en el pseudobulbo

Dos horas después de haber aplicado el fertilizante a las hojas de Cymbidium sp., se observó su presencia en las células parenquimatosas de los pseudobulbos (Figura 7A), se identificaron células redondas e irregulares y tejido vascular ubicados en diferentes puntos.

Resultados similares pero 24 h después fueron reportados por (Sheehan et al., 1967) al aplicar P³² vía foliar a la orquídea Cattleya 'Trimos; lo que demuestra las diferencias en el movimiento de los iones dentro de la planta. Éstos resultados concuerdan con los obtenidos por Ng y Hew (2000) quienes reportan que los pseudobulbos no sólo almacenan nutrientes si no agua y carbohidratos; Hew y Ng (1996) señalan que esa acumulación de nutrientes en los pseudobulos constituye una importante fuente de reserva para el desarrollo de los nuevos brotes e inflorescencias. Los pseudobulbos son capaces de retener aproximadamente 64% de su contenido de agua después de 42 días bajo condiciones de estrés Zheng et al., (1992).

Por lo tanto el pseudobulbo acumula los nutrientes vía radical y la aplicación foliar es una alternativa que además de absorverse por las características de la hoja lleva parte del fertilizante foliar hacia los paseudobulbos y acumula más nutrientes para posteriormente ser reutilizados. Fageria et al., (2009) recomienda utilizar concentraciones de macronutrientes menor 2% para evitar quemaduras en las hojas y se obtenga respuesta del cultivo.

 

Conclusiones

La porción media de las hojas de Cymbidium sp., presenta el mayor grosor de la cutícula, del tejido epidérmico, el diámetro de las fibras subepidérmicas y peso seco de hoja. El mayor diámetro de los haces vasculares y del grosor del mesófilo se presentaron en la región basal de la hoja.

La densidad estomática se mantiene constante a lo largo de la hoja y el fertilizante foliar penetró vía estomática y cuticular. El fertilizante foliar se acumuló en los pseudobulbos dos horas después de haber asperjado las hojas.

En éste estudio se muestran evidencias de que la fertilización foliar es un método eficiente de abastecimiento de nutrientes.

 

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