Artículos

 

Protección contra estrés biótico inducida por quitosán en plántulas de maíz (Zea mays L.)*

 

Biotic-stress protection induced by chitosan in maize (Zea mays L.) seedlings

 

Eva Guadalupe Lizárraga-Paulín¹, Irineo Torres-Pacheco², Ernesto Moreno-Martínez³ y Susana Patricia Miranda-Castro^1§

 

¹Laboratorio de Biotecnología. Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán. UNAM. Campo 1, Av. Primero de Mayo s/n. Cuautitlán Izcalli, Estado de México, México. C. P. 54740. ^§Autora para correspondencia: spmcunam55@gmail.com.

²Facultad de Ingeniería. Ingeniería de Biosistemas. Universidad Autónoma de Querétaro. Cerro de las Campanas s/n. Col. Las Campanas, Querétaro, México. C. P. 76010.

³Unidad de Investigación en Granos y Semillas. Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán. UNAM. Av. Jorge Jiménez Cantú s/n, Cuautitlán Izcalli, Estado de México, México. C. P. 54740.

 

* Recibido: enero de 2011
Aceptado: septiembre de 2011

 

Resumen

El maíz (Zea mays L.) es un cultivo importante en México, que es a menudo afectado por la presencia de hongos patógenos. El objetivo de este estudio fue determinar el efecto protector del quitosán en plántulas de maíz sometidas a estrés biótico. El experimento se llevó a cabo en la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, UNAM, durante 2008. Para cumplir el objetivo, después de algunas pruebas de calidad, tres grupos de semillas fueron sometidos por separado a los ataques de Aspergillus flavus y Fusarium moniliforme. Un primer grupo fue considerado como testigo positivo, otro fue recubierto con solución de quitosán y un último grupo fue dañado mecánicamente antes de la aplicación del biopolímero. Durante cinco semanas, el crecimiento de las plántulas se evaluó midiendo la longitud total, longitud de las hojas, de los tallos y el grosor de estos. No hubo incremento significativo en el tamaño de las plántulas, provenientes de semillas recubiertas con quitosán al compararse con el resto de los grupos; sin embargo, la ausencia de enfermedades en las plántulas tratadas con el biopolímero fue evidente. En la quinta semana de crecimiento, las estructuras foliares de las plántulas se sembraron en agar PDA, para determinar la presencia de los hongos estresantes. Se encontró que las hojas provenientes de las semillas tratadas con quitosán, desarrollaron carga fúngica nula, lo que sugiere que el quitosán actúa como un activador de mecanismos de defensa en plántulas de maíz, impidiendo la infección por los hongos patógenos utilizados.

Palabras clave: Aspergillus flavus, Fusarium moniliforme, Zea mays L., biopolímero.

 

Abstract

Maize (Zea mays L.) is an important crop in Mexico, which is often affected by the presence of pathogenic fungi. The objective of this paper was to determine the protective effect of chitosan in maize seedlings subjected to biotic stress. The experiment was conducted at the School of Advanced Studies Cuautitlán, UNAM, in 2008. In order to achieve the aim, after some quality tests, three groups of seeds were separately subjected to attacks by Aspergillus flavus and Fusarium moniliforme. A first group was considered as a positive control, another was coated with chitosan solution and, a final group was mechanically damaged before application of the biopolymer. For five weeks, the seedling growth was evaluated by measuring the total length, length of leaves, stems and, their thickness. There was no significant increase in the size of seedlings from seeds coated with chitosan when compared to the other groups, but, the absence of diseases in the seedlings treated with the biopolymer was quite evident. In the fifth week of growth, leaf structures of the seedlings were planted in agar PDA in order to determine the presence of stresful-fungi. It was found that, leaves from the seeds treated with chitosan developed no fungal burden, suggesting that, chitosan acts as an activator of defense mechanisms in maize seedlings, preventing infection by the pathogenic fungi.

Key words: Aspergillus flavus, Fusarium moniliforme, Zea mays L., biopolymer.

 

INTRODUCCIÓN

El maíz (Zea mays L.) es el cereal más abundante en el mundo. Su importancia a nivel nacional y mundial radica en las grandes áreas de tierra cultivada y la gran cantidad de empleos directos e indirectos generados por la cadena de producción, procesamiento industrial y comercialización de dicho cereal, desde que es cultivado hasta que es consumido por los seres humanos y los animales (Jeglay, 2006). A nivel mundial, Estados Unidos de América es el mayor productor de maíz, generando 307 383 552 toneladas al año, seguido de China que produce 166 035 097 de toneladas. México ocupa el tercer lugar produciendo 24 320 100 toneladas por año (FAOSTAT, 2009).

Con el fin de hacer frente a la desnutrición y mejorar la productividad de maíz, los investigadores han trabajado con maíz QPM (maíz de alta calidad proteica, por sus siglas en inglés), el cual tiene un alto valor nutritivo ya que contiene hasta 100% más lisina y triptófano que el maíz común, siendo equivalente su calidad proteica a la leche (Bressani, 1994; Cuevas et al., 2003; Huang et al., 2004; Espinosa et al., 2005). Sin embargo, este cereal es más susceptible a ser atacado por bacterias y hongos que el maíz ordinario debido a su alto contenido de proteína, que lo convierte en una buena fuente de carbohidratos para el crecimiento microbiano (Badu y Fontem, 2010).

En México, los cultivos de maíz son mayormente afectados por la presencia de Aspergillus flavus y Fusarium moniliforme. Estos hongos crecen produciendo deterioro al vegetal y generando metabolitos secundarios tóxicos para las plantas y sus consumidores (tanto humanos como animales), que pueden tener efectos graves sobre la salud hasta provocar la muerte (Keeler y Anthony, 1983; Fandohan et al., 2005; Denli y Pérez, 2006; Bennet etal., 2007).

Aspergillus flavus se encuentra a menudo en las semillas o en los productos de la planta después de la cosecha y durante el almacenamiento, por lo que también se encuentra en la harina, los granos del cereal y otros productos vegetales procesados. Aspergillus flavus es un patógeno de plantas y es un hongo oportunista que causa enfermedades a humanos y animales debido a la producción de algunas micotoxinas llamadas aflatoxinas. Las aflatoxinas B1, B2, B2a, G1, G2 y M1 son cancerígenas, hepatotóxicas, teratogénicas y moléculas inmunosupresoras (Widstrom, 1996; Bolet y Socarrás, 2005; Bennet et al., 2007). Fusarium moniliforme también produce metabolitos secundarios nocivos conocidos como fumonisinas, incluyendo las B1 y B2, que son los más importantes debido a sus efectos en la salud del consumidor (Reid et al., 1999; Fandohan et al., 2005).

Las plantas cuentan con una gran cantidad de mecanismos de defensa a nivel celular y molecular para combatir el ataque de organismos patógenos o condiciones medioambientales adversas. Los genes de resistencia proveen mecanismos por los cuales la planta reconoce al patógeno y desencadena respuestas de defensa en contra de este (Boyes et al., 1996). Sin embargo, algunos mecanismos también pueden ser estimulados por la adición de otras moléculas que favorecen el desarrollo de respuestas de defensa, tal es el caso de los "elicitores", que son agentes inductores de mecanismos de defensa que promueven la percepción y transducción de señales biológicas para activar respuestas a nivel celular (Hahn, 1999; Angelova etal., 2006).

El quitosán es uno de los elicitores más importante dentro del grupo de los oligosacáridos, porque es un biopolímero que se encuentra naturalmente en las paredes celulares de algunos hongos; sin embargo, su principal fuente de obtención es la hidrólisis de quitina en medio alcalino a altas temperaturas (Muzzareli y Muzzareli, 2005). El quitosán es muy conocido por sus propiedades antimicrobianas, y puede ser utilizado en forma de solución, películas, esferas, hidrogeles, nanopartículas, fibras y recubrimientos, por lo que es útil para muchas aplicaciones en diferentes áreas, tales como la química de alimentos, mediante el recubrimiento de frutas y vegetales para su conservación (Lárez, 2003; Devlieghere et al., 2004; Miranda, 2004).

El quitosán constituye una promesa en la preservación de semillas (destinadas tanto al consumo como a la siembra), ya que algunos investigadores han encontrado efectos favorables como producto de su aplicación. Por ejemplo, Guan et al. (2009) encontraron un incremento en la germinación de semillas de maíz estresadas por modificaciones en la temperatura del entorno y recubiertas con quitosán, así como mayores dimensiones en las plantas provenientes de las semillas tratadas comparadas con aquellas sin tratamiento alguno; mientras que Reddy et al. (1999) encontraron años antes que las semillas de trigo, previamente tratadas con el biopolímero, presentaban resistencia a ciertas enfermedades propias del cereal e incrementaban su calidad y capacidad de germinación.

Otros trabajos similares, reportan una disminución favorable en la cantidad de hongos patógenos en las semillas almacenadas previamente recubiertas con el biopolímero, así como también un decremento en la cantidad de micotoxinas desarrolladas en el grano incluso bajo condiciones de alta humedad (Bhaskara et al., 1999; Rivero et al., 2004; Rodríguez et al., 2006).

Una de las necesidades más importantes en la agricultura no es sólo la protección de las semillas, sino también de las plántulas contra las enfermedades causadas por hongos patógenos. Se cree que el quitosán tiene la capacidad de inducir la acumulación masiva de sustancias fungitóxicas en el lugar de aplicación, y también actúa como una barrera para impedir el flujo de nutrientes al patógeno. Además, la aplicación de quitosán ha mostrado efectos positivos en la capacidad germinativa de las semillas y en el crecimiento de las raíces y hojas de las plantas (Bhaskara et al., 1999; Rivero et al., 2004; Rodríguez et al., 2006).

El objetivo de este estudio fue determinar el efecto protector del quitosán en plántulas de maíz sometidas a estrés biótico. Para precisar la viabilidad de esta investigación, primeramente se evaluó (in vitro), el efecto del biopolímero como recubrimiento en las semillas de maíz sobre su crecimiento, germinación, vigor y humedad. Posteriormente, se evaluó (in vivo) el efecto del quitosán como recubrimiento en las semillas sobre la germinación y el crecimiento (grosor de tallos, longitud total, longitud de hojas y tallos) de las plántulas bajo condiciones de invernadero. Por último, se evaluó cualitativamente (in vitro) el efecto potencial del quitosán como protector en las hojas de las plántulas de maíz durante su crecimiento, para determinar si desarrolla mecanismos de defensa contra el estrés biótico impuesto mediante la presencia de Aspergillus flavus y Fusarium moniliforme.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

Para este experimento, se emplearon semillas de maíz QPM (LM8M L-8) originarias de Celaya, Guanajuato, México, con un contenido de humedad 11.7% y un porcentaje de germinación de 100%. Para el recubrimiento de las semillas, se empleó quitosán obtenido de exoesqueletos de camarón, con un peso molecular de 1 836 277 g mol-¹ y un grado de desacetilación de 95%, el cual fue producido y caracterizado en nuestros laboratorios sin mayor purificación (Miranda, 2000).

Para establecer las condiciones de estrés biótico en las semillas de maíz, se emplearon dos especies fúngicas: la cepa de Aspergillus flavus UNIGRASASP68 (especie productora de aflatoxinas) obtenida de mazorcas de maíz procedentes de la zona del Bajío, y la cepa de Fusarium moniliforme UNIGRASFUS44 (especie productora de fumonisinas) obtenida de mazorcas de maíz procedentes del Estado de Michoacán, México. Ambas cepas fueron proporcionadas por la Unidad de Investigación en Granos y Semillas (UNIGRAS) de la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, UNAM.

Preparación del recubrimiento

Se preparó una solución de quitosán (QN) al 2%, disolviendo 10g del biopolímero en 500 mL de agua acidificada con ácido acético (Química Meyer S. A de C. V, Tláhuac, D. F., México). El pH se ajustó a 5 con una solución de hidróxido de sodio al 12% (JT Baker, Xalostoc, Estado de México, México), y se mantuvo con agitación constante durante 24 h. Cabe mencionar que el quitosán fue empleado a ésta concentración de acuerdo a pruebas previas hechas a nivel in vitro en nuestro laboratorio, en donde se encontró que, a una concentración de 2% p/v, se lograba la total inhibición de los hongos bajo estudio (Miranda et al., 2007).

Pruebas in vitro

Recubrimiento de las semillas. Se dividieron las semillas en cinco grupos; el primer grupo fue el testigo. El segundo grupo de semillas se sumergió en la solución de quitosán durante cinco minutos con agitación constante, se filtró y se secó a temperatura ambiente (25 °C ±1). Los grupos tres y cuatro, fueron sumergidos en una mezcla de quitosán al 2% y Polietilenglicol (PEG) 4 000 al 0.3% y al 0.6% respectivamente (Droguería Cosmopolita, Naucalpan, Estado de México, México); después de 5 min, también fueron filtrados y secados a temperatura ambiente. El quinto grupo de semillas fue tratado igual que el segundo grupo, pero éste último fue secado en estufa a 29 °C durante 24 h.

Pruebas de calidad de las semillas. La primera prueba consistió en determinar el contenido de humedad en la semilla por el método de secado en estufa (ISTA, 1986; ISTA, 1993). La segunda prueba fue de germinación estándar (ISTA, 1986; ISTA, 1993), en donde para cada tratamiento se emplearon grupos de 50 semillas de maíz, los cuales fueron incubados a 25 °C durante cuatro días y finalmente contar el total de las semillas germinadas, de plantas normales, anormales, semillas muertas y semillas duras. Después se llevó a cabo una prueba de germinación y vigor para determinar la longitud de las plúmulas (ISTA, 1986; ISTA, 1993), en la cual se emplearon grupos de 25 semillas que fueron incubados a 25 °C durante siete días para obtener los promedios de longitud de las plúmulas. Todas las pruebas se realizaron por triplicado.

Pruebas in vivo

Recubrimiento de las semillas. El tratamiento aplicado a las semillas en esta parte del experimento, consistió en sumergir las semillas en la solución de quitosán al 2% por 5 min y secarlas a 29 °C en estufa por 24 h. Este estudio se realizó en el invernadero de la Unidad de Investigación en Granos y Semillas de la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, UNAM, previo saneamiento para llevar a cabo la siembra bajo condiciones protegidas (ISTA, 1986; ISTA, 1993; Albajes et al., 1999; Sonneveld y Voogt, 2009).

Establecimiento de las condiciones de estrés biótico. Las suspensiones de esporas de los hongos Aspergillus flavus y Fusarium moniliforme fueron preparadas según lo descrito por Gilchrist et al. (1995), a una concentración de 10 000 esporas mL-¹. Para establecer las condiciones de estrés biótico, se sembraron 10 semillas por maceta y se aplicó una alícuota de 10 mL de suspensión de esporas por semilla para asegurar la infección. Las macetas fueron divididas en cuatro diferentes grupos como se muestra en el Cuadro 1.

El objetivo de dañar mecánicamente las semillas estresadas y aplicarles un recubrimiento posterior (tratamiento 2), fue para observar el efecto protector del QN en las mismas, considerando que los daños mecánicos (picaduras, cortes, etc.) permiten que los hongos patógenos parasiten más fácilmente el material vegetal en cuestión, por lo que se esperaría un desarrollo fenológico atenuado de la plántula, así como la presencia de una mayor carga fúngica en las pruebas microbiológicas correspondientes.

Evaluación del crecimiento de las plantas de maíz. Esta prueba se llevó a cabo durante cinco semanas mediante la observación de los aspectos físicos de la planta y las mediciones semanales del número de semillas germinadas, longitud de las hojas, longitud de los tallos, grosor de los tallos y la longitud total de la planta.

Presencia de los hongos estresantes en las estructuras foliares. En la quinta semana de crecimiento, se cortaron pequeñas porciones de las estructuras foliares de las plantas, se lavaron con una solución de hipoclorito de sodio al 0.01 % (Química Meyer S. A de C. V, Tláhuac, D. F., México) y se colocaron por triplicado en cajas petri con agar dextrosa papa (PDA, MCD Lab, Tlalnepantla Estado de México, México). Posteriormente fueron incubadas a 28 °C durante ocho días para observar el crecimiento microbiano.

Análisis de datos. El experimento se realizó por triplicado. Para las pruebas in vitro, las diferencias entre tratamientos se analizaron mediante ANOVA para experimentos con un factor y diseño completamente aleatorio. Las mediciones obtenidas a partir del estudio in vivo se evaluaron mediante ANOVA para experimentos con observaciones repetidas con un análisis post hoc mediante pruebas de Tukey empleando el programa computacional Statistica Release 7 (StatSoft, Inc., USA). Los valores de las medias con diferencia estadística de p< 0.05 fueron considerados como significativos.

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Pruebas de calidad de las semillas (in vitro)

Humedad. En el Cuadro 2 se observa que las semillas recubiertas con QN presentaron una humedad promedio superior al testigo en 5.6%. No existe diferencia significativa entre las medias de los tratamientos con respecto a dicho testigo. El recubrimiento con QN al 2% no se consideró un tratamiento viable, ya que la semilla, con un porcentaje de humedad tan elevado (14.49%) es susceptible para ser atacada por hongos patógenos (Paterson y Lima, 2010).

En el caso de los tratamientos en los que se empleó PEG como supresor de humedad de carácter químico, la combinación QN-PEG al 0.6% resultó efectiva, pues la humedad disminuyó incluso más que la correspondiente al testigo. El recubrimiento de las semillas con QN y su posterior secado a 29 °C durante 24 h, resultó ser el mejor tratamiento para logar la mínima cantidad de humedad en las semillas, presentando una diferencia significativa de 7.5 7 % al compararse con la humedad medida para las semillas recubiertas con QN sin secado posterior.

Germinación estándar. En todos los casos, el porcentaje de germinación de las semillas con diferentes tratamientos se aproximó al 100%. En ningún caso existió diferencia significativa (p= 0.48112) en el porcentaje presentado comparado con el testigo (Cuadro 2); por lo tanto, los tratamientos usados dará resultados de germinación altos.

Germinación y vigor (longitud de la plúmula). Esta prueba fue determinante para definir el tratamiento a utilizar para recubrir las semillas in vivo (Cuadro 2). Las menores longitudes correspondieron a las semillas tratadas con QN-PEG a diferentes concentraciones, mientras que la mayor longitud correspondió a las semillas tratadas y secadas a 29 °C durante 24 h, las cuales rebasaron al testigo en 1.6 cm. El testigo y las semillas recubiertas con QN presentaron longitudes semejantes entre sí. Por esta razón, se descartó el secado químico con PEG a distintas concentraciones, como un posible tratamiento para las semillas de maíz en estudio; mientras que el secado en estufa (después del tratamiento de las semillas con QN), fue adoptado como el tratamiento ideal para su aplicación a nivel invernadero.

Prueba de germinación in vivo

La mayoría de las semillas estresadas (con o sin tratamiento), presentaron un porcentaje de germinación cercano al 100%, lo cual indica que el tratamiento aplicado a las semillas y las condiciones bajo las cuales fueron cultivadas no interfieren en su capacidad germinativa.

Estrés biótico por Aspergillus flavus

Las plántulas infectadas con A. flavus que presentaron más follaje y coloración verde intensa fueron aquellas provenientes de semillas recubiertas con QN, mientras que las dañadas mecánicamente produjeron plántulas con hojas escasas, pequeñas y cloróticas. No hubo diferencia significativa entre los grosores de los tallos de las plántulas provenientes de las semillas testigo y aquellas recubiertas con QN, mientras que los tallos más delgados correspondieron a las plántulas emergidas de semillas con daño mecánico, estrés y recubrimiento.

Las plántulas provenientes de semillas recubiertas (tratamiento 1), presentaron durante las primeras semanas mayor longitud que el testigo positivo; sin embargo, para la quinta semana, las plántulas del testigo negativo presentaron mayor longitud que el resto de los grupos (Figura 1). No existió diferencia significativa entre las longitudes de las plántulas sometidas a estrés y recubrimiento (tratamientos 1 y 2), comparadas con aquellas sin tratamiento alguno (testigo positivo). Esto indica que la presencia del hongo, independientemente del tratamiento, disminuye la velocidad de crecimiento de la plántula respecto a la no estresada, por efecto de la infección.

Se puede observar que el recubrimiento con QN tuvo efectos positivos durante la segunda semana, pero después, el crecimiento de las plantas con el tratamiento 1 se detuvo. Este comportamiento sugiere que el QN debe ser aplicado periódicamente en la planta, posiblemente mediante la aspersión de la solución a sus estructuras en crecimiento con el fin de asegurar la absorción constante del biopolímero por la planta, y evitar su degradación debido a su naturaleza de hidrocarbonada.

El testigo (-) corresponde a las semillas sin estrés tampoco tratamiento; el testigo (+) son las semillas estresadas; el tratamiento 1 son las semillas estresadas y recubiertas, y el tratamiento 2 son las semillas con daño mecánico, estrés y recubrimiento.

Estrés biótico por Fusarium moniliforme

Las plántulas provenientes de semillas recubiertas presentaron hojas más gruesas y con coloración más intensa que el resto. Algunas manchas cloróticas se observaron en la superficie de las hojas de la mayoría de las plántulas no tratadas después de la tercera semana de crecimiento, síntoma indicativo del ataque por el patógeno involucrado, asociado a una escasa asimilación de nutrientes por parte de la planta. En lo que se refiere a la longitud de las hojas, los tallos y las plántulas en general, la interacción tiempo-tratamiento fue estadísticamente significativa, mientras que para el grosor de los tallos no existió diferencia.

Se observó que la presencia de F. moniliforme altera el crecimiento normal de las hojas del cultivo a partir de la quinta semana de desarrollo pese al tratamiento con QN. Igualmente, pudo observarse que F. moniliforme afecta al cultivo de maíz atacando directamente a los tallos e impidiendo su desarrollo normal desde la segunda semana de crecimiento. Los promedios de las longitudes de las plántulas (Figura 2), no presentaron diferencia significativa durante las tres primeras semanas de crecimiento; sin embargo, a partir de la cuarta semana, el testigo negativo registró mayor longitud que el resto de los estreses, pero las medias de las longitudes de las plántulas correspondientes al testigo positivo y los tratamientos 1 y 2 no presentaron diferencias significativas entre sí.

El testigo (-) corresponde a las semillas sin estrés ni tratamiento; el testigo (+) son las semillas estresadas; el tratamiento 1 son las semillas estresadas y recubiertas, y el tratamiento 2 son las semillas con daño mecánico, estrés y recubrimiento.

Los beneficios que tiene el quitosán como protector de las semillas, es un biopolímero que se emplea con fines comestibles debido a su nula toxicidad. Este hecho contrasta con otros experimentos de protección de maíz, ya que algunos sistemas de control biológico (Bacon et al., 2001), utilizan bacterias endofíticas (Bacillus subtilis); en donde el mecanismo inhibitorio de acción opera en el principio de exclusión competitivo y se ha convertido en un microorganismo muy importante para diferentes usos en el medio ambiente, ya que este ayuda a la descomposición de residuos vegetales.

Para usos agrícolas es excelente en la fabricación de fertilizantes, evita enfermedades y además ayuda al crecimiento de los cultivos; no obstante, su efectividad es variable debido a la influencia de diversos aspectos bióticos y abióticos asociados al entorno.

Presencia de los hongos estresantes en las estructuras foliares

En la Figura 3, se muestran los resultados de la siembra en PDA de las estructuras foliares de las plántulas, provenientes de las semillas sometidas a estrés biótico por Aspergillus flavus y Fusarium moniliforme; ahí, puede observarse una considerable reducción en la infección de las semillas recubiertas, lo cual tiene dos posibles explicaciones: 1) el quitosán pudo haber funcionado como una barrera física contra el hongo y su ataque a la planta y 2) el quitosán del recubrimiento se pudo haber introducido de manera sistémica a la planta y despertar mecanismos de defensa en ella, manifestándose como inhibición del crecimiento fúngico.

A pesar que desde el inicio de la experimentación el manejo del testigo negativo, se hizo bajo condiciones de total asepsia y lejos de las semillas inoculadas, en los análisis microbiológicos correspondientes se observó la presencia de A. flavus en las hojas, lo cual indica que pese su alta calidad de origen, la semilla se encontraba contaminada naturalmente. En el testigo positivo, fue evidente la presencia no solo de A. flavus, sino también de A. niger, el cual es un hongo potencialmente dañino cuando es consumido por humanos o animales (Abarca et al., 2000; Bolet y Socarrás, 2005).

En las placas correspondientes al tratamiento 1 (con recubrimiento biopolimérico), no se observó carga microbiológica alguna. En lo que respecta a F. moniliforme, pudo apreciarse su existencia en las placas de agar correspondientes al testigo negativo, la cual se manifestó con una coloración blanca de aspecto algodonoso, indicando la contaminación de origen pese a las condiciones asépticas de manejo. No obstante, hojas provenientes de las semillas recubiertas con QN (tratamientos 1 y 2), no presentaron crecimiento fúngico, pero sí crecimiento bacteriano.

Estos resultados sugieren que el QN no sólo actúa como un agente preventivo de enfermedad en la planta por infección de hongos patógenos, sino que también puede ser usado como un agente correctivo de semillas contaminadas, lo cual genera la posibilidad de usar dicho biopolímero en plántulas enfermas, para evaluar su capacidad y revertir o detener el avance de la enfermedad fúngica generada por la presencia de A. flavus y F. moniliforme.

Los resultados obtenidos fueron similares a El Ghaouth et al. (1992), quienes han reportado que el tratamiento del suelo con quitosán, impide el desarrollo de A. flavus en semillas de maíz; mientras que Rabea et al. (2003) y sus colaboradores obtuvieron resultados semejantes al atacar el hongo F. moniliforme, mediante la adición del biopolímero al suelo. Por otra parte, también se ha demostrado que el tratamiento de semillas de maíz con quitosán, aumenta su porcentaje de germinación y se producen plántulas muy vigorosas con altos valores de peso seco (Shao et al., 2005; Guan et al., 2009).

Los dos trabajos referidos anteriormente se limitan a hacer un estudio fenológico de las plantas, además de que llevaron a cabo sin involucrar estreses bióticos en el cultivo en estudio. Por el contrario, Guan et al. (2009) también reportaron que las plantas tratadas con quitosán, presentaron mayores dimensiones en algunas de sus estructuras; por ejemplo, en las raíces; contrario a lo encontrado en esta investigación, ya que las plántulas tratadas registraron incluso mediciones más bajas que los respectivos testigos. Este comportamiento sugiere que el metabolismo de la planta puede ser desviado, para dar lugar a la producción de metabolitos de defensa, que permiten combatir el daño por patógenos en la planta, o bien, para crear barreras de protección y así generar actividad antifúngica.

El quitosán como protector de semillas de maíz contra estrés biótico

En el caso del maíz, el combate contra las especies fúngicas se ha centrado principalmente después de la cosecha; donde a través de procesos como la nixtamalización, se logra la eliminación de las fumonisinas que están presentes en el producto (Méndez y Moreno, 2009) o mediante la adición de bajas concentraciones de NaOH se logra la eliminación de un gran cantidad de aflatoxinas (Carrillo, 2003). Aunque estos tratamientos han tenido éxito para la eliminación o inactivación de las micotoxinas en los productos finales, el problema que debe ser resuelto de raíz es la protección de las semillas contra la infección, tanto en el campo como durante el almacenamiento.

A pesar de que no existen estudios semejantes reportados en los que se haya aplicado quitosán a semillas de maíz, existe evidencia del funcionamiento de este biopolímero sobre algunos otros cultivos, tal es el caso del arroz, cuyas semillas se han recubierto y expuesto a su principal patógeno (Pyricularia grisea), observando como resultado una menor severidad de la enfermedad provocada por el hongo con respecto a las plantas testigo (Ruan y Xue, 2002; Rodríguez et al., 2006).

Este comportamiento se fundamenta debido que el quitosán es activador de algunas enzimas relacionadas con la defensa de las plantas contra patógenos, tales como la glucanasa, la quitinasa y la quitosanasa, las cuales se encuentran activadas una vez que el patógeno llega al hospedero, por lo que las enzimas son capaces de reconocer los componentes de la pared celular del patógeno y comienzan a degradarlos afectando su crecimiento y desarrollo en el cultivo, constituyendo un método de combate efectivo contra éste, sin afectar el desarrollo de la planta (Lineart et al., 1983).

 

CONCLUSIONES

El quitosán, aplicado a las semillas de maíz, promueve que las plántulas que emergen de ellas manifiesten ausencia de carga fúngica propia de la especie en las estructuras foliares. Estos hallazgos son prometedores, ya que son la pauta para implementar nuevas técnicas de control microbiológico en los cultivos de maíz y otros cereales en nuestro país.

Aún se precisa de más estudios para profundizar sobre los mecanismos de activación de las defensas promovidas por el quitosán; por esta razón, actualmente se están llevando a cabo estudios genético-moleculares, para confirmar si el quitosán tiene la capacidad de activar mecanismos de defensa, que promuevan el encendido de genes relacionados con las respuestas contra estrés; no obstante, los resultados obtenidos en este trabajo indican que el quitosán constituye una alternativa biotecnológica, que promete producir cultivos sanos provenientes de semillas protegidas; donde los productos no desarrollen enfermedades que se manifiestan desde el campo hasta el consumo, logrando disminuir las pérdidas ocasionadas como consecuencia de la contaminación por factores bióticos.

 

AGRADECIMIENTOS

Al programa PAPIIT Núm. IT220411-3 por el apoyo en el financiamiento del proyecto.

 

LITERATURA CITADA

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