Introducción

Bactericera cockerelli (Sulc) (Hemiptera: Triozidae) es un insecto nativo de Norteamérica (^{Liu et al., 2006}) y se encuentra presente en México, Canadá, EE. UU, Nueva Zelanda, El Salvador, Nicaragua, Belice y Honduras (^{CABI 2015}). Este insecto plaga se asocia a cultivos de solanáceas, principalmente a papa (Solanum tuberosum L.), tomate (Solanum lycopersicum Mill) y chile (Capsicum annuum L.) (^{Teulon et al., 2009}). Los daños que provoca son al inyectar toxinas durante su alimentación lo que produce amarillamiento en la planta (^{Richards y Blood 1933}), también genera fumagina (asociación de hongos saprofitos) a causa de sus excretas sobre las hojas lo que puede reducir la capacidad fotosintética (^{López et al., 2003}), pero el daño más importante es la trasmisión de la bacteria “Candidatus Liberibacter solanacearum” (^{Hansen et al., 2008}; ^{Crosslin y Munyaneza, 2009}; ^{Garzón-Tiznado et al., 2009}). Los cultivos más dañados por la enfermedad son la papa y el tomate; en el cultivo de la papa, la enfermedad transmitida se le conoce como Zebra chip por el tipo de daño que ocasiona en el tubérculo en la parte interna, dejando ver líneas de coloración marrón u obscura al ser procesadas como frituras (^{Secor y Rivera-Varas, 2004}; ^{Munyaneza et al., 2007}) y en el tomate la enfermedad que produce, se le conoce como permanente del tomate y los síntomas se observan en el follaje que se enrolla, adquiere una estructura quebradiza con un color verde intenso y brillante, las plantas reducen su crecimiento, aborta flores y se debilita por lo que son susceptibles al ataque de otras enfermedades (^{Alvares y Delgadillo, 2004}; ^{Garzón-Tiznado et al., 2009}).

El control de B. cockerelli es principalmente mediante aplicaciones de insecticidas organosintéticos, los cuales encarecen la producción de solanáceas (^{Guenthner et al., 2001}; ^{Vega et al., 2008}; ^{Guenthner y Greenway, 2010}; ^{Guenthner et al., 2012}; ^{Greenway, 2014}) además, de que afecta negativamente el medio ambiente y la solución suele ser temporal ya que el insecto plaga puede resurgir nuevamente a diferencia de los insectos benéficos que tardan más en recuperarse (^{Croft, 1990}). ^{Cerna et al. (2013)} evaluaron insecticidas organosintéticos y calcularon las CL₅₀ en ninfas de B. cockerelli y su depredador Chrysoperla carnea; con estos datos permitió verificar que el depredador puede tolerar a algunos productos organosintéticos, pero no evaluaron el efecto en adultos de B. cockerelli ni en sus parasitoides. Investigaciones recientes se han enfocado al empleo de productos alternativos al químico, menos perjudiciales con el medio ambiente y organismos no blanco (^{Van Driesche y Bellows, 1996}). Por otro lado, los productores se han interesado en evaluar productos que controlen a B. cockerelli sin dañar las especies benéficas, sin embargo, su metodología ha sido mediante ensayo y error (^{Guenthner et al., 2012}). Otra alternativa es la implementación de control biológico dentro de un manejo integrado, donde se han reportado insectos depredadores y parasitoides de diversas familias (^{CABI, 2015}). Uno de los principales es el parasitoide Tamarixia triozae (Burks) (Eulophidae: Hymenoptera), ectoparasitoide solitario de ninfas de B. cockerelli principalmente del 3° al 5°instar (^{Rojas et al., 2014}; ^{Chen et al., 2020}) con niveles hasta del 80% de parasitismo (^{Bravo y López, 2007}). También los adultos presentan hábitos de depredación (Host-feeding) sobre las ninfas y termina por matarlas, lo que incrementa los niveles de control de la plaga (^{Vega-Chávez, 2010}; ^{Cerón-Gonzales et al., 2014}; ^{Rojas et al., 2014}). Por la importancia del parasitoide y el interés de contribuir en el manejo de las poblaciones de B. cockerelli, el objetivo del estudio fue el de conocer el porcentaje de selectividad (PS) de diferentes insecticidas de origen organosintético, botánico y biológico sobre el parasitoide T. triozae en condiciones de laboratorio.

Método

Producción de Planta. Consistió en la siembra de tubérculos de papa variedad Ágata en macetas de 30 x 30 cm, las macetas contenían como sustrato una combinación de Peat Moss Turba de Sphagnum’ PREMIER® (70%) con perlita Multiperl® (30%) respecto al peso. Los riegos se realizaron cada tercer día a partir de la germinación con solución nutritiva Steiner al 100%. Las plantas se dejaron desarrollar por más de dos meses dentro de un invernadero con condiciones semicontroladas (temperatura de 22-28°C, humedad relativa 40-60% y fotoperiodo 13:11 L:O) para su posterior uso en la reproducción de insectos y/o experimentación. Nunca se realizaron aplicaciones de ningún tipo de insecticida o fungicida.

Cría de Bactericera cockerelli. Se obtuvo de una colonia establecida en el departamento de parasitología de la Universidad Autónoma Agraria Antonio Narro (UAAAN), esta colonia se considera susceptible debido a que no se ha expuesto a ningún producto insecticida desde el 2012. Esta colonia se mantuvo confinada dentro de una jaula entomológica (1x0.5x1 m) a la cual se introducían periódicamente plantas de papa de dos meses de edad para alimentación y reproducción de B. cockerelli. Para controlar la edad de los individuos, se introducían plantas por un periodo de 24 horas para que fueran ovipositadas por los adultos de B. cockerelli, posteriormente las plantas con huevos eran retiradas de los adultos y llevadas a jaulas vacías para permitir su desarrollo. Una vez que emergían los adultos eran aspirados cada 24 h para utilizarlos en los bioensayos o mantener su población y controlar la edad.

Cría de Tamarixia triozae. El pie de cría del parasitoide se obtuvo de colectas realizadas dentro de cultivos de chile (Capsicum annum) dentro de la UAAAN. Se colectó follaje de plantas de chile (sin aplicaciones de insecticidas) con ninfas de tercero, cuarto y quinto instar parasitadas, debido a la preferencia del parasitoide por estos tamaños, posteriormente se llevaron al laboratorio y se confinaron dentro de botes de plástico transparente de un litro de capacidad, cubiertos con tela de organza que permitía aireación (cámaras de emergencia). Una vez que se observó la emergencia de los parasitoides se colocaron finas gotas de miel de abeja sobre la organza, para su alimentación, también se saturó un algodón con agua y se colocó sobre la tela de organza como fuente de hidratación. Para mantener la cría se utilizaron plantas de papa con ninfas de tercer instar de B. cockerelli las que se confinaron dentro de jaulas y se les expuso a los parasitoides durante una semana. Aproximadamente a los 10 días después de la exposición se cortaron las hojas que contenían las ninfas presumiblemente parasitadas (momias) y se llevaron a cámaras de emergencia. Una vez que emergieron los adultos se separaron con un aspirador entomológico en intervalos de 24 h para controlar la edad, estos individuos fueron utilizados para los bioensayos y mantener la población.

Ensayo de mortalidad. Se seleccionaron seis productos de diferente grupo; dos insecticidas organosintéticos: Profenofos (Curacron 8E® SYNGENTA AGRO, S.A. de C.V.) y Cipermetrina (Cipermetrina® 200 CE Gowan Mexicana S.A.P.I de C.V), dos productos botánicos: Azadiractina (Aza-Direct 1.2 CE® Gowan Mexicana S.A.P.I de C.V) y un producto que combina aceites esenciales de cítricos con canela y jabón de aceites vegetales (AEC) (Citrotec Plus® Gowan Mexicana S.A.P.I de C.V) y dos de origen biológico: Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae que fueron colectados en suelo de la Sierra de Zapalinamé en el estado de Coahuila (Tabla 1). El producto botánico de aceites esenciales no se oferta comercialmente como insecticida, pero se ha reportado que sus ingredientes poseen acción insecticida (^{Orozco-Santos et al., 2016}). Los insecticidas de origen biológico se proporcionaron por el departamento de Parasitología de la UAAAN, los cuales provienen de aislados en suelo y se reprodujeron en medio de cultivo PDA (Papa, Dextrosa, Agar + 15 g de azúcar, 5 g de extracto de levadura, 5 g de extracto de malta y 0,1 g de cloruro de calcio). El recuento de esporas se obtuvo del raspado de 20 cajas Petri en 100 mL de agua destilada estéril, de esta solución se tomó una alícuota que se colocó en un hemocitómetro Neubauer dividido en 2 retículos, cada uno subdividida en 9 cuadros de 1 mm³ con un área total de 9 mm³. Para el caso se utilizó el cuadrante central y los cuatro extremos donde se realizó el recuento de esporas. La concentración de esporas se calculó empleando la fórmula siguiente:

Donde: C: Concentración que se desea conocer (esporas/mL); N: Número de esporas contadas en los cinco cuadrantes; Factor de la cámara: 10,000.

El recuento de esporas de la solución madre se multiplicó por el factor de dilución (1:100), posterior a ello, se procedió a realizar las diluciones requeridas (Tabla 1).

Para cada insecticida se utilizaron seis dosis determinadas previamente mediante una ventana biológica con tres repeticiones más un testigo que consistió en agua destilada con un coadyuvante (Nombre comercial: Bionex® de la empresa Arysta-Lifescience, México) al 0.05%.

Bioensayo. Los bioensayos se realizaron con 20 adultos (proporción sexual 1:1) de diez días de edad, de cada una de las especies como unidad de muestra, los cuales se confinaron en frascos plásticos de 9 cm de altura con un diámetro de 4.5 cm. Cada frasco se colocó por 5 minutos dentro de una nevera (-4 °C) para inmovilizar los insectos, posteriormente se retiraron y colocaron en una tela de organza para someterlos por 5 segundos a cada una de las concentraciones de insecticidas a evaluar; después los insectos se separaron con ayuda de un pincel entomológico y se colocaron sobre papel absorbente (1 cm²) para quitar el exceso de humedad, inmediatamente se pasaron a cajas de Petri de plástico de 4 x 1 cm, con un orificio de 0.05 cm ubicado en la parte superior para la ventilación, en la base de la caja contenían una gota fina de miel o un disco de follaje de hoja de papa que sirvió de alimento para T. triozae y B. cockerelli respectivamente. Las observaciones se realizaron a las 24 h para contabilizar el número de insectos muertos, se consideraba muerto si después de ser estimulado tocándolo delicadamente mediante un pincel entomológico no mostraba ningún movimiento o reacción. En el caso de los bioensayos con insecticidas biológicos se contabilizó la mortalidad hasta los 5 días, por su modo de acción, debido a que el proceso de infección y mortalidad ocurre hasta después del cuarto día. Los insectos se dejaron hasta el octavo día para observar la colonización de los hongos en los insectos.

Corrección de mortalidad y obtención de Concentración Letal (CL). El máximo nivel de mortalidad aceptable en el testigo fue del 10%, si la mortalidad superaba este valor, el bioensayo era descartado y se repetía. Cuando la mortalidad en testigo era de cero no se aplicaba la corrección; pero si era menor al 10% los datos se corrigieron por medio de la ecuación de ^{Abbott (1925)}. Con los datos obtenidos de la mortalidad se procedió a estimar las CL₅₀ y sus límites fiduciales al 95% mediante una regresión Probit a través del método de máxima verosimilitud empleando el programa estadístico R (R, Core Team, 2017) (^{Finney, 1971}).

Proporción de selectividad (PS). Para determinar la magnitud de selectividad de los insecticidas al enemigo natural, se utilizó la siguiente ecuación de proporción de selectividad (PS):

Donde: PS=Proporción de selectividad; CL₅₀EN=Concentración letal media para el enemigo natural; CL₅₀P=Concentración letal media para la plaga.

Si PS > 1 el insecticida es selectivo al enemigo natural, y si PS < 1 no es selectivo al enemigo natural (^{Metcalf, 1972}) (Adaptado por ^{Cerna et al., 2012}).

Resultados

Efecto insecticida de los productos contra Bactericera cockerelli. Todos los productos evaluados presentaron acción insecticida contra adultos de B. cockerelli. Profenofos y Azadiractina resultaron ser los más letales por presentar la menor cantidad de ingrediente para matar el 50% de la población, mientras B. bassiana requirió el valor más alto para causar la misma mortalidad (Tabla 2).

De los insecticidas organosintéticos, el más letal para B. cockerelli fue el Profenofos (22.45 ppm) con respecto a la Cipermetrina (1145.41 ppm) (Tabla 2). Al respecto, ^{Cerna et al. (2013)} reportaron diferencias en la CL₅₀ de Profenofos y Cipermetrina sobre ninfas provenientes de diferentes poblaciones de Coahuila. Los valores para Profenofos fueron 1.67 a 3.63 ppm, mientras que para la Cipermetrina fluctuaron desde 82.59 hasta 257.63 ppm. Lo anterior concuerda con lo reportado en este trabajo, donde el insecticida Profenofos fue el más tóxico para adultos de B. cockerelli. Aunque la tendencia fue similar, los mayores valores registrados en el presente estudio pudieran adjudicarse a la técnica utilizada y al uso de adultos en lugar de inmaduros, la morfología y comportamiento entre adultos e inmaduros es distinta y se debe entender la variación de las CL₅₀ de los diferentes productos evaluados insecticidas (^{Rodríguez et al., 2003}).

Al evaluar los dos insecticidas botánicos en este trabajo se encontró que el más letal para adultos de B. cockerelli es la Azadiractina por reportar una CL₅₀ de 350 ppm en comparación con el producto basado en aceites esenciales de cítricos al reportar una CL₅₀ de 23278.35 ppm (Tabla 1). Al respecto ^{Luna-Cruz et al. (2011)} reporta mortalidades sobre ninfas del 20.71% al ser tratadas por inmersión a concentraciones de 312 ppm, resultado ligeramente inferior al reportado en esta investigación, ya que alcanza un 50% de mortalidad con 350 ppm. El modo de acción de Azadiractina es inhibiendo la producción de hormonas juveniles y ecdisoma (^{Coelho et al., 2006}; ^{Ghazawy et al., 2010}), por lo cual se esperaba que en este trabajo se requeriría más ingrediente activo para matar a los adultos de B. cockerelli en referencia a lo reportado por ^{Luna-Cruz et al. (2011)} que trabajó con inmaduros.

Con relación al AEC, su efecto insecticida quizá se deba a la presencia de Limoneno, un Terpeno que presenta toxicidad en insectos (^{Kumar et al., 2012}; ^{Ibrahim et al., 2001}) ya que se ha reportado mortalidad en mosca casera (Musca domestica), gorgojo del frijol (Acanthoscelides obtectus) y cucaracha alemana (Blattella germanica) (^{Ibrahim et al., 2001}; ^{Kumar et al., 2012}; ^{Khelfane-Goucem et al., 2016}) al ser tratadas con aceite esencial de Naranja (Citrus sinensis). También ^{Díaz-Montano y Trumble (2013)} reportan que el aceite esencial de lima (Citrus aurantifolia) presenta acción de repelencia a los adultos de B. cockerelli a dosis que van de 1 a 2000 μl en ensayos de laboratorio por lo que este producto podría ser aplicado como preventivo. Las evaluaciones de los insecticidas biológicos reportaron que las cepas evaluadas de M. anisopliae y B. bassiana son capaces de infectar los adultos de B. cockerelli. La CL₅₀ de M. anisopliae fue menor (2.4x10⁶ conidios/mL) con respecto a la de B. bassiana (2.3x10⁷ conidios/mL) a los 4 días (Tabla 1). En estudios anteriores se ha encontrado para B. bassiana valores de CL₅₀ de 9.54x10⁵ y 2.42x10⁶ conidios mL^-1 en ninfas de cuarto instar en condiciones de laboratorio, resultados inferiores a los de esta investigación. La variación de mortalidad producida por hongos entomopatógenos puede variar dependiendo de la cepa o el aislamiento en el laboratorio (^{Tamayo-Mejía et al., 2015}). En esta investigación y anteriores se ha demostrado que estos dos hongos entomopatógenos son viables para manejar las poblaciones de B. cockerelli. Al respecto, ^{Sánchez-Peña et al. (2007)} reportan que en condiciones de invernadero y campo pueden provocar mortalidades de 83.1% a 89.8% y 39.85% a 57.4% para las cepas de B. bassiana y M. anisopliae respectivamente al ser expuestas a una concentración de 1x10⁸ conidios/mL.

Efecto insecticida de los productos sobre Tamarixia triozae. Todos los productos evaluados en este trabajo reportaron mortalidad sobre el parasitoide T. triozae a las concentraciones evaluadas, pero los que destacan por su toxicidad son los insecticidas químicos seguidos de los botánicos y por último los de origen biológico (Tabla 3).

Los dos insecticidas químicos evaluados mostraron similitud en sus valores de CL₅₀, el insecticida Profenofos reportó 10.76 ppm mientras que para Cipermetrina fue de 10.83 ppm (Tabla 3). Estudios previos con otros grupos químicos coinciden con este trabajo al reportar alta mortalidad de T. triozae durante bioensayos de laboratorio con dosis recomendadas de campo para Abamectina (Grupo químico: Avermectinas), Imidacloprid (Neonicotinoide), Spinetoram, Spinosad (Spinosinas) y Tolfenpyrad (Pyrazoles) los cuales resultaron ser muy tóxicos al registrar mortalidades entre 80-100% antes o durante las primeras 72 horas (^{Liu et al., 2012}; ^{Luna-Cruz et al., 2015}).

Los insecticidas botánicos presentaron valores de CL₅₀ intermedios entre los productos de origen químico y los biológicos. La Azadiractina registró ser más tóxico con un valor de 304.72 ppm comparada con el AEC que registró 7133.93 ppm de ingrediente activo. ^{Luna-Cruz et al. (2011)}, evaluaron el efecto de Azadiractina sobre T. triozae en bioensayos de laboratorio mostrando un efecto de mortalidad entre un 0 y 4.25% a dosis de 312 ppm, valores de mortalidad muy por debajo a lo reportado en esta investigación. ^{Pérez-Bernal et al. (2018)} indica que este producto es inocuo cuando se aplica de manera indirecta sobre el parasitoide debido a que no causa mortalidad ni afecta la fecundidad. El modo de acción de Azadiractina es inhibiendo la producción de hormonas juveniles y la ecdisona, que son responsables del crecimiento de los insectos, causando altas tasas de mortalidad cuando se aplica a los inmaduros (^{Coelho et al., 2006}; ^{Ghazawy et al., 2010}). Aun cuando la evaluación se realizó sobre adultos se debe tener cuidado en las aplicaciones de este insecticida para prevenir efectos subletales. La residualidad de este producto se ha observado que puede producir 19.7% de mortalidad a los 13 días (^{Luna-Cruz et al., 2015}) al ser confinadas dentro de un sustrato contaminado, pero se debe considerar que la residualidad es diferente dependiendo de la formulación del producto y no tanto por el ingrediente activo (^{Muñiz-Reyes et al., 2016}).

El AEC de origen botánico presenta acción insecticida, por esto se sugiere que los aceites esenciales se apliquen en los cultivos, previo a la liberación de los parasitoides, ya que el mayor efecto es al contacto y la persistencia es mínima en el ambiente comparada con los insecticidas convencionales, lo que reduce el riesgo de ser afectados por lo que permite se liberen parasitoides y depredadores (^{Koul et al., 2008}).

Beauveria bassiana infectó y causó mortalidad en contacto directo a T. triozae, se calculó una concentración de 2.9x10⁶ para matar el 50% de la población, anteriormente, ^{Tamayo-Mejía et al. (2015)} reportaron concentraciones de 1.11x10⁷ a 1.14x10⁸, el valor obtenido en este trabajo esta por debajo de estos valores. A diferencia ^{Ibarra-Cortés et al. (2018)} evaluaron la mortalidad ocasionada por tres hongos a T. radiata, parasitoide del psílido asiático de los cítricos (Diaphorina citri); entre ellos, la especie B. bassiana que resultó ser el más infectivo en comparación con M. anisopliae e I. fumosorosea bajo condiciones de laboratorio, por lo que coincide con este trabajo con respecto a la tendencia de infectar y causar mayor mortalidad con respecto a M. anisopliae en concentraciones de 1x10⁴ a 1x10⁸. El presente trabajo y los realizados previamente demuestran una variabilidad de concentraciones que causan el mismo porcentaje de mortalidad, debido a las diferentes cepas de la misma especie.

Metarhizium anisopliae también causó infección y mortalidad sobre los parasitoides, la CL₅₀ calculada para este trabajo fue de 8.7x10⁶ conidios /mL. Estos resultados son el primer reporte de evaluación de este hongo sobre adultos de T. triozae. Anteriormente se ha evaluado el efecto insecticida de este hongo sobre T. radiata, otra especie de la familia Eulophidae donde se observó que las concentraciones de 1x10⁴ a 1x10⁸ no superaron el 60% de mortalidad (^{Ibarra-Cortés et al., 2018}).

Selectividad de insecticidas con el parasitoide Tamarixia triozae pare el control de Bactericera cockerelli. Los valores de proporción de selectividad obtenidos son diferentes en todos los productos evaluados, no mostraron alguna tendencia de mortalidad por su origen. El insecticida químico Cipermetrina indicó la menor proporción de selectividad (PS = 0.01), seguido del insecticida biológico B. bassiana (PS = 0.12). El único producto que mostró ser compatible al indicar un valor de proporción de selectividad fue M. anisopliae (PS = 3.58). Los productos de Azadiractina, Profenofos y los AEC obtuvieron valores intermedios (PS = 0.87; 0.48; 0.31) (Tabla 3). Cabe mencionar que esta proporción de selectividad es muy ambigua ya que no considera otros efectos subletales, pero si indica una tendencia a conocer que productos pueden ser más compatibles con el parasitoide, por lo cual se recomienda realizar trabajos para identificar estos efectos con el insecticida biológico M. anisopliae.

Conclusión

Con base a las CL₅₀ de los resultados obtenidos, se encontró que el insecticida de origen biológico M. anisopliae fue el único que mostro selectividad a los adultos del parasitoide T. triozae. La letalidad de los otros productos insecticidas fue mayor para los adultos del parasitoide que para los adultos de B. cockerelli, debido a esto, no se reporta selectividad. Los productos más letales fueron los de origen organosintéticos, botánicos y biológicos, respectivamente.