Introducción

El bosque tropical caducifolio (BTC), también conocido como bosque tropical seco, es uno de los ecosistemas más diversos en el neotrópico y uno de los más amenazados (^{Janzen, 1988}). Este tipo de bosque representa casi el 42% del área continental mundial con clima tropical y subtropical (^{Murphy y Lugo, 1995}). En México es el ecosistema tropical mejor representado (^{Dirzo y Ceballos, 2010}; ^{Noguera et al., 2012}). Posee una distribución característica de la vertiente del Pacifico mexicano, desde el norte en Sonora hasta la frontera con Guatemala en el estado de Chiapas (^{Varela-Espinosa, 2005}; ^{Rzedowski, 1978}); cubre alrededor del 8% de su territorio y alberga un gran número de especies endémicas (^{Ceballos y García, 1995}; ^{Flores y Gerez, 1994}; ^{Noguera et al., 2012}; ^{Rzedowski, 1991}; ^{Toledo y Ordoñez, 1993}). Trabajos previos han evidenciado la extraordinaria riqueza de especies de varios grupos de coleópteros en el BTC, incluyendo Cantharidae (^{Zaragoza-Caballero, 2000a},^b, ²⁰⁰²); Lycidae, Phengodidae, Lampyridae y Cantharidae (^{Zaragoza-Caballero et al., 2003}); Elateridae (^{Zurita-García, 2004}) y Cantharidae, Lampyridae, Lycidae, Phengodidae y Telegeusidae (^{Zaragoza-Caballero y Ramírez-García, 2009}).

Elateridae es una familia de coleópteros con gran diversidad de hábitos alimentarios; algunos géneros xilófagos son de importancia agrícola (^{Zurita-García, Johnson y Zaragoza-Caballero, 2014}). A escala mundial, la familia está representada por más de 10,000 especies y 400 géneros (^{Costa, Lawrence y Rosa, 2010}). De acuerdo con ^{Bouchard et al. (2011)}, en México se han registrado 69 géneros agrupados en 15 subtribus, 29 tribus y 9 subfamilias. Varios estudios taxonómicos han descrito un gran número de especies de elatéridos para el país (ver referencias en ^{Martínez-Luque, 2014}), aunque hasta la fecha solo se ha realizado un estudio faunístico sistemático en la Reserva de la Biosfera Sierra de Huautla (RBSH) (^{Zurita-García, 2004}). Posteriormente, se ha investigado la sistemática de la subtribu Agriotina (^{Zurita-García, 2007}). Recientemente, ^{Zurita-García et al. (2014)} han presentado una síntesis de los registros de elatéridos mexicanos.

En el presente trabajo presentamos un inventario de las especies de Elateridae presentes en la Estación de Biología Chamela (EBCH), Jalisco, empleando evidencia morfológica y molecular (código de barras de la vida; ^{Hebert, Cywinska, Ball y DeWaard, 2003}; ^{Hebert, Ratnasingham y deWaard, 2003}). Esta reserva se encuentra dentro de la Reserva de la Biosfera de Chamela-Cuixmala (RBCC), la cual representa una de las regiones del país con mayor cobertura de BTC (^{Noguera, Vega-Rivera, García-Aldrete y Quesada-Avendaño, 2002}).

Materiales y métodos

Entre 2009 y 2012 se realizaron 7 salidas de campo. Se trató de incluir las épocas de lluvias y de secas, características del BTC. Las recolectas se realizaron dentro de la EBCH, propiedad del Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma de México (IBUNAM). Esta estación está situada dentro de la RBCC, que se localiza en la costa del Pacífico mexicano, en el estado de Jalisco (entre 19°29’ y 19°34’ N, 104°58’ y 105°04’ O). Se utilizaron 6 técnicas de muestreo: trampas Malaise, recolectas directas, redes aéreas, trampas de luz negra y blanca, trampas funnel y trampas con cebo. El material fue preservado en etanol absoluto o al 96% y mantenido a −20 °C hasta su procesamiento.

Los ejemplares se identificaron mediante claves y trabajos taxonómicos específicos para los diferentes grupos de elatéridos (^{Becker, 1973}; ^{Casari, 2002a},^b,^c; ^{Champion, 1894-1896}; ^{Johnson, 2002}; ^{Muona, 1995}; ^{Vahtera, Jyrki y Lawrence, 2009}; ^{Wells, 2000}). Los ejemplares recolectados, además, se compararon con ejemplares previamente determinados y depositados en la Colección Nacional de Insectos (CNIN) del IBUNAM. Se utilizó un microscopio marca Zeiss^® con una lente de 2× para la observación de las estructuras de la morfología externa e interna. El material recolectado se encuentra depositado en la CNIN del IBUNAM.

Para la secuenciación de ADN se tomó una muestra de tejido (un trozo de pata) de un individuo de cada especie determinada morfológicamente. Cada muestra se colocó en etanol al 96% en uno de los 96 pocillos de placas de lisis. Las placas con muestras se enviaron después al Canadian Center for DNA Barcoding de la Universidad de Guelph en Ontario, Canadá, para su extracción de and, y amplificación y secuenciación del marcador genético seleccionado de acuerdo con los protocolos de laboratorio de ^{Smith et al. (2008)}. El marcador genético secuenciado corresponde a un fragmento de 615-658 pares de bases del gen mitocondrial citocromo oxidasa subunidad I (COI). Este fragmento fue amplificado usando los primers LepF1/LepRI (^{Hebert, Penton, Burns, Janzen y Hallwachs, 2004}) (LEP-F1: 5ÁTT CAA CCA ATC ATA AAG ATA T-3’; LEP-R1: 5’- TAA ACT TCT GCA TGT CCA AAA A-3’). Las secuencias se editaron con el programa Sequencher^® versión 4.9 y se alinearon de forma manual.

La delimitación de especies con base en las secuencias de COI se exploró con el enfoque del 2% de divergencia genética (2%DG; ^{Hebert et al., 2003}a; ^{Hebert et al., 2003}b). Las distancias entre cada par de secuencias se corrigieron empleando el modelo de evolución de Kimura-2 parámetros (K2P; ^{Kimura, 1980}) y se visualizaron construyendo un fenograma (fig. 3) con el método de neighbor-joining (NJ) implementado en BOLD (www.boldsystems.org). Los resultados obtenidos con la información molecular se compararon luego con las identificaciones morfológicas. Todas las secuencias generadas, así como los datos de recolecta y fotografías digitales de los especímenes secuenciados, están disponibles en el proyecto “Elateridae de Chamela, México” (ELAT project), en la sección de proyectos de la página web del Barcode of Life Data Systems (BOLD; www.barcodinglife.org).

Se recolectaron 544 ejemplares de Elateridae durante el trabajo de campo realizado entre 2009 y 2012. Se identificaron morfológicamente 46 especies agrupadas en 25 géneros (figs. 1 y 2), 7 subfamilias y 11 tribus. Se montaron 165 machos, de los cuales se extrajeron los genitales. El resto de los ejemplares se conservó en etanol al 96%.

Figura 1 Hábito dorsal de las especies que representan nuevos registros para Jalisco. 1, Rismethus scobinula Candèze, 1857; 2, Vesperelater occidentalis Champion, 1895; 3, Aeolus melliculus Candèze, 1859; 4, Conoderus pruinosus Champion, 1895; 5, C. rodriguezi Candèze, 1881; 6, C. depressipennis Candèze, 1859; 7, C. nocturnus Candèze, 1859; 8, Heteroderes gibbulus Champion, 1895; 9, Cardiophorus aptopoides Candèze, 1865; 10, Esthesopus hepaticus Eschscholtz, 1829; 11, E. breviusculus Champion, 1896; 12, E. atripennis Candèze, 1860; 13, Horistonotus mixtus Champion, 1895; 14, Drapetes sp.; 15, Lissomus sp.; 16, Agriotes mixtus Champion, 1896. 

Figura 2 Hábito dorsal de las especies que representan nuevos registros para Jalisco (17-24) y para México (25-32). 17, Dicrepidius serraticornis Champion, 1894; 18, Diplostethus medirianus Champion, 1895; 19, Orthostethus piceus Candèze, 1853; 20, Melanotus rugulipenis Champion, 1895; 21, Physorhinus distigma Candèze, 1859; 22, Megapenthes mexicanus Champion, 1895; 23, M. cincticollis Champion, 1895; 24, M. longicornis Schaeffer, 1926; 25, Lacon pollinaria Candèze, 1857; 26, Aeolus bimucronatus Champion, 1895; 27, Conoderus athoides LeConte, 1863; 28, Scaptolenus fulvus Chevrolat 1874; 29, Anchastus seminiger Champion, 1895; 30, Dipropus atricornis Champion, 1895; 31, Megapenthes bicarinatus Lewis, 1894; 32, M. texanus Becker, 1971. 

La subfamilia representada por un mayor número de especies es Elaterinae, con 18 especies (tabla 1). La subfamilia que sigue en mayor número de especies es Agrypninae con 16 especies, seguida por Cardiophorinae con 6, Cebrioninae y Lissominae con 2, y Semiotinae y Thylacosterninae con una. Cinco registros de especies son nuevos para el territorio mexicano: Lacon pollinaria (Candeze, 1857), Aeolus bimucronatus Champion, 1895, Conoderus athoides (LeConte, 1863), Scaptolenus fulvus Chevrolat, 1874, Anchastus seminiger Champion, 1895, Dipropus atricornis (Champion, 1895), Megapenthes bicarinatus Lewis, 1894 y M. texanus Becker, 1971. Se obtuvieron 7 especies probablemente no descritas, una correspondiente a los géneros Conoderus Eschscholtz, 1829, Esthesopus Eschscholtz, 1829 y Scaptolenus LeConte, 1854, así como 2 especies para Dipropus Germar, 1839 y 2 especies para Anchastus LeConte, 1853.

Se obtuvo un total de 114 secuencias de COI, 106 de las cuales pudieron ser editadas e incluidas en el análisis de distancias. Las secuencias analizadas correspondieron a 30 de las 46 especies originalmente identificadas con base en la evidencia morfológica. En la tabla 2 se presentan las divergencias genéticas obtenidas para las especies delimitadas con el criterio de 2% de divergencia genética. En la figura 3 se presenta el árbol de NJ en donde se visualizan las distancias corregidas obtenidas con el modelo K2P.

Figura 3 Fenograma obtenido mediante el método de Neighbor-joining empleando secuencias del gen COI. Los círculos negros representan las especies delimitadas con el criterio de 2% de divergencia genética. 

Treinta y ocho especies fueron delimitadas molecularmente empleando el criterio de 2% de divergencia genética propuesto por ^{Hebert et al., 2003b}. De éstas, 30 resultaron corroboradas con las identificaciones morfológicas, per hubo 10 incongruencias tanto por la fusión de 2 especies identificadas con morfología como por la división de una especie en 2 o más especies (tablas 1 y 2). La congruencia encontrada entre la información morfológica y la molecular permitió corroborar la existencia de 6 de las 7 especies aparentemente nuevas para la ciencia pertenecientes a los géneros Conoderus (1 sp.), Scaptolenus (1 sp.), Dipropus (1 sp.), Esthesopus (1 sp.) y Anchastus (2 spp.). Entre las incongruencias encontradas con evidencia morfológica y molecular, algunas especies delimitadas con caracteres de morfología externa y genitales de machos aparecieron fusionadas con evidencia molecular. Tal es el caso de C. athoides y C. depressipennis (Candèze, 1859), cuyos ejemplares secuenciados aparecieron con distancias genéticas muy bajas (hasta 0.5%). La evidencia molecular también muestra que Dipropus atricornis y Dipropus sp. 2 representan una misma especie, con una divergencia genética de 0.1%. Por otra parte, la información molecular separó a los 2 organismos asignados a Horistonotus mixtus Champion, 1895 y a los 2 asignados a E. atripennis Candeze, 1860 en 2 especies distintas cada una, con una divergencia genética entre ellas de 23.9 y 24.8%, respectivamente, mientras que Drapetes sp. resultó dividida en 2 especies, con una divergencia genética observada de 17.5% entre sus 2 ejemplares secuenciados.

Durante las salidas al campo se observó que los especímenes de algunas especies y géneros se recolectaron específicamente con algún tipo de trampa. Por ejemplo, Semiotus ligneus Linnaeus, 1767 y Vesperelater occidentalis (Champion, 1896) se recolectaron únicamente con trampas de atracción luminosa (luz blanca). Las especies de Conoderus se recolectaron solo con luz negra y trampas Malaise, mientras que Chalcolepidius lacordairii Candèze, 1857 y C. attenuatus Erichson, 1841 se recolectaron siempre de manera directa. Rismethus scobinula (Candèze, 1857), así como las especies de Cardiophorus Eschscholtz, 1829, Megapenthes Kiesenwetter, 1858, Thylacosternus Bonvouloir, 1875, Drapetes Redtenbacher, 1849 y Esthesopus Eschscholtz, 1829 se recolectaron con red aérea en los arbustos localizados a los lados de los caminos y arroyos. El empleo de diferentes tipos de trampas maximizó la obtención de especies de elatéridos.

Discusión

Riqueza de especies de Elateridae

Las Elateridae poseen gran variedad de hábitos alimentarios, lo que se expresa en la gran riqueza de especies y especialización en tamaños, ornamentaciones, estructuras morfológicas en antenas y patas, así como coloraciones corporales (^{Zurita-García et al., 2014}), lo que les ha permitido que se encuentren en gran variedad de ecosistemas, altitudes y en casos extremos en condiciones desfavorables como sequías extremas utilizando microclimas (^{Deloya y Ordóñez, 2006}). Sin embargo, el conocimiento taxonómico de esta familia es aún escaso. Durante los últimos 50 años, los trabajos realizados en México se han restringido a algunas zonas, y principalmente se ha enfocado a la revisión de material depositado en pocas colecciones entomológicas.

Con respecto a los estudios faunísticos para Elateridae en América, los trabajos se han restringido a ciertas zonas de estudio asociadas con los sitios visitados por los especialistas (^{Aguirre, 2009}; ^{Aguirre, Carrejo y Pardo-Locarno, 2010}; ^{Arias, 2000}, ²⁰¹³; ^{Arias y Elgueta, 2012}; ^{Becker, 1966}, ¹⁹⁷⁹; ^{Casari, 2002a},^b; ^{Champion., 1894-1896}; ^{Correa, Casari y Mermudes, 2011}; ^{Costa, Vanin y Casari, 1988}; ^{Lawrence y Arias, 2009}; ^{Silva, De Faria e Silva, Boieiro, Aguiar y Serrano, 2006}; ^{Rosa y Costa, 2009}; ^{Stibick, 1979}). Estos estudios generalmente se han basado en caracteres de morfología externa en adultos, aunque algunos trabajos han empleado caracteres de morfología interna, incluyendo caracteres de edeagos y placas genitales de hembras, así como caracteres larvales (p. ej., ^{Cate, 2007}; ^{Sánchez-Ruiz y Löbl, 2007}). El presente trabajo representa el primer estudio faunístico para Elateridae que emplea evidencia de morfología interna y externa en adultos, además de evidencia molecular para tomar decisiones en la delimitación de especies.

Delimitación de especies

El empleo del criterio de 2% DG se ha cuestionado, ya que asume que las tasas de sustitución del gen COI varían de manera uniforme en el tiempo en todos los taxones animales (^{Papadopoulou, Anastasiou y Vogler, 2010}). No obstante, este procedimiento se emplea con frecuencia para la determinación de unidades taxonómicas, y ha demostrado ser una herramienta útil para la identificación de especies en la mayoría de los grupos de animales (^{Hajibabaei, Singer, Hebert y Hickey, 2007}; ^{Hebert, Cywinska, Ball y DeWaard, 2003a}, ^b; ^{Jones, Ghoorah y Blaxter, 2011}). En particular, se ha observado que este criterio es útil para delimitar más del 95% de especies en estudios de varios grupos de insectos, incluyendo coleópteros (^{Chang et al., 2012}). Actualmente, el uso de herramientas moleculares, incluyendo el locus del código de barras de la vida, ayuda a la toma de decisión para la delimitación de especies, ya que en ocasiones algunas especies no son morfológicamente diferenciables o solo presentan variaciones morfológicas que no serían referentes para la delimitación de especies. Por ejemplo, ^{Etzler, Wanner, Morales-Rodriguez y Ivie (2014)} utilizaron secuencias de COI para asociar estadios larvales de elatéridos del género Selatosomus Stephens, 1830 de importancia económica, los cuales son difíciles de determinar como especie. Basándose en sus resultados, los autores concluyeron que S. destructor Brown, 1935 es una especie distinta a S. aeripennis Kirby, 1837, ambas consideradas con problemas de delimitación taxonómica.

Con respecto a las incongruencias observadas entre la información morfológica y molecular para la delimitación de especies, estas podrían deberse a que la evidencia morfológica no esté bien sustentada, tomando en cuenta que posiblemente se han tomado caracteres taxonómicos poco útiles. Otra posible explicación es la existencia de diversidad críptica aún no descubierta, en donde la evolución morfológica con base en los caracteres diagnósticos podría ser lenta (^{Ornelas-García, Domínguez-Domínguez y Doadrio, 2008}). Las incongruencias obtenidas entre la información morfológica y molecular apoyan la idea de que la evidencia taxonómica no debe estar basada únicamente en un tipo de carácter en casos problemáticos. En lo que se refiere a la evidencia molecular, la evidencia que otorga el gen COI puede verse afectada por fenómenos intrínsecos al genoma mitocondrial, tales como la separación incompleta de linajes o hibridación (^{Funk y Omland, 2003}). Estos fenómenos pueden afectar la estructura de las topologías obtenidas con distintos métodos de reconstrucción filogenética, y causan que las especies aparezcan como parafiléticas empleando genes mitocondriales. Esto resalta la importancia de combinar distintos tipos de evidencia (p. ej. información morfológica, molecular, ecológica, etológica, ambiental, etc.) con un enfoque integrador (^{Padial, Miralles, De la Riva y Vences, 2010}) y de esta manera tener más elementos para corroborar o refutar decisiones taxonómicas.

Con anterioridad a este estudio, solo se había realizado uno faunístico sistemático para Elateridae en México, llevado a cabo en la RBSH, en el estado de Morelos (^{Zurita-García, 2004}). La vegetación en dicha reserva también está representada en su mayor parte por BTC. La comparación entre ambas regiones indica que comparten un total de 19 géneros y 6 subfamilias. Una subfamilia, Negastriinae, solo se encontró en la RBSH (fig. 4); 3 géneros fueron exclusivos para la RBSH (Meristhus Candèze, 1857, Aptopus Eschscholtz, 1829 y Paradonus Stibick, 1971), y 3 para la EBCH (Orthostethus Lacordaire, 1857, Agriotes Eschscholtz, 1829 y Cardiophorus Eschscholtz, 1829). A diferencia del trabajo realizado en la RBSH, para el presente estudio se consideró que Cebrioninae (Scaptolenus) y Thylacosterninae (Drapetes y Thylacosternus) eran subfamilias de Elateridae.

Figura 4 Comparación de la riqueza de especies de elatéridos por subfamilia presentes en la Reserva de la Biosfera Sierra de Huautla (RBSH) y en la Estación de Biología de Chamela, Jalisco (EBCH).