Article

 

Linamarase Enzyme from Lactobacillus delbrueckii NRRL B–763: Purification and Some Properties of a β–Glucosidase

 

Ogbonnaya Nwokoro* and Florence Onyebuchi Anya

 

Industrial Microbiology and Biotechnology Laboratory, Department of Microbiology, University of Nigeria, Nsukka, Nigeria. +2348034402414, ogb883@yahoo.com

 

Received June 27, 2011.
Accepted September 15, 2011.

 

Abstract

Some biochemical properties and purification of linamarase enzyme from Lactobacillus delbrueckii NRRL B–763 were studied. The crude enzyme was used to detoxify cassava flour cyanide and samples of 150 μm particle size treated with the crude enzyme showed a reduction from 2.1 mg HCN/10g sample to 0.11 mg HCN/10 g sample after 20 h (95% reduction). Untreated control samples of 0.5 mm particle size showed a reduction from 2.1mg HCN/10 g sample to 1.98 mg HCN/10 g sample after 40 h (5.7% reduction). Lhe enzyme was purified 33 fold with a 40% yield through a series of four steps namely, ammonium sulphate precipitation, acetone precipitation, ion exchange chromatography and gel Alteration chromatograrphy using Sephadex G–200. Lhe purified enzyme showed maximum activity at pH 4.5. Lhe enzyme showed 100% stability at the pH range of 5.0 and 6.0. Maximum activity of the enzyme was observed at a temperature of 50 °C and maximum stability at a temperature range of 40 and 50 °C. Lhe approximate enzyme molecular weight was estimated to be 56 kDa by Sephadex G–200 gel filteration chromatography. Lhe linamarase enzyme could be adapted for improved degradation of cassava cyanide and other biotechnological applications.

Key words: Linamarase enzyme, cassava; cyanide detoxification; Lactobacillus delbrueckii.

 

Resumen

Se estudiaron algunas propiedades bioquímicas y la purificación de la enzima linamarasa obtenida de Lactobacillus delbrueckii NRRL B–763. La enzima cruda fue usada para eliminar los compuestos cianogénicos de harina de yuca. Muestras de 150 μm en el tamaño de la partícula tratadas con la enzima cruda mostraron una reducción del 95%o en el contenido de estos compuestos tóxicos después de 20 horas de tratamiento. Las muestras sin tratar, testigo, de 0.5 mm de tamaño de partícula de sólo el 5.7% después de 40 horas. La enzima fue purificada 33 veces con un rendimiento del 40% a través de una serie de 4 pasos, precipitación con sulfato de amonio y con acetona, sucesivamente, cromatografía en columna de intercambio iónico y cromatografía de filtración en gel con Sephadex G–200. El pH óptimo de la enzima purificada fue de 4.5. La enzima es estable 100% en el rango de pH de 5.0 a 6.0. La actividad máxima de la enzima se observó a una temperature de 50 °C. La masa molecular aproximada de la enzima es de 56 kDa calculada a partir de su tiempo de elusión de una columna de permeasión en gel con Sephadex G–200. La enzima linamarasa podría ser adaptada para mejorar la degradación de los compuestos cianogénicos de la yuca, así como para otras aplicaciones biotecnológicas.

Palabras clave: detoxificación cianogénica, enzima, Lactobacillus delbrueckii, linamarasa, yuca.

 

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References

1. Agbo–Egbe, T.; Mbome, I. J. Food Compos. Anal. 2006, 19, 354–363.         [ Links ]

2. Padmaja, G. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 1995, 35, 299–339.         [ Links ]

3. Keresztessy Z.; Brown K.; Dunn M. A.; Hughes, M. A. Biochem. J., 2001, 353, 199–205.         [ Links ]

4. Siritunga, D.; Sayre, R. T. Planta, 2003, 217, 367–373.         [ Links ]

5. Ubalua, A. O. Aust. J. Crop Sc., 2010 4(4), 223–237.         [ Links ]

6. Osuntokun, B. O. Acta Hort., 1994, 375, 311–321.         [ Links ]

7. Adindu, M. N.; Olayemi, F. F.; Nzedike, O. U. J. Food Compos. Anal. 2005, 18, 451–460.         [ Links ]

8. Ikediobi, C. O.; Ibrahim, S.; Ogbonna, A. I. Appl. Microbiol. Biotech. 1987, 25, 327–333.         [ Links ]

9. Forslund, K.; Morat, M.; Jorgensen, B.; Olsen, C. E.; Asamizu, E.; Sato, S.; Tabata, S.; Bak, S. Plant Physiol. 2004, 135, 71–84.         [ Links ]

10. Mkpong, O. E.; Yang, H; Chism, G; Sayre, R. Plant Physiol. 1990, 95, 176–181.         [ Links ]

11. Ikediobi, C. O.; Onyike, E. Agrie. Biol. Chem. 1982, 46, 1667–1669.         [ Links ]

12. Okafor, N.; Umeh, C; Ibenegbu, C. World J. Microbiol. Biotech. 1998, 14, 835–838.         [ Links ]

13. Yeoh, H. H; Tan, T. K.; Loh, C. M. World J. Microbiol. Biotech. 1995, 17, 675–680.         [ Links ]

14. Nambisan, B.; Sundearesan, S. J. Sci. Food Agr. 1985, 36, 1197–1203.         [ Links ]

15. Petruccioli, M.; Brimer, L.; Cicalini, A. R.; Federici, F. J. Appl. Microbiol. 1999, 86, 302–310.         [ Links ]

16. Esen, A. Plant Physiol. 1992, 98, 174–182.         [ Links ]

17. Nok, A. J.; Ikediobi, C. O. J. Food Biochem. 2007, 14, 477–489.         [ Links ]

18. Eksittikul, T.; Chulavatnatol, M. Arch. Biochem. Biophys. 1988, 266, 263–269.         [ Links ]

19. Gueguen, Y; Chemardin, P.; Labrot, P.; Arnaud, A; Galzy, P. J. Appl. Microbiol. 1997, 82, 469–476.         [ Links ]

20. Funaguma, T.; Hara, A. Agrie Biol. Chem. 1988, 52, 749–755.         [ Links ]

21. Flores, D. M.; Garcia, V. V.; Kojima, M.; Ynagida, F.; Hassegawa, T. J. Jap. Soc. Food Sci. Tech. 1992, 39, 1038–1044.         [ Links ]

22. Ngaba, P. A.; Lee, J. S. J. Food Sci. 1979, 44, 1570–1571.         [ Links ]

23. Brauman A.; Keleke, S.; Malonga, M.; Miambi, E.; Ampe, F. Appl. Environ. Microbiol. 1996, 62, 2854–2858.         [ Links ]

24. Okafor, N.; Ejiofor, A. N. J. Sci. Food Agrie. 1985, 36, 669–678.         [ Links ]

25. Legras, J. L.; Kaakeh, M. R.; Arnaud, A.; Galzy, P. J. Basic Microbiol. 1989, 29, 655–669.         [ Links ]

26. Lowry, O. H.; Rosebrough, N. J.; Fair, A. P.; Randall, R. J. J. Biochemistry 1951, 193, 265–275.         [ Links ]

27. Williams, H. J.; Edwards, T. G. J. Sci. Food Agr. 1980, 31, 15–22.         [ Links ]

28. Wood, T. J. Sci. Food Agr. 1966, 17, 85–90.         [ Links ]

29. Andrews, P. Biochem. J. 1964, 91, 222–233.         [ Links ]