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Agrociencia

versão On-line ISSN 2521-9766versão impressa ISSN 1405-3195

Agrociencia vol.52 no.8 México Nov./Dez. 2018

 

Ciencia de los Alimentos

Producción de xilitol a partir de hidrolizados ácidos no detoxificados de bagazo de sorgo por Debaryomyces hansenii

Edgar Ledezma-Orozco1 

Régulo Ruíz-Salazar1 

Guadalupe Bustos-Vázquez1 

Noé Montes-García2 

Viviana Roa-Cordero3 

Guadalupe Rodríguez-Castillejos1  * 

1Departamento de Tecnología de Alimentos, Universidad Autónoma de Tamaulipas U.A.M. Reynosa-Aztlán. Calle 16 y Lago de Chapala SN. Colonia Aztlán, C.P 88740. Reynosa, Tamaulipas, México.

2Centro de Investigación Regional Noreste, INIFAP Campo Río Bravo, Km. 61 Carretera Matamoros- Reynosa C.P. 88900, Ciudad Río Bravo, Tamaulipas, México.

3Universidad de Santander, Campus Universitario Lagos del Cacique, calle 70 No 55-210 Bucaramanga, Santander, Colombia.

Resumen

La producción industrial de xilitol se realiza por hidrogenación química de D-xilosa y es un proceso costoso. Una vía alternativa es la fermentación de residuos lignocelulósicos por levaduras como Debaryomyces hansenii (Zopf) Lodder y Kreger-van Rij. Por ello, en el presente estudio se evaluó la obtención de xilitol a partir de bagazo de sorgo, en medios detoxificados y sin detoxificar. En el estudio se hidrolizó bagazo de sorgo blanco [Sorghum bicolor (L.) Moench.], variedad RB-Paloma con H2SO4 al 2, 4 y 6 %; relación sólido líquido 1:6, 1:8 y 1:10 ; todos los tratamientos a 120 °C por 80 min. Los hidrolizados se neutralizaron y se utilizaron para evaluar la producción de xilitol; los medios de cultivo contenían 30, 40 o 50 g L-1 xilosa, se inocularon con D. hansenii y se incubaron a 30 y 35 °C, 150 y 200 RPM por 96 h. Además, los datos se analizaron con ANDEVA y prueba de medias (p≤0.05). La concentración máxima de xilitol en los medios detoxificados fue 28.8 g L-1 (40 g xilosa, 35 °C, 200 rpm) y en los no detoxificados se encontró un máximo de 29.23 g L-1 (30 g xilosa, 35 °C, 150 rpm). El bagazo evaluado podría aprovecharse para obtener xilosa con uso potencial en medios para fermentación, además los resultados sugieren que D. hansenii puede mtabolizar xilosa en presencia de ácido acético y furfural.

Palabras clave: xilitol; Debaryomyces hansenii; Sorghum bicolor; detoxificación

Introducción

El xilitol (C5H12O5) es un azúcar-alcohol pentahidroxilado presente en cantidades menores a 405 mg en algunas frutas y vegetales (Mäkinen y Söderling, 1980), se usa como edulcorante en alimentos procesados y es un sustituto de sacarosa para diabéticos ya que su metabolismo es independiente de insulina. En la industria farmacéutica se usa como agente anticariogénico y para reducir el riesgo de otitis media (de Albuquerque et al., 2014; Vernacchio et al., 2014). La vía química para obtener xilitol incluye reducción de xilosa en un proceso de hidrogenación entre 80 y 140 °C y presión superior a 50 atm. Este proceso es costoso y produce compuestos secundarios, por lo que la síntesis con microorganismos que produzcan xilosa reductasa y xilitol deshidrogenasa son una alternativa para la obtención de xilitol (Prakasham et al., 2009; de Albuquerque et al., 2014; Pappu y Gummadi, 2017; Sena et al., 2017). Las fuentes renovables de carbono se pueden usar como materia prima para la obtención de xilosa, por ejemplo, los residuos madereros y agrícolas con alto contenido de lignocelulosa, el componente estructural más importante de las plantas, está formada de hemicelulosa, lignina y celulosa (Koutinas et al., 2014; Pal et al., 2013) y al ser hidrolizadas la xilosa destaca como el principal monosacárido. La biomasa lignocelulósica tiene gran potencial en la biotecnología para obtener metabolitos de interés industrial; por ello la conversión de xilosa a xilitol es importante porque añade valor agregado a la cadena de producción (de Arruda et al., 2011; Prakash et al., 2011).

Las levaduras son los microorganismos candidatos para la fermentación de xilosa y destacan los géneros Pichia sp., Candida sp. y Debaryomyces sp. (Pérez-Bibbins et al., 2014; Pappu y Gummadi, 2017). El rendimiento de xilitol depende de la concentración de xilosa, la temperatura, pH, aireación, los cuales son importantes para el correcto transporte de xilosa al interior celular y el funcionamiento de las enzimas involucradas en la conversión; además, la mayoría de las levaduras productoras de xilitol presentan una baja tolerancia a compuestos tóxicos como furanos y ácido acético (Pappu y Gummadi, 2016; López-Linares et al., 2018). Por tal motivo, si la fuente de carbono se obtiene de biomasa lignocelulósica es importante evaluar la presencia de estos compuestos inhibidores, los cuales se producen al hidrolizar la lignocelulosa con ácidos o bases o con temperaturas de reacción altas. Estos compuestos causan la formación de radicales libres, lo cual daña el ADN, proteínas y membrana celular de levaduras y, además, disminuyen la resistencia a sales y azúcares. Pero ciertas levaduras son resistentes a estos compuestos y pueden metabolizar las fuentes de carbono bajo condiciones de estrés (Allen et al., 2010; Field et al., 2015). Estos compuestos pueden eliminarse con métodos de resinas de intercambio, tratamientos con bases, carbón activado, además de filtración o centrifugación posterior después de alguno de estos procesos (Chandel et al., 2013).

El objetivo principal de este estudio fue obtener xilosa de bagazo de sorgo y evaluar la producción de xilitol por Debaryomyces hansenii utilizando los hidrolizados obtenidos, con sin y tratamiento de detoxificación, para evaluar la resistencia de la levadura a compuestos inhibidores. La hipótesis fue que la xilosa presente en los hidrolizados es una fuente de carbono adecuada para la producción de xilitol y la levadura incrementa el rendimiento en presencia de compuestos inhibidores.

Materiales y métodos

Materia prima

El bagazo de sorgo [Sorghum bicolor (L.) Moench.], variedad RB-Paloma fue donado por el Instituto Nacional de Investigaciones Agrícolas y Pecuarias, Campo Experimental Río Bravo, Tamaulipas, México. El bagazo se cortó en trozos de 5 cm de largo, se secó en estufa con aireación a 60 °C por 24 h, se molió y tamizó para obtener partículas con diámetro aproximado de 500 mm.

Estudios preliminares

Dado que el pretratamiento más utilizado para la hidrólisis ácida es la molienda para obtener una mayor superficie de contacto, se determinó la factibilidad de usar una harina fina (tamaño de partícula ≤0.05 µm) y una más gruesa (≥500 mm, producto del tamizado), o usar una mezcla de ambas harinas en proporción 1:1 para aprovechar todo el residuo. Una hidrólisis se realizó en las siguientes condiciones: ácido sulfúrico al 4 % por 80 min a 120 °C, con una relación sólido-líquido de 1:6 con los tres tratamientos; estas condiciones se seleccionaron de acuerdo con los estudios de Aguilar et al. (2002), Téllez-Luis et al. (2002) y Sepúlveda-Huerta et al. (2006).

Hidrólisis y detoxificación

La hidrólisis se realizó con ácido sulfúrico, en las siguientes condiciones: ácido 2, 4 y 6 %; relación sólido/líquido de 1:6, 1:8 y 1:10. El tiempo de reacción y temperatura fueron constantes, 80 min y 120 °C, respectivamente; y nueve tratamientos de hidrólisis de harina de bagazo de sorgo (Cuadro 1).

Cuadro 1 Condiciones de hidrólisis ácida de harina de bagazo de sorgo RB Paloma. 

Clave de tratamiento Ácido sulfúrico (%) Relación sólido:líquido
TH1 2 1:6
TH2 4 1:6
TH3 6 1:6
TH4 2 1:8
TH5 4 1:8
TH6 6 1:8
TH7 2 1:10
TH8 4 1:10
TH9 6 1:10

Después, se seleccionaron las mejores condiciones de hidrólisis, los jarabes obtenidos fueron divididos en dos partes iguales, y una fue tratada con carbón activado para eliminar compuestos inhibidores, furfural y ácido acético. Las condiciones de detoxificación fueron las siguientes: pH 5, con un tiempo de 45 min y carga de carbón activado al 1.5. La otra parte de los jarabes no fue detoxificada, con la finalidad de evaluar el crecimiento de la levadura en presencia de furfural y ácido acético. Luego se ajustó el pH de los hidrolizados con carbón activo y de los no tratados; se adicionó carbonato de calcio (CaCO3) seguido por una filtración al vacío y se midió con un potenciómetro (Ultra Basic UB-10 Denver Instrument). Una muestra de 50 g de la mezcla jarabe-carbón activado se puso en matraces de 250 mL, se agitaron a 150 rpm y 45 °C en una incubadora. Después las muestras se centrifugaron a 10 000 rpm por 10 min, y se analizó la concentración de xilosa, ácido acético, furfural, antes y después de la adición de carbón activado. La concentración de xilosa y ácido acético se determinaron mediante Cromatografía Líquida de Alta Eficacia (HPLC HP-1100) utilizando una columna Transgenomic ION-300, con una temperatura de horno de 45 ºC, y elución isocrática de 0.4 mL min-1 de flujo de fase móvil (H2SO4 0,0025 M). La concentración de furural se midió mediante espectrofotometría de UV-vis (UV-1800 Shimadzu) a una longitud de onda de 270 nm.

Microorganismo y medio de cultivo

La cepa liofilizada de D. hansenii NRRL Y-7426 se reactivó en matraces Erlenmeyer con 100 mL de medio con xilosa (30 g L-1), peptona (5 g L-1) y extracto de levadura (3 g L-1), se ajustó el pH a 5.5, se incubó a 28 °C, con agitación a 150 rpm por 48 h. Después se evaluó la producción de xilitol en los medios a base de xilosa producto del hidrolizado ácido de bagazo de sorgo.

Producción de xilitol

La producción de xilitol por D. hansenii se evaluó en medios con hidrolizados detoxificados y sin detoxificar con 30, 40 y 50 g L-1 de xilosa, a 30 y 35 °C y una velocidad de agitación de 120 y 200 rpm, la concentración de xilitol se midió desde el tiempo cero hasta 96 h de fermentación, cada 12 h. Las variables determinadas fueron el rendimiento o factor de conversión (YP/S, g xilitol producido por g xilosa consumida) y productividad volumétrica (Qp, g xilitol producido por L de medio en 1 h). La concentración de xilitol fue medida por HPLC utilizando las mismas condiciones que las mencionadas para xilosa.

Con los datos se realizó ANDEVA multifactorial para determinar el efecto de las variables independientes sobre la composición del hidrolizado y producción de xilitol. Las diferencias entre los tratamientos se evaluaron con un análisis de comparación de medias de Fisher (p≤0.05).

Resultados y discusión

Los análisis practicados a las harinas fina y gruesa obtenidas del residuo de cosecha de sorgo en su totalidad, no mostraron diferencia significativa sobre la concentración de xilosa obtenida, comparado con la hidrólisis de la harina con partículas de menor tamaño (Cuadro 2).

Cuadro 2 Concentración de xilosa obtenida de la hidrólisis de los diferentes tipos de harina de bagazo de sorgo. 

Tipo de harina Xilosa (g L-1)
Harina fina (HF) 45.7 ± 2.42a
Harina gruesa (HG) 50.91 ± 1.96a
Proporción 1:1 (HF:HG) 45.38 ± 2.93a

No hubo diferencia significativa entre tratamientos (Fisher; p>0.05)

Hidrólisis ácida de bagazo de sorgo RB-Paloma y detoxificación

El tratamiento TH3 (H2SO4 al 6 %, 120 °C por 80 min y relación sólido/líquido 1:6) produjo la mayor concentración de xilosa (63.82 ± 0.78 g L-1), mientras que la concentración más baja se obtuvo en el TH7 con 23.09 ± 4.56 g L-1, con 2 % de H2SO4 a 120 °C por 80 min en relación 1:10 (Cuadro 3). Esta cantidad de xilosa es similar a la reportada por Téllez-Luis et al. (2001) con una concentración de 16 g L-1 de xilosa con la hidrólisis ácida de paja de sorgo rojo con H2SO4 al 6 %, por 60 min y 120 °C. Herazo et al. (2009) hidrolizaron cascarilla de arroz con H2SO4 al 2 % por 30 min y obtuvieron 32.5 g L-1 de azúcares reductores y 9.9 g L-1 de xilosa.

Cuadro 3 Concentración de xilosa, ácido acético y furfural en los jarabes ácidos de sorgo, variedad RB Paloma. 

Tratamiento Xilosa g L-1 Ácido acético g L-1 Furfural g L-1
TX1 44.60c ± 0.48 9.47b ± 0.53 5.81c ± 0.20
TX2 51.22c ± 0.31 11.07a,b ± 0.53 8.06b ± 0.24
TX3 63.82a ± 0.78 11.62a ± 0.51 9.77a ± 0.39
TX4 25.43d ± 0.46 4.22d ± 0.54 4.25d ± 0.30
TX5 44.40c ± 0.78 7.99c ± 0.66 6.39c ± 0.38
TX6 51.36c ± 7.42 9.04b,c ± 0.55 7.98b ± 0.49
TX7 23.09d ± 4.56 4.30d ± 0.56 4.15d ± 0.27
TX8 39.56c ± 4.64 10.03b ± 0.49 6.03c ± 0.02
TX9 61.46b ± 0.82 10.24b ± 0.27 7.97a,b,c ± 1.48

a,b,c,d: Letras distintas en una columna indican diferencias significativas entre tratamientos (Fisher; p≤0.05)

±Desviación estándar (95 %)

Para el crecimiento de D. hansennii y producción de xilitol se usaron las condiciones de hidrólisis del tratamiento TH9 porque produjo menor cantidad de furfural y ácido acético. Estos compuestos resultan de la degradación de lignina y actúan como inhibidores del crecimiento microbiano al reducir el metabolismo (Mussatto y Roberto, 2004; Oliva et al., 2006; Pereira et al., 2011); en consecuencia es importante tener valores bajos de estos compuestos tóxicos. Las fermentaciones se realizaron en medios detoxificados y sin detoxificar, con el propósito de evaluar el crecimiento de la levadura en presencia de compuestos inhibidores, y así disminuir costos y tiempo de producción.

Detoxificación

Con el proceso de detoxificación con carbón activado, el ácido acético y furfural disminuyeron en 72 y 65.5 %, respectivamente (Cuadro 4). Kamal et al. (2011) realizaron hidrólisis ácida de tronco de palma, después los jarabes obtenidos se detoxificaron con 1 y 2.5 % de carbón activado, y se encontró una reducción máxima de 58 % de furfural con 2.5% de carbón activado. Villarreal et al. (2006) efectuaron realizaron hidrólisis ácida de residuos de eucalipto y reportaron una reducción de 100 y 10.6 % de furfural y ácido acético, respectivamente, utilizando 5 % de carbón activado a un pH de 5.5.

Cuadro 4 Concentración de compuestos inhibidores en el hidrolizado antes y después de la detoxificación. 

Condición Furfural g L-1 Ácido acético g L-1
Antes de detoxificar 7.97± 1.48a 10.24 ± 0.27a
Después de detoxificar 2.27±0.27b 3.53 ± 1.64b

a,b: Letras distintas en una columna indican diferencias estadísticamente significativas entre tratamientos (Fisher; p≤0.05)

±Desviación estándar (95 %)

Con el objetivo de evaluar cual de los dos factores (concentración de ácido, relación sólido/líquido o ambos) tenían mayor efecto sobre la concentración de xilosa obtenida, se realizó un ANDEVA de dos vías con 95 % de confianza. El resultado mostró que el porcentaje de ácido fue el factor principal en las hidrólisis realizadas (p≤0.05), y en el presente estudio la relación sólido/líquido no muestra diferencia significativa (p>0.05) entre tratamientos (Cuadro 5).

Cuadro 5 Análisis de varianza de los factores involucrados en la obtención de xilosa. 

Fuentes de variación Suma de Cuadrados G.L Cuadrados Medios F p ≤
Ácido sulfúrico, % 1162.62 2 581.309 17.98 0.0100
Relación s/l 305.479 2 152.739 4.72 0.0885
Residuos 129.311 4 32.3277
Total 1597.41 8

Relación sólido/líquido

Producción de xilitol en medios detoxificados y sin detoxificar

La mayor concentración de xilitol en los medios detoxificados con carbón activado se obtuvo en el TH8 (40 g xilosa, 35 °C, 200 rpm) con 28.8 g L-1 a las 48 h de fermentación; mientras que en los medios no detoxificados, el TH11 (30 g xilosa, 35 °C, 150 rpm) produjo una concentración máxima de 29.23 g L-1 a las 48 h. La concentración de xilitol fue similar en los medios con hidrolizados no detoxificados y detoxificados. Aunque Carvalheiro et al. (2005) mencionan que la producción de xilitol es favorecida por altas concentraciones de xilosa, en nuestro estudio la menor concentración de xilitol fue en el medio con 50 g L-1 de la fuente de carbono. Carvalheiro et al. (2005) realizaron tratamientos de detoxificación en hidrolizados ácidos de cascarilla de arroz, y encontraron que el uso de resina de intercambio iónico eliminaba la mayor concentración de furfural, pero los medios diseñados con estos hidrolizados detoxificados tuvieron bajo rendimiento de xilitol (0.51 g g-1). Esto puede deberse a que estos procesos eliminan compuestos inhibidores, pero también otros compuestos, como minerales, que pueden servir como factores de crecimiento para la levadura.

La concentración máxima de xilitol fue 29.23 g L-1 (Cuadro 6) y se obtuvo con hidrolizado sin detoxificar, aunque el proceso de detoxificación mejora la capacidad de fermentación de los microorganismos en medios a base de hidrolizados lignocelulósicos (Alriksson et al., 2011; Cavka y Jönsson, 2013). Los tratamientos 1 al 8 corresponden a fermentaciones en medios con hidrolizados detoxificados, mientras que del 9 a 19 corresponden a los no detoxificados. Una vez alcanzada la máxima producción de xilitol la concentración de xilosa disminuye debido a la conversión de este a xilitol, ya que este último es un metabolito primario, lo cual significa que está relacionado con el crecimiento de la levadura; es decir, D. hansenii utiliza xilosa como fuente de carbono para poder crecer y por ello la relación xilosa-crecimiento es inversamente proporcional. Por tanto, es importante establecer el tiempo de fermentación óptimo, porque cuando el microorganismo entra a fase estacionaria desciende la concentración del metabolito.

Cuadro 6 Condiciones de fermentación empleadas para la producción de xilitol y parámetros fermentativos. 

Tratamiento Xilosa g L-1 Temp (°C) RPM Detox T (h) Xilitol (g L-1) YP/S (g g-1) Qp (g L-1 h-1)
TX1 30 30 150 HD 36 23.58 ±° 5.50a,b 0.84 ± 0.16a 0.49 ± 0.11d
TX2 30 30 200 HD 36 28.41 ± 2.90ª,b 1.18 ± 0.40a 0.79 ± 0.01c
TX3 30 35 150 HD 48 23.8 ± 2.37b 0.89 ± 0.06a 0.5 ± 0.05d
TX4 30 35 200 HD 36 25.56 ± 5.47a,b 0.97 ± 0.01a 0.71 ± 0.02c
TX5 40 30 150 HD 48 27.97 ± 5.55a,b 0.78 ± 0.37a 0.58 ± 0.28b,c
TX6 40 30 200 HD 36 23.42 ± 4.64a,b 0.85 ± 0.20a 0.65 ± 0.16c
TX7 40 35 150 HD 36 26.79 ± 3.03a,b 0.73 ± 0.13a 0.74 ± 0.08c
TX8 40 35 200 HD 48 28.86 ± 8.98a,b 0.82 ± 0.25a 0.6 ± 0.19c
TX9 30 30 150 HND 24 25.99 ± 4.49a,b 1.03 ± 0.14a 1.08 ± 0.09a
TX10 30 30 200 HND 48 22.73 ± 5.20a,b 0.82 ± 0.21a 0.47 ± 0.16d
TX11 30 35 150 HND 48 29.23 ± 2.64a,b 1.16 ± 0.06a 0.61 ± 0.02d
TX12 30 35 200 HND 24 26.4 ± 4.48a,b 1.01 ± 0.13a 1.1 ± 0.09a
TX13 40 30 150 HND 36 23.4 ± 4.46a,b 0.68 ± 0.15a 0.97 ± 0.06a
TX14 40 30 200 HND 48 22.74 ± 4.42a,b 0.66 ± 0.13a 0.47 ± 0.09d
TX15 40 35 150 HND 24 27.07 ± 9.65a,b 0.78 ± 0.35a 1.13 ± 0.25a
TX16 40 35 200 HND 36 19.22 ± 1.09c 0.51 ± 0.01b 0.53 ± 0.01d
TX17 50 30 150 HND 24 15.93 ± 2.43c 0.35 ± 0.07d 0.66 ± 0.05c
TX18 50 30 200 HND 24 20.44 ± 4.60b 0.43 ± 0.01c,d 0.85 ± 0.01b
TX19 50 35 200 HND 24 21.78 ± 0.38a,b 0.45 ± 0.01c 0.91 ± 0.01a

a,b,c,d Letras distintas en una columna indican diferencias significativas entre los tratamientos (Fisher; p≤0.05); °Desviación estándar (95 %); RPM: revoluciones por minuto; HD: hidrolizado detoxificado; HND: hidrolizado no detoxificado; YP/S: Factor de rendimiento y Qp: productividad volumétrica

Se muestra el tiempo al cual se obtuvo la máxima concentración de xilitol en cada tratamiento

Dentro de los métodos más comunes de detoxificación está el ajuste de pH con carbonato de calcio, seguido de adsorción con carbón activado (Carvalheiro et al., 2005). Greetham et al. (2016) mencionan que una concentración baja de ácido acético ejerce un efecto antagónico contra furfural, lo cual permite que la levadura crezca bajo estas condiciones de estrés.

Villarreal et al. (2006) realizaron una hidrólisis con residuo hemicelulósico de eucalipto (Eucalyptus grandis) y usaron una cepa de Candida guilliermondii encargada de la conversión de xilosa; la máxima concentración de xilitol alcanzada fue 32.7 g L-1 a las 48 h de fermentación, con un rendimiento de 0.57 g g-1 y Qp de 0.68 g L-1 h-1. Mussatto y Roberto (2001) hidrolizaron paja de arroz con 0.1 M H2SO4 a 121 °C por 20 min y una relación sólido/líquido 1:10, y para la conversión de xilosa por C. guilliermondii FTI 20037 usaron 20 g L-1 de xilosa en los medios de cultivo y obtuvieron 0.72 g g-1 y productividad volumétrica de 0.61 g L-1 h-1.

Carvalheiro et al. (2006) evaluaron la producción de xilitol por D. hansenii en medios a base de hidrolizados ácidos de granos de cervecería, procesaron hidrolizados detoxificados con carbón activado y no detoxificados, y los valores para YP/S obtenidos fueron 0.51 y 0.5 g g-1 y para Qp 0.29 y 0.33 g L-1 h-1 en medios detoxificados y no detoxificados, respectivamente. Esas cantidades son menores a las de nuestro estudio: máximos de 1.16 g g-1 y 1.13 g L-1 h-1 para YP/S y Qp respectivamente, a las 24 h de fermentación en medio sin detoxificar; en hidrolizado detoxificado los valores de YP/S y Qp máximos fueron 1.18 g g-1 y 0.79 g L-1 h-1. La tendencia en ambos estudios fue similar en cuanto a mayor productividad volumétrica de xilitol desde medios no detoxificados. Huang et al. (2011) aislaron la cepa de C. tropicalis JH030 desde lodos residuales de una planta productora de bioetanol, evaluaron su crecimiento y producción de xilitol en medios no detoxificados de paja de arroz y reportaron un YP/S= 0.71 g g-1. En nuestro estudio los medios a base de bagazo de sorgo blanco variedad RB-Paloma, aún sin detoxifcar, son fuente considerable de carbono para el proceso de crecimiento de D. hansenii y su conversión de xilosa a xilitol debido a un buen rendimiento y productividad volumétrica, que es superior a lo reportado en otros estudios con materiales lignocelulósicos.

Wang et al. (2011) emplearon hidrolizados de mazorca de maíz y realizaron fermentaciones a 150 y 200 rpm con 140 g L-1 de xilosa y temperatura de 30 °C; la mayor cantidad de xilitol se obtuvo con 200 rpm, y una Qp de 2.12 g L-1 h-1 a las 24 h de fermentación. Aunque la productividad volumétrica es el doble de la obtenida en nuestro estudio, la concentración de xilosa empleada es casi cinco veces mayor, lo cual aumenta los costos de producción.

Por último, con las concentraciones máximas de cada tratamiento de fermentación se realizó un ANDEVA multifactorial con 95 % de confianza y no se encontraron diferencias significativas (Cuadro 7). Así, con estos resultados se estima que no existe diferencia entre utilizar hidrolizados detoxificados o no detoxificados, lo cual significa un aumento potencial en la producción de xilitol con reducción de tiempo, costo y materiales al eliminar el proceso de detoxificación en los hidrolizados.

Cuadro 7 Análisis de varianza para xilitol. 

Fuente de variación Suma de cuadrados G. L. Cuadrado medio del error Razón-F p≤
Efectos principales
A: xilosa 53.0942 2 26.5471 3.09 0.0797
B: temperatura 10.1644 1 10.1644 1.18 0.2963
C: rpm 1.113 1 1.113 0.13 0.7246
D: detox 8.42451 1 8.42451 0.98 0.3399
Residuos 111.579 13 8.58298
Total (corregido) 222.413 18

Conclusiones

El bagazo de sorgo blanco variedad RB-Paloma puede aprovecharse para obtener xilosa para medios de fermentación. En este estudio se demuestra que no hay diferencia entre la obtención de xilosa en harina gruesa, fina o una mezcla de ellas. La concentración de ácido sulfúrico es el factor de mayor impacto en las hidrólisis, porque al aumentarla se obtiene una mayor concentración de xilosa. En el hidrolizado de bagazo de sorgo RB-Paloma la xilosa presente es una buena fuente de carbono para para la producción de xilitol por D. hansenii.

La detoxificación permite reducir el contenido de furfural y ácido acético que en altas concentraciones inhiben el crecimiento de microorganismos para la fermentación; sin embargo, D. hansenii pudo nonmetabolizar xilosa en presencia de estos compuestos inhibidores. Lo anterior muestra el potencial de este residuo agrícola para elaborar medios de fermentación, como una alternativa en la producción de xilitol.

Agradecimientos

El autor principal expresa su agradecimiento al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología de México por la beca otorgada (No. 393704). Este proyecto fue financiado por la Secretaría de Educación Pública (Apoyo a la Incorporación de Nuevos PTC UAT-PTC-169).

Literatura citada

Aguilar R., J. A. Ramírez, G. Garrote, and M. Vázquez. 2002. Kinetic study of the acid hydro-lysis of sugar cane bagasse. J. Food Eng. 55: 309-318. [ Links ]

Allen S. A., W. Clark, J. M. McCaffery, Z. Cai, A. Lanctot, P. J. Slininger, and S. W. Gorsich. 2010. Furfural induces reactive oxygen species accumulation and cellular damage in Saccharomyces cerevisiae. Biotechnol. Biofuels 3: 1-2. [ Links ]

Alriksson B., A. Cavka, and L. J. Jönsson. 2011. Improving the fermentability of enzymatic hydro-lysates of lignocellulose through chemical in-situ detoxification with reducing agents. Bioresource Technol. 102: 1254-1263. [ Links ]

Carvalheiro F., L. C. Duarte, S. Lopes, J. C. Parajó, H. Pereira, and F. M. Girio. 2005. Evaluation of the detoxification of brewery’s spent grain hydrolysate for xylitol production by Debaryomyces hansenii CCMI 941. Process Biochem. 40: 1215-1223. [ Links ]

Cavka A., and L. J. Jönsson. 2013. Detoxification of lignocellulosic hydrolysates using sodium borohydride. Bioresource Technol. 136: 368-376. [ Links ]

Chandel A. K., S. S. Da Silva, and O. V. Singh. 2013. Detoxification of lignocellulose hydro-lysates: biochemical and metabolic engineering toward white biotechnology. Bioenergy Res. 6: 388-401. [ Links ]

de Albuquerque T. L., I. J. da Silva, G. R. de Macedo, and M. V. P. Rocha. 2014. Biotechnolo-gical production of xylitol from lignocellulosic wastes: a review. Process Biochem. 49: 1779-1789. [ Links ]

de Arruda P. V., C. L. B. Rodrigues, D. D. V. da Silva, and M. D. G. de Almeida-Felipe. 2011. Evaluation of hexose and pentose in pre-cultivation of Candida guilliermondii on the key enzymes for xylitol production in sugarcane hemicellulosic hydrolysate. Biodegradation 22: 815-822. [ Links ]

Field S. J., P. Ryden, D. Wilson, S. A. James, I. N. Roberts, D. J. Richardson, and T. A. Clarke. 2015. Identification of furfural resistant strains of Saccharomyces cerevisiae and Saccharomyces paradoxus from a collection of environmental and industrial isolates. Biotechnol. Biofuels 8: 1-8. [ Links ]

Greetham, D., Hart, A. J., Tucker, G. A. 2016. Presence of low concentrations of acetic acid improves yeast tolerance to hydroxymethylfurfural (HMF) and furfural. Biomass & Bioenergy 85:53-60 [ Links ]

Herazo, I. C., D. Ruiz, and G. S. Arrazola. 2009. Bioconversión de xilosa a xilitol por Candida guilliermondii empleando cascarilla de arroz (Oriza sativa). Temas Agrarios 14: 1-18 [ Links ]

Huang, C. F., Y. F. Jiang, G. L. Guo, and W. S. Hwang. 2011. Development of a yeast strain for xylitol production without hydrolysate detoxification as part of the integration of coproduct generation within the lignocellulosic ethanol process. Bioresource Technol. 102: 3322-3329. [ Links ]

Koutinas A. A., A. Vlysidis, D. Pleissner, N. Kopsahelis, I. L. Garcia, I. K. Kookos, and C. S. K. Lin. 2014. Valorization of industrial waste and by-product streams via fermentation for the production of chemicals and biopolymers. Chem. Soc. Rev. 43: 2587-2627. [ Links ]

López-Linares, J. C., I. Romero, C. Cara, E. Castro, and S. I. Mussatto. 2018. Xylitol production by Debaryomyces hansenii and Candida guilliermondii from rapeseed straw hemicellulosic hydrolysate. Bioresource Technol. 247: 736-743. [ Links ]

Mäkinen K. K., and E. Söderling. 1980. A quantitative study of mannitol, sorbitol, xylitol and xylose in wild berries and commercial fruits. J. Food Sci. 45: 367-371. [ Links ]

Mussatto S. I., and I. C. Roberto. 2004. Alternatives for detoxification of diluted-acid lignocellulosic hydrolyzates for use in fermentative processes: a review. Bioresource Technol. 93: 1-10. [ Links ]

Oliva J. M., M. J. Negro, F. Saez, I. Ballesteros, P. Manzanares, A. Gonzalez, A., and M. Ballesteros. 2006. Effects of acetic acid, furfural and catechol combinations on ethanol fermentation of Kluyveromyces marxianus. Process Biochem. 41: 1223-1228. [ Links ]

Pal S., V. Choudhary, A. Kumar, D. Biswas, A. K. Mondal, and D. K. Sahoo. 2013. Studies on xylitol production by metabolic pathway engineered Debaryomyces hansenii. Bioresource Technol. 147: 449-455. [ Links ]

Pappu S. M. J., and S. N. Gummadi. 2017. Artificial neural network and regression coupled genetic algorithm to optimize parameters for enhanced xylitol production by Debaryomyces nepalensis in bioreactor. Biochem. Eng. J. 120: 136-145. [ Links ]

Pappu, S. M. J., and S. N. Gummadi. 2016. Multi response optimization for enhanced xylitol production by Debaryomyces nepalensis. 3Biotech. 6: 1-10. [ Links ]

Pereira R. S., S. I. Mussatto , and I. C. Roberto. 2011. Inhibitory action of toxic compounds present in lignocellulosic hydrolysates on xylose to xylitol bioconversion by Candida guilliermondii. J. Industr. Microbiol. Biotechnol. 38: 71-78. [ Links ]

Pérez-Bibbins B., R. P. de Souza-Oliveira, A. Torrado, M. G. Aguilar-Uscanga, and J. M. Domínguez. 2014. Study of the potential of the air lift bioreactor for xylitol production in fed-batch cultures by Debaryomyces hansenii immobilized in alginate beads. Applied Microbiol. Biotechnol. 98: 151-161. [ Links ]

Prakash G., A. J. Varma, A. Prabhune, Y. Shouche, and M. Rao. 2011. Microbial production of xylitol from D-xylose and sugarcane bagasse hemicellulose using newly isolated thermotolerant yeast Debaryomyces hansenii. Bioresource Technol. 102: 3304-3308. [ Links ]

Prakasham R. S., R. S. Rao, and P. J. Hobbs. 2009. Current trends in biotechnological production of xylitol and future prospects. Current trends Biotechnol. Pharm. 3: 8-36. [ Links ]

Sena L. M., C. G. Morais, M. R. Lopes, R. O. Santos, A. P. Uetanabaro, P. B. Morais, and C. A. Rosa. 2017. d-Xylose fermentation, xylitol production and xylanase activities by seven new species of Sugiyamaella. Antonie van Leeuwenhoek. 110: 53-67. [ Links ]

Sepúlveda-Huerta E., S. J. Téllez‐Luis, V. Bocanegra‐García, J. A. Ramírez, and M. Vázquez. 2006. Production of detoxified sorghum straw hydrolysates for fermentative purposes. J. Sci. Food Agric. 86: 2579-2586. [ Links ]

Téllez-Luis S. J., J. A. Ramírez, and M. Vázquez. 2002. Mathematical modelling of hemi-cellulosic sugar production from sorghum straw. J Food Eng. 52: 285-291. [ Links ]

Vernacchio L., M. J. Corwin, R. M. Vezina, S. I. Pelton, H. A. Feldman, T. Coyne-Beasley, and A. A. Mitchell. 2014. Xylitol syrup for the prevention of acute otitis media. Pediatrics 133: 289-295. [ Links ]

Villarreal M. L. M., A. M. R. Prata, M. G. A. Felipe, and J. A. E. Silva. 2006. Detoxification procedures of eucalyptus hemicellulose hydrolysate for xylitol production by Candida guilliermondii. Enzyme Microb. Technol. 40: 17-24. [ Links ]

Wang L., M. Yang, X. Fan, X. Zhu, T. Xu, and Q. Yuan. 2011. An environmentally friendly and efficient method for xylitol bioconversion with high-temperature-steaming corncob hydrolysate by adapted Candida tropicalis. Process Biochem. 46: 1619-1626. [ Links ]

Recibido: Junio de 2017; Aprobado: Enero de 2018

*Autor responsable: gcastillejos@uat.edu.mx

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