Análisis de suelo

Al inicio del estudio (mayo 2006), en cada huerto se eligieron al azar 10 árboles y de cada uno se obtuvo una muestra compuesta por cuatro submuestras (una por cada punto cardinal) de la zona de goteo del árbol, de 0-30 cm de profundidad, ya que es el lugar de mayor abundancia de raíces finas (^{Salazar-García, Ramírez-Murillo, & Gómez-Aguilar, 1993}). De las 40 submuestras, se obtuvo una muestra compuesta a la que se le analizaron sus características físicas y químicas en un laboratorio acreditado por el programa North American Proficiency Testing (NAPT) de la Soil Science Society of America. Se le determinó textura; pH (1:2 agua) (^{McLean, 1982}); materia orgánica por el método de Walkley y Black (^{Nelson & Sommers, 1982}); N-inorgánico (^{Dahnke, 1990}); P-Bray (^{Bray & Kurtz, 1945}); K, Ca, Mg y Na extraídos con acetato de amonio (^{Doll & Lucas, 1973}); Fe, Zn, Cu y Mn por el método DTPA (^{Lindsay & Norvell, 1978}), y B por el método de agua caliente y Azometina-H (^{Bingham, 1982}). Los nutrimentos se cuantificaron con un espectrofotómetro de absorción atómica (Thermo Series S, Madison, Wisconsin, USA), con excepción del P y B, los cuales se determinaron en un espectrofotómetro (Genesys™ 20, Thermo Scientific, Madison, Wisconsin, USA).

Muestreo foliar

En cada huerto se identificaron árboles que, a juicio del productor, tenían una producción anual ≥ 100 kg, lo cual supera la media actual (11 t·ha^-1) de mango en la región (^{Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera [SIAP], 2016}). De estos árboles, se seleccionaron al azar 20 y en cada uno se etiquetaron 20 brotes de cada flujo vegetativo en estado de rompimiento de yemas (día cero). En cada cultivar de mango se estudiaron dos flujos vegetativos cuyas fechas de inicio fueron: 05 de enero para el FVP (Ataúlfo, Kent y Tommy Atkins), 22 de junio para el FVV (Ataúlfo y Kent) y 21 de Septiembre para el FVO (Tommy Atkins). Una vez establecido el día cero, se contabilizaron los días después de la brotación de la hoja (ddbh) hasta su abscisión.

Se realizaron muestreos foliares mensuales para cada flujo vegetativo, alternando entre árboles nones y pares (10 árboles por fecha de muestreo), los cuales iniciaron cuando la hoja tenía ≥ 5 cm de longitud y terminaron cuando ocurrió la senescencia y abscisión. Para evitar la contaminación de las hojas con el suelo, éstas se sujetaron del peciolo, con un hilo de algodón, al brote que las sostenía. En cada muestreo se colectaron 20 hojas completas (lámina + peciolo) y sanas por árbol, de las posiciones seis y siete basipétala. En total se realizaron 15 muestreos foliares del FVP en los tres cultivares de mango (de febrero de 2006 a abril de 2007), 12 muestreos de los cultivares Ataúlfo y Kent del FVV (de Agosto de 2006 a julio de 2007) y 12 muestreos del cultivar Tommy Atkins del FVO (de Octubre de 2006 a Septiembre de 2007). Adicionalmente, en cada muestreo se midió la longitud de la lámina de 10 hojas de cada árbol.

Las hojas se lavaron y secaron en un horno con aire forzado a 65 °C durante 48 h. Posteriormente, se trituraron en un molino de acero inoxidable (MF10, IKA^®), se tamizaron en malla núm. 1.0 (35 hoyos·cm^-2) y se enviaron al laboratorio antes mencionado para determinar las concentraciones de N-total, NO₃, P, K, Ca, Mg, S, Fe, Cu, Mn, Zn y B. La determinación de N-total se realizó mediante el método semi-microKjeldahl (^{Alcántar-González, & Sandoval-Villa, 1999}; ^{Bremner & Mulvaney, 1982}), el cual se basa en la oxidación húmeda de la materia orgánica usando ácido sulfúrico y un catalizador; mientras que para NO₃ se empleó el método de nitración con ácido salicílico (^{Alcántar-González, & Sandoval-Villa, 1999}; ^{Etchevers et al., 2000}). El K se extrajo con agua destilada y se cuantificó en un espectrofotómetro de absorción atómica (ICE 3000™, Thermo Scientific) (^{Alcántar-González, & Sandoval-Villa, 1999}; ^{Etchevers et al., 2000}). El P y S se determinaron utilizando los métodos de vanadato-molibdato amarillo y turbidimetría, respectivamente. El B se determinó por el método de calcinación azometina-H (^{Enríquez, 1989}) con un espectrofotómetro (Genesys™ 20, Thermo Scientific, Madison, Wisconsin, USA). Para el Ca, Mg, Cu, Fe, Mn y Zn se empleó el método de digestión en microondas HNO₃+HCl (^{Alcántar-González, & Sandoval-Villa, 1999}; ^{Etchevers et al., 2000}). Estos últimos nutrimentos se cuantificaron por absorción atómica en un espectrofotómetro (ICAP 7200™, Thermo Scientific).

Determinación del periodo apropiado para el muestreo foliar

En esta determinación se siguió el procedimiento descrito por ^{Salazar-García et al. (2015)}. Para cada huerto y flujo vegetativo, se generaron funciones matemáticas empleando los DDBH como variable independiente y las concentraciones de cada nutrimento como variables dependientes. La ecuación general fue: Nutrimento = β₀ + β₁D + β₂D² + β₃D³ + β₄D⁴ + β₅D⁵; donde D son los días después de la brotación y β los coeficientes matemáticos. Posteriormente, para cada nutrimento se seleccionó la mejor función matemática por orden de respuesta (del primero hasta el sexto orden) con el procedimiento “Stepwise” del programa Statistical Analysis System (^{SAS Institute, 2009}). Los criterios para elegir las mejores funciones fueron: 1) mayor valor de R², 2) menor cuadrado medio del error (CME) y 3) el valor del coeficiente de Mallows (Cp) (^{Draper & Smith, 1981}; ^{Neter, Li, & Kutner, 1985}). Una vez identificadas las mejores funciones, se calcularon sus coeficientes matemáticos (β₀,…, βn) por el procedimiento REG (^{SAS Institute, 2009}). Los valores predichos para cada día de la evolución nutrimental se calcularon sustituyendo el valor de DDBH en la ecuación general.

Una vez seleccionadas las mejores funciones matemáticas de cada nutrimento, se calcularon las derivadas para cada día. Los valores obtenidos se graficaron en SigmaPlot (^{Systat Software Inc., 2006}) para identificar los periodos de menor variación, referidos aquí como de mayor estabilidad, de cada nutriente. Los valores pueden ser positivos o negativos, y conforme se aproximan a cero la tasa de cambio de la concentración de cada nutriente es menor; por lo que el criterio para determinar el PAMF fue que el resultado de la derivada fuera igual o cercano a cero (^{Granville, Smith, & Longley, 1963}). Después, para cada cultivar de mango se elaboró una tabla con los periodos de mayor estabilidad para macro y micronutrimentos, así como los PAMF de cada flujo vegetativo.

Propiedades de los suelos

Se presentaron algunas diferencias en las características del suelo de los huertos de mango donde se realizó el estudio (Cuadro 2). Los huertos de Chacala y Atonalisco tuvieron las texturas más arcillosas. El pH del suelo varió de 4.7 en Chacala a 6.7 en Las Palmas, y en los huertos de ‘Tommy Atkins’ y ‘Kent’ (Buenavista) se ubicó dentro de los límites en los que prospera el mango (5.0 a 6.5) (^{Chávez-Contreras, Vega-Piña, Tapia-Vargas, & Miranda-Salcedo, 2001}). Por su parte, en los huertos de ‘Ataúlfo’ se registraron los pH más ácidos (4.7 a 4.9); este tipo de suelos suelen favorecer deficiencias nutrimentales foliares, principalmente de Ca y Mg (^{Salazar-García, 2002}). No se detectaron problemas de salinidad y respecto a la materia orgánica, solamente en los huertos de Buenavista el contenido fue muy bajo. Adicionalmente, fueron evidentes las concentraciones bajas y muy bajas de Ca, Mg, Zn y B, y la de Mn fue clasificada de moderadamente alta a muy alta.

Periodo apropiado para el muestreo foliar

Como los resultados del análisis foliar varían con el flujo vegetativo y la época de muestreo, ^{Rajput et al. (1985)} sugieren establecer una época adecuada de muestreo para cada flujo, esto para evitar resultados erróneos. En este trabajo, los periodos de estabilidad nutrimental foliar (PENF) mostraron diferencias entre los cultivares de mango, así como entre sus correspondientes flujos vegetativos (Cuadro 3).

‘Ataúlfo’. En el FVP, el PENF para N, P, K, Ca y Mg fue de 249 a 331 DDBH (Cuadro 3; Figura 1A), y para el S de 175 a 226 DDBH. En el caso de micronutrimentos, el PENF ocurrió entre 276 y 236 DDBH (Cuadro 3; Figura 1B). Aunque la concentración de Mn no presentó estabilidad, dicho periodo aplica para este nutrimento. Por lo anterior, tanto para macro como micronutrimentos, el PAMF se delimitó del 8 de Octubre al 2 de Diciembre (276 a 331 DDBH).

Figura 1 Longitud de hoja, valor de la derivada y periodos de estabilidad nutrimental (espacio entre las líneas verticales) para macro (A y C) y micronutrimentos (B y D) en mango ‘Ataúlfo’. Datos de dos huertos. 

Para el FVV, los macronutrimentos se estabilizaron entre 94 y 170 DDBH (Cuadro 3; Figura 1C) y los micronutrimentos entre 100 a 160 DDBH (Cuadro 3; Figura 1D). En ambos casos el PAMF fue del 30 de Septiembre al 29 Noviembre (100 a 160 DDBH; Cuadro 3). En este caso, al igual que en el FVP, el PENF de los micronutrimentos se ajustó al Mn a pesar de que en este nutrimento no se registró un periodo de estabilidad.

Para el mango ‘Manila’ cultivado en Veracruz, México, se recomienda hacer el muestreo foliar en junio-julio o Agosto-Septiembre, cuando las hojas de primavera tienen de cuatro a siete meses de edad (^{Mosqueda-Vázquez et al., 1996}). Al comparar estos resultados con los obtenidos del cv. Ataúlfo no se encontró coincidencia, ya que en ‘Ataúlfo’ el PAMF para el FVP fue cuando las hojas tenían de nueve a once meses de edad. Lo anterior evidencia la necesidad de obtener información específica para cada cultivar de mango y condición de cultivo.

‘Kent’. En este cultivar, el PENF en el FVP para macronutrimentos fue de 241 a 316 DDBH (Cuadro 3; Figura 2A) y para micronutrimentos entre 215 y 318 DDBH (Cuadro 3; Figura 2B). Al igual que en ‘Ataúlfo’, el S no mostró un PENF que coincidiera con los demás macronutrimentos; no obstante, entre 241 y 316 DDBH el valor de su derivada mostró una menor tasa de cambio. La inestabilidad del S pudo ser ocasionada por las frecuentes aspersiones de químicos que contienen este elemento para controlar enfermedades como antracnosis y cenicilla (^{Espinoza-Aburto et al., 2006}).

Figura 2 Longitud de hoja, valor de la derivada y periodos de estabilidad nutrimental (espacio entre las líneas verticales) para macro (A y C) y micronutrimentos (B y D) en mango ‘Kent’. Datos de tres huertos. 

En el FVV, el PENF para macro y micronutrimentos fue entre 96 y 150 DDBH y 75 a 157 DDBH, respectivamente (Cuadro 3; Figuras 2D y 2C). De acuerdo con lo anterior, el PAMF fue del 26 de Septiembre al 19 de Noviembre (96 a 150 DDBH) (Cuadro 3). Los muestreos foliares son apropiados con edades de hoja entre ocho a diez meses (hojas de primavera) y tres a cinco meses (hojas de verano). Estos resultados no coinciden con los reportados por ^{Benítez-Pardo et al. (2003)}, quienes para el mismo cultivar de mango, pero en el estado de Sinaloa (ubicado al norte de Nayarit), recomiendan analizar hojas de dos a cuatro meses de edad, aunque no especificaron el tipo de flujo vegetativo estudiado; además, dicho periodo de muestreo fue propuesto con un criterio visual (gráfico) y no matemático.

‘Tommy Atkins’. El PENF del FVP para macronutrimentos ocurrió de 195 a 370 DDBH y de 261 a 365 DDBH para micronutrimentos (Cuadro 4; Figuras 3A y 3B). Para el FVO, el PENF para macro y micronutrimentos fue de 256 a 282 DDBH y de 258 a 284 DDBH, respectivamente (Cuadro 4; Figuras 3C y 3D). De acuerdo con esto, el PAMF del FVP fue del 23 de Septiembre al 05 de enero (261 a 365 DDBH) y del 6 al 30 de junio (258 a 282 DDBH) para FVO (Cuadro 4). Este último resultado difiere de lo mencionado por ^{Rajput et al. (1985)}, ya que sugieren que en climas subtropicales el mes para realizar muestreo de hojas del FVO es Octubre (abril en el hemisferio norte).

Figura 3 Longitud de hoja, valor de la derivada y periodo de estabilidad nutrimental (espacio entre las líneas verticales) para macro (A y C) y micronutrimentos (B y D) en mango ‘Tommy Atkins’. Datos de dos huertos. 

No se encontró información disponible de mango sobre periodos de muestreo para hojas del FVV; probablemente porque el FVP, que ocurre después de la floración, es el más importante en la mayoría de las regiones productoras de mango.