Material vegetal

Se colectaron 200 frutos de pitaya (Stenocereus pruinosus (Otto) Buxbaum) con pulpa roja y 200 con pulpa naranja en Tepexi de Rodríguez, Puebla, México (18° 35’ 46’’ LN, 97° 55’ 48 LO; 1,644 msnm) en madurez comercial, la cual ocurrió cuando las espinas se desprendían con facilidad y la cáscara se había tornado brillosa (Figura 1).

Organización del experimento

Los frutos se sumergieron en solución de NaClO (500 mg∙L^-1) por 5 min con el propósito de reducir la carga microbiana. Posteriormente, se secaron con papel absorbente y se pesaron. De cada variante se eligieron 150 frutos libres de defectos y con tamaño uniforme. Se removieron las espinas de la mitad de los frutos y se formaron los siguientes tratamientos: frutos de pulpa roja con espinas (RcE) y sin espinas (RsE), y frutos con pulpa naranja con espinas (NcE) y sin espinas (NsE). Todos los frutos se almacenaron a 12 ºC por 21 días, durante ese tiempo la humedad relativa alcanzó 76 %.

El día en que inició el almacenamiento (0 d) se muestrearon cinco frutos de cada tratamiento con objeto de hacer una caracterización inicial. Cada tercer día se retiraron seis frutos de cada tratamiento del cuarto de almacenamiento y se formaron tres unidades experimentales con dos frutos cada una. Esto último con el fin de realizar una caracterización en términos de pérdida de peso, color, tasa de respiración, firmeza, contenido de sólidos solubles totales (SST), pH, acidez titulable, contenido de betalaínas, contenido de fenoles solubles totales (FST) y actividad antioxidante.

Variables físicas y fisiológicas

El peso se evaluó con una balanza digital (Ohaus, EE.UU.) con precisión de 0.1 g. La pérdida acumulativa de peso se determinó en porcentaje (% PP) con base en la condición inicial. El color se midió en la cáscara y en la pulpa del fruto con un colorímetro Hunter Lab (Mini Scan XE Plus 45/0-L, EE.UU.) y se expresó en ángulo de tono (h°), cromaticidad (C^*) y luminosidad (L^*) (^{McGuire, 1992}).

La tasa de respiración se evaluó con un método estático (^{Hernández-Muñoz, Almenar, del Valle, Velez, & Gavara, 2008}). Se colocó la unidad experimental en un recipiente hermético durante 45 min para determinar el cambio en la concentración de CO₂ . Para lo anterior se obtuvieron muestras gaseosas de 3 mL del espacio de cabeza de los recipientes y se colocaron en tubos de vidrio de 7 mL, junto con 4 mL de una solución de bicarbonato de sodio que contenía azul de bromotimol como indicador. Se aplicó agitación durante 15 s y la absorbancia se midió con un espectrofotómetro (Perkin Elmer Lambda 25 UV/Vis, EE.UU.) a 615 nm. Se prepararon mezclas de CO₂ con concentraciones en el rango de 0.2 a 12.5 % con objeto de construir una curva estándar, la cual se usó para cuantificar la concentración de CO2 en el espacio de cabeza de las muestras (^{García-Cruz et al., 2016}). Posteriormente, con base en el peso del fruto (m_fr), volumen libre del recipiente (V_L) y tiempo trascurrido (Δt = 45 min = 0.75 h), se determinó la tasa de respiración (R) en mL∙kg^-1∙h^-1 mediante el cálculo: .

La firmeza se evaluó utilizando un analizador de textura (TA-XT2i, Stable Micro Systems, R.U.) en dos puntos de la región ecuatorial del fruto. La rutina empleada consistió en aplicar una fuerza de compresión con una sonda esférica de 10 mm de diámetro que deformó el tejido hasta una profundidad de 5 mm, a 5 mm∙s^-1 de velocidad. Adicionalmente, se obtuvo una microfotografía de la sección epidérmica del fruto. Se maceraron muestras del epicarpio y se fijaron con 2.5 % de glutaraldehído por 24 h. Las muestras se lavaron tres veces con un buffer de fosfatos; los materiales se suspendieron secuencialmente en soluciones de etanol, con concentraciones de 50 a 100 % (v/v), y enseguida se secaron. Se aplicó una capa fina de oro con un equipo de recubrimiento catódico (JFC-1100 Fine Coat; JEOL LTD, Japón). Finalmente, se usó un microscopio electrónico de barrido (JSM-6390; JEOL Ltd., Japón) para obtener imágenes de la sección transversal de las muestras.

Variables químicas

Los SST fueron expresados en ºBrix y se midieron con un refractómetro Master-M (Atago^®, Japón) en una gota de jugo tomada de la pulpa del fruto. Para evaluar pH y acidez titulable se maceraron 5 g de pulpa de fruto con 50 mL de agua destilada. Se aplicó filtración con manta de cielo y el líquido se analizó primero con un potenciómetro (Hanna Instruments, Rumania) para determinar el pH y posteriormente se tituló con NaOH 0.01 N para obtener la acidez titulable (^{Horwitz, 1980}).

Betalaínas y contenido de fenoles solubles totales

Para obtener un extracto metanólico del fruto se utilizó el método de ^{Wu et al. (2006)}. Primero se maceraron 2 g de pulpa con 20 mL de metanol 80 % (v/v). Se aplicó sonicación por 10 min con un baño Branson^® (EE.UU.). En seguida se agitaron las mezclas en oscuridad durante 20 min a temperatura ambiente y se centrifugaron a 2,200 × g en un equipo Hettich Zentrifugen (Model Universal 32, Alemania). El sobrenadante se separó y el residuo se sometió a una segunda extracción similar. Los sobrenadantes se juntaron, se filtraron con papel Whatman No. 4 y se concentraron hasta sequedad a 40 °C en un evaporador rotatorio (Laborata 4010, Alemania). Finalmente, los residuos se re-suspendieron en 10 mL de una solución de metanol 80 % y se almacenaron en recipientes ámbar a -20 °C.

Las concentraciones de betacianinas y betaxantinas se determinaron con el método de ^{Castellanos-Santiago y Yahia (2008)}, mediante espectrofotometría y el cálculo: B = (A x FD x W x V) / (Ɛ x P x L), donde B es contenido de betacianinas o betaxantinas (mg∙g^-1), A es absorbancia (538 nm para betacianinas y 483 nm para betaxantinas), FD es el factor de dilución cuando se realizó la lectura, W es peso molecular (550 g∙mol^-1 para betanina y 308 g∙mol^-1 para indicaxantina), Ɛ es el coeficiente de extinción molar (60,000 L∙mol^-1∙cm^-1 para betanina y 48,000 L∙mol^-1∙cm^-1 para indicaxantina), P es masa de la muestra (g) y L es la longitud (1 cm) de la celda utilizada durante la determinación. Los resultados se expresaron como contenido total de betalaínas por 100 g de peso fresco, mediante la suma de los contenidos de betacianinas y betaxantinas.

La determinación de los FST se condujo en el mismo extracto metanólico, utilizando el método Folin-Ciocalteu (^{Singleton & Rossi, 1965}). Reaccionaron 100 μL del extracto con 125 μL del reactivo de Folin-Ciocalteu durante 6 min. Después se aplicó neutralización con 1,250 μL de una solución de Na₂CO₃ (al 19 %) y el volumen se ajustó a 3 mL con agua destilada. Las mezclas se agitaron en un equipo tipo vórtex y se colocaron en oscuridad durante 90 min para alcanzar estabilización. La centrifugación (Hermle Z200 equipment, Labortechnik, Alemania) se aplicó a 15,300 x g por 10 min y la absorbancia (Perkin Elmer Lambda 25 UV/Vis, EE.UU.) se medió a 760 nm. Se preparó una curva estándar con ácido gálico para expresar el contenido de FST como miligramos equivalentes de ácido gálico por kilogramo de peso fresco (mg EAG∙kg^-1).

Actividad antioxidante

Para esta variable se mezcló una solución de 7 mM de ABTS [ácido 2,2’-azino-bis(3-etilbenzotiazolin-6sulfónico)] con otra de 2.45 mM de persulfato de potasio (K₂S₂O₈; PP) a una relación 2:1. La mezcla se colocó en oscuridad durante 16 h para permitir la generación de radicales libres; posteriormente se diluyó con un buffer de fosfatos con pH de 7.4 hasta que la absorbancia fue de 0.7 a 734 nm (^{Wu et al., 2006}). Reaccionaron alícuotas de 200 μL del extracto metanólico con 2,800 μL de la solución de ABTS-PP y la absorbancia se midió cada minuto, durante 7 min. El ABTS reducido se determinó con el cálculo: %ABTS = (A₀ - A_n )100/ A₀ , donde A₀ y A_n son las absorbancias del blanco y de la muestra, respectivamente. Se utilizó Trolox [(±) ácido-6-hidroxi2,5,7,8-tetrametilcroman-2-carboxílico] a diferentes concentraciones (50 a 300 μmol∙L^-1) para preparar una curva estándar y la capacidad antioxidante se expresó en μmol equivalentes de Trolox por kilogramo de muestra (μmol ET∙kg^-1).

Análisis de datos

El estudio se realizó de acuerdo con un arreglo factorial 2×2 en un diseño completamente al azar. Los factores de variación fueron variante de fruto (con pulpa roja o naranja) y la presencia o ausencia de espinas. Además, se evaluó la significancia de los cambios durante el tiempo de almacenamiento. Para analizar los datos se realizó un análisis de varianza, complementado con comparación de medias de Tukey (P ≤ 0.05).

Variables físicas y fisiológicas

El peso del fruto se ubicó en el rango de 168.1 a 197.6 g, y durante el almacenamiento mostró una continua pérdida de masa que ocurrió a una tasa de 0.55, 0.86, 0.46 y 0.82 % por día en los tratamientos RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente (Figura 2A). La transpiración es un fenómeno que resulta de la presencia de un déficit de vapor de agua (^{Maguire, Banks, & Opara, 2010}), y en este caso fue causada por la humedad relativa de 76 %, que derivó en el transporte de agua desde el interior del producto hacia el aire que lo rodea. Este fenómeno fue similar en ambas variantes de fruto, rojo y naranja, pero se vio afectada significativamente por la remoción de espinas (P ≤ 0.05; Cuadro 1), puesto que las pérdidas más altas ocurrieron en los frutos sin espinas.

Cuadro 1. Valores percentiles de la distribución de Fisher (F_0.05) con α = 0.05 y valores F correspondientes con el análisis de varianza de la evaluación del comportamiento postcosecha de frutos de S. pruinosus almacenados a 12 ºC durante 21 días. 

Var: variable; V: factor de variación dado por variable de fruto (pulpa roja o naranja); S : factor de variación dado por la presencia o ausencia de espinas; Φ: factor de variación dado por el tiempo de almacenamiento; V×S, V×Φ, S×Φ, V×S×Φ: interacciones entre factores de variación; gl: grados de libertad; CV: coeficiente de variación (%); PP: pérdida de peso; L^*_cáscara: luminosidad de la cáscara; C^*_cáscara: cromaticidad de la cáscara; h°_cáscara: ángulo de tono de la cáscara; F_cáscara: firmeza del epicarpio; L^*_pulpa: luminosidad de la pulpa; C^*_pulpa: cromaticidad de la pulpa; h°_pulpa: ángulo de tono de la pulpa; F_pulpa: firmeza de la pulpa; Aci: acidez titulable; SST: sólidos solubles totales; Resp: tasa de respiración; Bet: contenido de betalaínas; FST: contenido de fenoles solubles totales; Aox: actividad antioxidante.

* Indica que al menos un nivel dentro del factor de variación produjo efecto diferente en relación con el resto (α = 0.05).

ns = Indica que no hubo diferencia en el efecto (a = 0.05) causada entre los niveles dentro del factor de variación.

Figura 2. Comportamiento postcosecha de la pérdida acumulativa de peso (A), tasa de respiración (B), ángulo de tono (h°) en cáscara (C) y pulpa (D), cromaticidad (C^*) en cáscara (E) y pulpa (F), luminosidad (L^*) en cáscara (G) y pulpa (H), firmeza del epicarpio (I) y firmeza de la pulpa (J), en frutos rojos de S. pruinosus con espinas (RcE) y sin espinas (RsE), y frutos naranjas de S. pruinosus con espinas (NcE) y sin espinas (NsE). Letras minúsculas distintas indican diferencias estadísticas significativas entre tratamientos. DMSH = diferencia mínima significativa honesta. * y ns indican cambio significativo y no significativo (α = 0.05) del tratamiento durante el tiempo de almacenamiento. 

El epicarpio de S. pruinosus es de aproximadamente 0.64 cm de grosor y posee entre 24 y 28 areolas (^{García-Cruz et al., 2016}). La región más externa consiste en una cutícula continua, y mediante microfotografía se pudo detectar la presencia de ceras en la superficie (Figura 3). Lo anterior sugiere que la transpiración ocurre, principalmente, en los puntos de areolas, donde la cutícula es interrumpida y cuando las espinas son removidas el área de contacto con el medio externo se incrementa. Esto causa aumento en la tasa de transpiración, lo que incrementó la pérdida de masa hasta 43.8 % en los frutos rojos y hasta 75.5 % en los naranja. Por otro lado, el comportamiento a lo largo del tiempo fue similar entre los frutos sin espinas, pero contrastó ligeramente entre las variantes de frutos con espinas; lo que explicó la significancia de las interacciones V×S y S×Φ (Cuadro 1).

Figura 3 Microfotografia de la región de la cutícula de un fruto de Stenocereus pruinosus obtenida con un microscopio electrónico de barrido. 

La tasa de respiración no se afectó por la variante de fruto (Cuadro 1). Durante el almacenamiento hubo fluctuaciones (Figura 2B) originadas por el hecho de que se utilizaron diferentes unidades experimentales en puntos temporales de muestreo diferentes. Sin embargo, tales cambios durante el tiempo no fueron significativos (P > 0.05; Cuadro 1). De acuerdo con ^{Armella, Yánez-López, Soriano, y Ramírez (2003)}, el fruto del género Stenocereus presenta comportamiento no climatérico y la actividad de respiración ocurre sin modificaciones significativas durante la maduración y también después de que se alcanza la madurez de consumo.

Por otra parte, a pesar de que los efectos mayores no fueron significativos, el análisis estadístico reportó que dos interacciones dobles sí lo fueron y, entre todas las variables, la respiración fue el único caso donde la interacción triple fue significativa (Cuadro 1). La actividad respiratoria se evaluó a 12 °C y tuvo valores promedio de 11.99 (± 3.59), 12.55 (± 4.82), 11.90 (± 2.28) y 12.41 (± 3.44) mL∙kg^-1∙h^-1 en RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente. Esto sugiere que la remoción de espinas causó un ligero incremento en la actividad metabólica. A pesar de que tales elementos anatómicos son deciduos y su separación no requiere de ningún esfuerzo mecánico, la presencia de mayores áreas abiertas podría favorecer el intercambio gaseoso con el medio ambiente. Lo anterior resulta en una tasa de respiración más alta, similar a lo que ocurrió con la pérdida de peso. Sin embargo, la variabilidad en las mediciones fue alta y la significancia en las interacciones fue debida a contrastes que ocurrieron en algunos días durante el almacenamiento, pero sin alguna tendencia clara (Figura 2B). Por su parte, ^{García-Cruz et al. (2016)} reportaron valores de actividad respiratoria a 24 °C de 9.5 μg∙kg^-1∙s^-1 (24.71 mL∙kg^-1∙h^-1) y 11.1 μg∙kg^-1∙s^-1 (28.79 mL∙kg^-1∙h^-1) para frutos de S. pruinosus con pulpa roja y naranja, respectivamente. Esto implica que un valor Q₁₀ igual a 1.83 y 2.09 caracterizó la dependencia de la respiración con la temperatura en el rango de 12 a 24 °C para frutos rojo y naranja, respectivamente.

El color es una característica distintiva de las variantes del fruto de S. pruinosus y, de manera similar a lo reportado por ^{García-Cruz et al. (2016)}, en el presente trabajo se observó diferencia significativa en ángulo de tono (h°) y cromaticidad (C^*) entre frutos rojos y naranjas, tanto en cáscara como en pulpa (Cuadro 1). El ángulo de tono presentó valores entre rojo y amarillo en el espacio CieLab (^{McGuire, 1992}). En el caso de la cáscara, los valores promedio, en grados, fueron 55.22 (± 13.49), 50.78 (± 12.24), 75.72 (± 5.86) y 71.93 (± 8.15) para RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente. Lo anterior significa que la remoción de espinas causó reducción entre 8.04 y 5.01 % en el ángulo de tono de los frutos rojos y naranjas, respectivamente, a pesar de que el análisis estadístico reportó que el contraste no fue significativo (Cuadro 1, Figura 2C). El ángulo de tono de la cáscara contrastó con el de la pulpa, donde los valores promedio, en grados, fueron 25.37 (± 5.16) 22.08 (± 4.35), 37.67 (± 6.40) y 35.50 (± 4.78), para los mismos tratamientos, respectivamente, además el efecto de la remoción de espinas fue nuevamente no significativo (Cuadro 1, Figura 2D).

En el caso de C^*, los valores promedio fueron 16.79 (± 3.89), 14.97 (± 3.84), 21.61 (± 2.41) y 20.86 (± 3.12) en cáscara y 30.91 (± 5.45), 29.05 (± 4.62), 41.46 (± 4.72) y 38.88 (± 5.99) en pulpa, para frutos de RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente (Figuras 2E y 2F). Esto mostró que la remoción de espinas causó pérdida de cromaticidad de 7.16 % en cáscara y de 6.12 % en pulpa, a pesar de que el reporte de análisis estadístico, como ocurrió antes, indicó que los contrastes no fueron significativos (Cuadro 1).

Por otro lado, el tiempo de almacenamiento no afectó el ángulo de tono de la cáscara o de la pulpa. Lo anterior sugiriere que la composición de betalaínas, que son los compuestos que proveen el color a estos frutos (^{García-Cruz et al., 2013}), no cambió durante el almacenamiento. En contraste, la cromaticidad se modificó con el tiempo (Cuadro 1), especialmente en la pulpa, donde se observó la reducción de 0.46 unidades por día en los frutos rojos y de 0.33 unidades por día en los naranja (Figura 2F). Esta pérdida diferencial de C^* explicó la interacción significativa que se encontró en el análisis de varianza entre los factores de variante de fruta y tiempo de almacenamiento (Cuadro 1). Adicionalmente, tal interacción también fue significativa en la cromaticidad de la cáscara, pero en ese caso esto se explicó debido a que el tiempo sólo afectó los tratamientos RcE y NsE (Figura 2E), a pesar de que las modificaciones observadas no tuvieron importancia práctica.

La luminosidad (L^*) fue afectada por el tipo de fruto y, similar a los atributos anteriores, existió contraste entre cáscara y pulpa (Figuras 2G y 2H). Los valores promedio fueron 38.69 (± 2.92), 38.06 (± 3.04), 42.47 (± 2.01) y 40.86 (± 3.86) % en cáscara y 23.83 (± 2.08), 22.82 (± 1.90), 32.58 (± 4.61) y 29.68 (± 2.91) % en pulpa, para RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente. En la pulpa se observó un contraste significativo en este atributo entre frutos rojos y naranjas (Figura 2H). Sin embargo, a pesar de que el análisis estadístico también reportó diferencia significativa en el caso de la cáscara, tal contraste fue poco evidente (Figura 2G). En el caso de la pulpa, adicional al efecto dado por el tipo de fruto, se encontró que la acción de remover las espinas causó una modificación significativa de la luminosidad (Cuadro 1), pero cuando se compararon las medias se confirmó solamente para los frutos naranja (Figura 2H), donde L^* disminuyó 8.90 %.

La firmeza de fruto fue menor a 2 N, similar a los valores reportados por ^{García-Cruz et al. (2016)}. La consistencia de los frutos de pitaya es percibida como muy suave al tacto (datos no mostrados), y los valores de firmeza encontrados confirmaron que son materiales muy frágiles; esto los hace susceptibles a daño mecánico, especialmente por la acción punzante de las espinas. Esta característica debería ser tomada en cuenta en el diseño del empaque para el manejo postcosecha.

La firmeza no fue afectada por el tipo de fruto o por la remoción de espinas (P > 0.05), pero sí por el tiempo de almacenamiento (Cuadro 1). Este atributo mecánico decreció conforme los días transcurrieron (Figuras 2I y 2J), a tasas de 0.083, 0.039, 0.044 y 0.054 N por día en cáscara y de 0.040, 0.028, 0.035 y 0.024 N por día en pulpa de los tratamientos RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente. Este fenómeno de pérdida de firmeza después de la cosecha ha sido observado en otros frutos de cactáceas como la tuna (^{Ochoa-Velasco & Guerrero-Beltrán, 2014}) y aquéllos de Hylocereus undatus (^{Osuna-Enciso et al., 2011}; ^{Zahid, Ali, Siddiqui, & Maqbool, 2013}).

El ablandamiento del fruto está asociado con la degradación de componentes de la pared celular mediante mecanismos enzimáticos, pero también con la pérdida de turgencia causada por transpiración (^{Brummell, 2006}; ^{Smith, Waldron, Maness, & Perkins-Veazie, 2003}). En el caso de pitaya, debido a su comportamiento no climatérico (^{Armella et al., 2003}), los frutos son cosechados en madurez de consumo, cuando los cambios de firmeza asociados con la maduración (^{Paul, Pandey, & Srivastava, 2012}) ya han ocurrido. Sin embargo, el comportamiento encontrado en el presente estudio sugiere que la pérdida de consistencia es un fenómeno que continúa incluso en la fase de senescencia.

Variables químicas

Los SST fueron afectados sólo por el tipo de fruto, rojo o naranja, ya que no se observó efecto significativo derivado de la remoción de espinas o del tiempo de almacenamiento (Cuadro 1), lo cual fue atribuido al comportamiento no climatérico del fruto (^{Reid, 2002}). Los valores más altos se encontraron en frutos naranja, con 11.31 (± 2.07) °Brix en NcE y 11.46 (± 2.09) °Brix en NsE, y los más bajos en frutos rojos con 10.69 (± 1.25) °Brix en RcE y 9.69 (± 1.40) °Brix en RsE (Figura 4A). En general, el contenido fue similar a lo reportado por ^{García-Cruz et al. (2016)} para esta misma especie.

En contraste con los SST, el pH y la acidez titulable no fueron afectados por ninguno de los factores de variación: tipo de fruto, remoción de espinas o tiempo de almacenamiento (P > 0.05; Cuadro 1). Los valores promedio del pH fueron 5.55 (± 0.40), 5.50 (± 0.36), 5.60 (± 0.35) y 5.65 (± 0.31), para los tratamientos RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente, mientras que los de acidez titulable (AT) fueron 0.081 (± 0.023), 0.084 (± 0.020), 0.074 (± 0.028) y 0.073 (± 0.025), respectivamente (Figuras 4B y 4C).

Figura 4. Comportamiento postcosecha de los sólidos solubles totales (A), pH (B) y acidez titulable (C) en frutos de S. pruinosus de pulpa roja con (RcE) y sin espinas (RsE), y frutos de pulpa naranja con (NcE) y sin espinas (NsE). Letras minúsculas distintas indican diferencias estadísticas significativas entre tratamientos. DMSH = diferencia mínima significativa honesta. * y ns indican cambio significativo y no significativo (α = 0.05) del tratamiento durante el tiempo de almacenamiento. 

De acuerdo con ^{Famiani, Battistelli, Moscatello, CruzCastillo, y Walker (2015)}, los ácidos más comunes en frutos son el cítrico y el málico. En la pitaya, los ácidos que imparten acidez no han sido determinados aún. Sin embargo, el contenido encontrado contrastó con el de otros frutos del género Stenocereus, como S. stellatus (^{García-Cruz et al., 2016}) o el de otros frutos de cactáceas como la pitahaya (Hylocereus spp.; ^{Rodríguez-Rodríguez, Patiño-Gutiérrez, Miranda-Lasprilla, Fisher, & Galvis-Venegas, 2005}; ^{Esquivel, Stintzing, & Carle, 2007}). Los contenidos de ácido y azúcares juegan un papel importante en el sabor del fruto (^{Famiani et al., 2015}). En el caso de los frutos de S. pruinosus, éstos son reconocidos por un sabor dulce dado por la alta relación SST/AT, la que en el presente estudio osciló entre 115.5 y 132.0 en frutos rojos y entre 152.8 y 157.0 en los naranja.

Contenidos de betalaínas, fenoles solubles totales y actividad antioxidante

El color exhibido por el fruto de pitaya es debido a la presencia de betalaínas (^{García-Cruz et al., 2013}), cuyo contenido varió de 4.51 a 4.87 mg∙kg^-1 en frutos rojos y de 2.35 a 2.63 mg∙kg^-1 en frutos naranja (Figura 5A). La diferencia entre ambos tipos de fruto fue significativa (Cuadro 1), lo cual es congruente con el contraste observado en la tonalidad de la pulpa y con el reporte de ^{García-Cruz et al. (2016)}, quienes determinaron que en frutos rojos había cinco betalaínas presentes, pero sólo cuatro de ellas fueron identificadas en frutos naranja. Además, no se observó efecto significativo causado por la remoción de espinas y, aunque en frutos naranja se observó gráficamente reducción en el contenido de betalaínas durante el almacenamiento (Figura 5A), el análisis estadístico no confirmó la significancia de la modificación (Cuadro 1). Por otro lado, la falta de significancia en el efecto del almacenamiento sobre el contenido de betalaínas explicó la constancia del ángulo de tono (h°) a lo largo del tiempo (Figuras 2C y 2D).

Los frutos de pitaya de pulpa roja y naranja también mostraron diferentes contenidos de FST; esta característica no fue afectada por la remoción de espinas (Cuadro 1). Los valores promedio de FST fueron 459.36 (± 87.79), 386.61 (± 92.75), 220.43 (± 36.15) y 222.76 (± 79.66) mg∙kg^-1 en frutos de RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente; valores similares a los reportados por ^{García-Cruz et al. (2016)}, quienes también presentan el contraste entre frutos con pulpa roja y naranja. Por otro lado, el contenido de FST disminuyó durante el almacenamiento, a una tasa de 13.86, 11.55, 5.92 y 10.08 mg∙kg^-1 por día, respectivamente (Figura 5B). Estos resultados contrastaron con los reportados por ^{García-Cruz et al. (2016)}, ya que ellos observaron que tales compuestos permanecieron constantes en contenido durante el almacenamiento, pero el periodo que ellos evaluaron fue de sólo seis días a 24 °C.

Figura 5. Comportamiento postcosecha del contenido total de batalaínas (A), contenido de fenoles solubles totales (FST, B) y actividad antioxidante (C) en frutos de S. pruinosus de pulpa roja con (RcE) y sin espinas (RsE), y frutos de pulpa naranja con (NcE) y sin espinas (NsE). Letras minúsculas distintas indican diferencias estadísticas significativas entre tratamientos. DMSH = diferencia mínima significativa honesta. * y ns indican cambio significativo y no significativo (α = 0.05) del tratamiento durante el tiempo de almacenamiento.Los valores corresponden a peso fresco. 

La reducción de compuestos fenólicos en frutos ha sido comúnmente asociada con la actividad de enzimas como polifenol oxidasa y peroxidasa (^{Tomás-Barberán & Espín, 2001}). Sin embargo, estudios referentes a la fisiología y bioquímica del fruto de pitaya son escasos y la clarificación de ciertos aspectos relacionados con la biosíntesis y la degradación de compuestos fenólicos aún requiere del desarrollo de investigación adicional.

Está documentado que ambos, betalaínas y compuestos fenólicos, exhiben actividad antioxidante (^{Kaur & Kapoor, 2001}; ^{Azeredo, 2009}) y, debido a esto, el fruto de pitaya puede ser considerado como alimento nutracéutico (^{Wang, Melnyk, Tsao, & Marcone, 2011}), lo que puede aumentar el valor de comercialización en el mercado de frutos en fresco. A este respecto, la actividad antioxidante tuvo valores promedio de 4.69 (± 0.72), 4.64 (± 0.52), 2.84 (± 0.36) y 2.77 (± 0.50) μmol ET∙ kg^-1 en frutos de RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente. La diferencia entre los frutos rojos y los naranja fue significativa (P ≤ 0.05), pero no hubo efecto importante derivado de la remoción de espinas (Cuadro 1).

Por otro lado, los valores de la actividad antioxidante permanecieron prácticamente constantes durante los primeros 14 días, pero a partir de entonces este atributo experimentó reducción de 26.54, 33.62, 40.89 y 20.04 % en RcE, RsE, NcE y NsE, respectivamente (Figura 5C), para el día 21. ^{García-Cruz et al. (2016)} sugirieron que el potencial antioxidante del fruto de pitaya es provisto más por compuestos fenólicos y en menor medida por betalaínas. En el presente estudio el contenido de betalaínas permaneció constante durante el almacenamiento, pero los FST disminuyeron, lo cual fortalece el argumento de que la actividad antioxidante está dada, principalmente, por estos últimos.

Vida de anaquel

La vida de anaquel es el periodo de tiempo durante el cual un alimento mantiene atributos a un nivel aceptable para su consumo, considerando aspectos nutricionales, percepción sensorial, propiedades físicas y químicas, y aquéllas que afectan la seguridad (^{Hough, 2010}; ^{Institute of Food Science Technology [IFST], 1993}). ^{García-Cruz et al. (2016)} determinaron que la vida de anaquel de frutos de Stenocereus pruinosus y Stenocereus stellatus mantenidos a 24 °C es de alrededor de seis días; después de ese tiempo presentan crecimiento de hongos. En el presente estudio no se observó contaminación microbiana durante el almacenamiento y la mayoría de los atributos permanecieron casi constantes derivado de la naturaleza no climatérica del fruto (^{Armella et al., 2003}). Sin embargo, a partir del día 12 de almacenamiento, la tasa de pérdida de peso aumentó en frutos en que las espinas fueron removidas (Figura 2A). Adicionalmente, a partir del día 14 la capacidad antioxidante comenzó a declinar (Figura 5C) y, por lo tanto, el potencial nutracéutico del fruto (^{Wang et al., 2011}) también disminuyó.

Aunado a lo anterior, ^{Andersson et al. (2015)} señalaron que los tratamientos enfocados a vida de anaquel deberían tener en cuenta la preservación de compuestos bioactivos. Además, la firmeza en la cáscara adquirió valores por debajo de 1 N después de 12 días de almacenamiento (Figura 2I), y este fenómeno tornó al fruto demasiado frágil para manejo en fresco. Por lo tanto, con base en estos resultados, el periodo del fruto de pitaya no debería exceder de 12 a 14 días a 12 °C después de la cosecha. Sin embargo, también debería ser considerado que en el presente estudio se aplicó NaClO previo al almacenamiento con el propósito de reducir la carga microbiana, lo que pudo haber contribuido a la prolongación de la vida de anaquel. Por otro lado, debido a que la remoción de espinas no tuvo efecto significativo sobre la mayoría de los atributos de calidad, es aconsejable llevar a cabo esta práctica inmediatamente después de la cosecha, con objeto de reducir el riesgo de daño mecánico por punción en los frutos.