Coffea canephora (Pierre) ex Froehner inoculado con micorriza y bacteria fijadora de nitrógeno en vivero

 

Coffea canephora (Pierre) ex Froehner inoculated with mycorrhizae and nitrogen fixing bacteria in nursery

 

José Carlos Ibarra-Puón¹; Juan Francisco Aguirre-Medina¹*; Alejandro Ley-De Coss¹; Jorge Cadena-Iñiguez²; Guillermo Armando Zavala-Mata¹

 

¹ Universidad Autónoma de Chiapas. Facultad de Ciencias Agrícolas. Entronque Carretera Costera y Estación Huehuetán. Huehuetán, Chiapas, México. C.P. 30660. Correo-e: juanf56@prodigy.net.mx (*Autor para correspondencia)

² Colegio de Postgraduados. km 36.5 Carretera México-Texcoco. Montecillo, Texcoco, Estado de México. C.P. 56230.

 

Recibido: 12 de septiembre de 2013.
Aceptado: 07 de agosto de 2014.

 

Resumen

Con el objetivo de evaluar el efecto de la inoculación con Rhizophagus intraradices o Azospirillum brasilense a C. canephora en algunos componentes morfológicos y fisiológicos del rendimiento en dos sustratos en vivero e identificar la cantidad de fósforo en el tejido vegetal y la colonización micorrízica, se condujo el presente estudio de noviembre de 2012 a mayo de 2013. Se utilizó un Andosol-mólico y se prepararon dos sustratos: suelo y arena de río (1:1 v/v) y suelo más 30 % de pulpa de café en bolsas de plástico con capacidad de 5 kg. Los tratamientos fueron testigo, Rhizophagus intraradices, Azospirillum brasilense y la combinación de ambos en cada sustrato. Se obtuvieron ocho tratamientos distribuidos en parcelas divididas en bloques al azar con cinco repeticiones. Se realizaron muestreos cada 28 días para medir variables morfológicas, fisiológicas y colonización micorrízica, además de la concentración de fósforo a 140 días después del trasplante (ddt). Los resultados muestran que la inoculación del C. canephora en vivero con alguno de los microorganismos inoculados individualmente favoreció el crecimiento y la acumulación de materia seca de los componentes morfológicos y fisiológicos del rendimiento en comparación con el testigo sin inocular. A. brasilense promovió mayor acumulación de biomasa durante la evaluación mientras que R. intraradices al final del estudio. Con R. intraradices se incrementó la concentración de fósforo en el tejido vegetal de las plantas y la mayor colonización micorrízica se presentó en el primer tercio de la raíz cuando se inoculó R. intraradices.

Palabras clave: Café robusta, Rhizophagus intraradices, Azospirillum brasilense, componentes del rendimiento, fósforo, colonización micorrízica.

 

Abstract

This study was conducted from November 2012 to May 2013 to evaluate the effect of inoculating C. canephora with Rhizophagus intraradices and / or Azospirillum brasilense in two substrates in nursery on some morphological and physiological yield components and to determine the amount of phosphorus in plant tissue and quantify mycorrhizal colonization. Soil used was mollic Andosol and two prepared substrates: one was soil and river sand and the other was soil plus 30% coffee pulp (1:1 v / v) in five-kg capacity plastic bags. Treatments were the control, Rhizophagus intraradices, Azospirillum brasilense and a combination of the two on each substrate, giving a total of eight treatments in a split plot in randomized block design with five replications. Samples were taken every 28 days to assess morphological and physiological variables and mycorrhizal colonization and phosphorus content during 140 days after transplant (dat). The results show that inoculation of C. canephora in nursery with either of the microorganisms individually favored growth and dry matter accumulation in morphological and physiological yield components relative to the control. A. brasilense promoted greater biomass accumulation during the evaluation and R. intraradices at the end of the study. R. intraradices increased phosphorus content in the tissue of plants, and higher mycorrhizal colonization was found in the first third of the root when inoculated with R. intraradices.

Keywords: Robusta coffee, Rhizophagus intraradices, Azospirillum brasilense, yield components, phosphorus, mycorrhizal colonization.

 

INTRODUCCIÓN

El café robusta Coffea canephora (P.) ex Froehner es una especie que está siendo establecida en las áreas bajas del trópico mexicano, especialmente en Chiapas y Veracruz. La expansión de la actividad ha ocasionado el desarrollo de viveros para el establecimiento de nuevas plantaciones, que tradicionalmente utilizan suelos o sustratos de las regiones productoras de café. En la región del Soconusco Chiapas, dominan los andosoles que se caracterizan por tener reacción ácida y la baja disponibilidad del fósforo (P); en estas condiciones la producción de plantas requiere de hasta 12 meses para su establecimiento y posterior traslado a campo. El crecimiento inicial es lento y con frecuencia se fertiliza para mejorarlo, o bien, se agrega materia orgánica que mejora la textura del sustrato.

El sistema radical del cafeto se asocia a diversos microorganismos del suelo, como el caso de los hongos micorrízicos. El cafeto es un cultivo micótrofo obligado y en consecuencia con alta dependencia micorrízica (Tristao et al., 2006), y su principal beneficio a la planta es el transporte de nutrientes, especialmente P (Andrade et al., 2009). Si el P no está disponible para el desarrollo inicial de las plántulas se convierte en un nutriente limitante (Grant et al., 2005; Tristao et al., 2006) y al ser un ion de baja movilidad, cuando se desarrolla la zona de agotamiento cerca de la raíz, la hifa puede ser el puente para la suplementación de fósforo (Sylvia, 2005) y al suministrarlo, se influye significativamente su crecimiento (Andrade et al., 2009). También tiene efecto positivo en condiciones de sequía (Auge, 2004), puede proteger contra nematodos (Dong y Zhang 2006) y diversos patógenos (Harrier y Watson 2004). La colonización radical por los hongos micorrízicos permite a la planta ampliar la exploración del sustrato a través del micelio y transportar nutrientes a la raíz y el incremento de la superficie de absorción de la planta (Sylvia, 2005).

En cultivos anuales la respuesta agronómica de las micorrizas se ha documentado, y se han encontrado incrementos del crecimiento y de la producción (Aguirre-Medina, 2006), mientras que se mejora el estado físico del suelo (Sylvia, 2005), mediante la producción de glomalina, que es una proteína que actúa como adherente y aglutinante de las partículas del suelo para formar agregados más estables (Rillig y Mummey, 2006). Se ha determinado que el comportamiento de las poblaciones micorrízicas es modulado por diversos factores ambientales y existe evidencia de que estas asociaciones presentan especificidad ecológica (Serralde y Ramírez, 2004), y preferencia por el hospedero (Daniell et al., 2001), ya sea con diferentes variedades de C. arabica (Lebron et. al., 2012; Pérez et. al., 2002) o con hongos micorrizicos aplicados a C. canephora (Pérez et. al., 2002). Las plantas micorrizadas con frecuencia son más competitivas y tolerantes del estrés ambiental en comparación con las plantas no micorrizadas (Sylvia, 2005). En otros cultivos perennes se consigna incremento en el crecimiento de la planta huésped en vivero con la inoculación de R. intraradices y otro microorganismo, como la coinoculación con A. brasilense en Theobroma cacao L. (Aguirre-Medina et al., 2007). Con Azospirillum se incrementa el desarrollo radical de la planta huésped mediante la producción de hormonas y la fijación de nitrógeno (Bashan y Bashan, 2010), y en consecuencia se favorece el crecimiento vegetal. En la actualidad los microorganismos del suelo son considerados organismos esenciales para el manejo sustentable de la agricultura. La adición de microorganismos como los hongos endomicorrízicos o las bacterias fijadoras de nitrógeno pueden incrementar el crecimiento de la planta huésped en menor tiempo y en consecuencia, disminuir el lapso necesario en vivero antes de ser llevadas al campo. En cafetos se mejora su sobrevivencia en condiciones ambientales adversas cuando es inoculado con hongos micorrízicos (Andrade et al., 2009), y de esta manera pueden tolerar el trasplante y la sobrevivencia en condiciones de campo (Sieverding, 1989).

El objetivo de esta investigación fue determinar el efecto sobre el crecimiento y la absorción de fósforo de Coffea canephora P. Ex. al inocular la semilla con los microorganismos Rhizophagus intraradices y Azospirillum brasilense, utilizando dos sustratos bajo condiciones de vivero.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

El experimento se realizó en el Campo Experimental de la Facultad de Ciencias Agrícolas, Campus IV de la Universidad Autónoma de Chiapas, ubicada en el municipio de Huehuetán, Chiapas, localizado a 15° 00' 25.02" latitud norte y 92° 23' 59.06" longitud oeste, a 32 msnm, de noviembre de 2012 a mayo del 2013 en condiciones de vivero.

En el sitio la precipitación media anual es de 2,500 mm; la temperatura media máxima, de 34 °C; la mínima, de 17 °C; con una humedad relativa del 85 %. El suelo utilizado no tuvo tratamiento previo y pertenece al gran grupo de los andosoles mólicos, típicos de la región cafetalera del Soconusco, Chiapas, México. Con el suelo se formaron dos sustratos. Uno de ellos con suelo más arena de río lavada en proporción 1:1(v/v), y presentó las siguientes características físico-químicas: textura arena-migajosa, (82.40 % de arena, 13.36 % de limo, 4.24 % de arcilla), pH de 6.13, 0.09 % de nitrógeno, 30.30 ppm de P y 4.42 % de (MO). El otro sustrato elaborado con el suelo regional más la adición de 30 % de pulpa de café (v/v) presentó textura migajón-arenosa (62.40 % de arena, 34.36 % de limo, 3.24 % de arcilla), pH de 6.35, 0.28 % de nitrógeno, 83.80 ppm de P y 9.16 % de (MO) materia orgánica. Con los sustratos se llenaron bolsas de plástico negro, con una capacidad de 5 kg.

Se sembraron semillas de C. canephora y se impregnaron con el adherente carboximetil celulosa y, sobre éste, se integraron los microorganismos A. brasilense y Rhizophagus intraradices individualmente o juntos en la etapa de semillero. A. brasilense fue elaborado en la Universidad Autónoma de Puebla con una concentración de 10⁹ bacterias por (g) de turba. R. intraradices se desarrolló en el Campo Experimental Rosario Izapa, Chiapas con al menos 40 esporas por gramo de suelo y 95 % de colonización radical en la planta huésped de Brachiaria decumbens L. Las plantas en etapa de "soldado" antes de abrir los cotiledones se trasplantaron a la bolsa. En cada bolsa se aplicaron 5 g de cada inoculante y se colocaron a una profundidad de tres a cuatro centímetros en un orificio donde también se colocaron las semillas. Los tratamientos fueron los dos microorganismos solos y combinados en interacción con los dos sustratos (suelo-arena y suelo-pulpa), en total, ocho tratamientos con cinco repeticiones distribuidas en un diseño completamente al azar con arreglo de parcelas divididas (teniendo como parcela mayor, los sustratos y parcela menor, los microorganismos). Se consideró como unidad experimental una planta. Se realizaron cinco muestreos destructivos cada 28 días. Las plantas se regaron con aproximadamente 100 ml de agua cada tercer día. Los datos se analizaron estadísticamente por medio del programa SAS versión 8, y las comparaciones entre medias de tratamientos por Tukey (P ≤ 0.05).

 

Variables de respuesta

Altura de planta. Se registró la altura de las plantas a partir de la corona radical hasta la yema apical.

Diámetro del tallo. El diámetro del tallo se determinó con vernier digital a 5 cm de distancia de la corona radical hacia el ápice de la planta después de la deshidratación.

Número de hojas. Se cuantificó el número de hojas totales por planta a partir de los 56 días de establecido el experimento. Antes de este tiempo se exhiben solamente las hojas cotiledonales.

Área foliar, en cm². Se registró con un integrador de área foliar (LI-COR, LI 3100).

Peso seco de parte aérea y radical. La biomasa seca expresada en g, se obtuvo mediante el peso de los componentes fisiológicos en una báscula analítica (Ohaus) después de secarse en estufa de aire forzado a 75-80 °C hasta peso constante.

Concentración de fósforo en tejido vegetal. El fósforo se determinó por colorimetría.

Colonización micorrízica. Se cuantificó el porcentaje de colonización con la técnica de Phillips y Hayman (1970), observando al microscopio óptico con objetivo de inmersión (100x) en 100 segmentos de raíz con longitud aproximada de 1.5-1.6 cm.

Número de esporas. Se utilizó el método del tamizado húmedo y decantado (Gerdemann y Nicholson, 1963) y bajo el estereoscopio se contaron las esporas presentes por cada 100 g de sustrato.

Análisis estadístico. El análisis estadístico se realizó por el procedimiento PROC ANOVA, posteriormente se aplicó una comparación de medias de Tukey con un a ≤ 0.05 con el programa SAS versión 8.1 (Anónimo, 2000) y se graficaron con el programa Sigma plot ver. 5.0 para Windows.

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Las plantas de café tuvieron respuesta positiva a la inoculación de R. intraradices y A. brasilense en los dos sustratos (Cuadro 1 y 2). Las diferencias estadísticas (P ≤ 0.05) entre los componentes morfológicos se presentaron a partir del tercer muestreo a los 84 ddt y en los componentes fisiológicos desde el primer muestreo a los 28 ddt.

 

Componentes morfológicos

La altura de las plantas no presentó diferencias estadísticas al inicio de la evaluación y durante los dos primeros muestreos las diferencias numéricas fueron inferiores a un centímetro en los tratamientos con microrganismos en comparación con el testigo. En el cuarto muestreo, las plantas inoculadas con R. intraradices alcanzaron la mayor altura y en el quinto, además de R. intraradices se logró con A. brasilense en los dos sustratos (Cuadro 1). Las diferencias (P ≤ 0.05) al final del estudio fueron de 6 cm entre los tratamientos con los microorganismos inoculados individualmente y el testigo en el sustrato suelo y arena, y de 5 cm en el sustrato de suelo con pulpa de café. Resultados semejantes citan Aguirre-Medina et al. (2007) en Theobroma cacao L., quienes encontraron diferencias promedio en altura de planta de 9 cm cuando se inoculó R. intraradices en comparación con el testigo sin inocular a partir de los 120 dds.

El diámetro del tallo no presentó diferencias entre sustratos y entre tratamientos a partir de los 112 dds (P ≤ 0.05). A este tiempo, las plantas inoculadas con R. intraradices registraron el valor más alto en el sustrato con pulpa de café. En la evaluación final, el mayor diámetro del tallo se presentó cuando se inocularon las plantas con R. intraradices en suelo y arena, y en el suelo con pulpa de café con A. brasilense, además de la coinoculación de los dos microorganismos en el mismo sustrato. En otros cultivos perennes se ha consignado este mismo efecto con G. intraradices (Chattopadhyay et al., 2006; Aguirre-Medina et al., 2007; 2011), G. fasciculatum (Hernández y Salas, 2009) y con Gigaspora margarita en plantas de C. canephora (Tristao et al., 2006).

El número de hojas inició con diferencias numéricas después de los 84 ddt y fueron significativas estadísticamente (P ≤ 0.05) de los 112 a los 140 ddt entre tratamientos y también entre sustratos (Cuadro 1). A. brasilense indujo mayor número de hojas en el sustrato con pulpa de café. En C. canephora inoculando con A. brasilense y A. chroococcum en condiciones de campo, Chattopadhyay et al. (2006), encontraron este mismo resultado y en C. arabica var. oro azteca, Aguirre-Medina et al. (2011) citan esta misma respuesta. A. brasilense tiene la capacidad de inducir mayor crecimiento radical en la planta huésped que le permite, además del anclaje, mayor eficiencia en el aprovechamiento de los nutrientes y el agua (Hungría et al., 2004) y es probable que estas bondades se expresen en la inducción de más hojas.

 

Componentes fisiológicos

Se registró mayor peso seco del sistema radical en el sustrato de suelo y arena durante los tres primeros muestreos, y al final de la evaluación se encontró en el sustrato con pulpa de café (P ≤ 0.05) (Cuadro 2). La biomasa radical se incrementó con la inoculación individual de los microorganismos y no cuando se inocularon juntos. En general A. brasilense promovió mayor crecimiento en ambos sustratos. Al inicio en el sustrato suelo y arena, y en los últimos dos muestreos en el sustrato de suelo y pulpa de café. A. brasilense promueve el desarrollo de la raíz (Hungría et al., 2004) mediante la producción de fitohormonas como el ácido indol acético y vitaminas (Dobbelaere et al., 2003), los cuales modifican la morfología e incrementan la biomasa radical. En cultivos anuales, como maíz y frijol en condiciones de campo, se ha consignado que A. brasilense ha demostrado capacidad para inducir mayor desarrollo radical cuando se inocula junto con Glomus intraradices (Dobbelaere et al., 2003; Aguirre-Medina, 2006). En cambio la inoculación individual de R. intraradices y en coinoculación con A. brasilense promovió menor biomasa radical en los primeros tres muestreos. Al parecer la hifa del hongo sustituye los pelos de la raíz y la planta transporta más fotosintatos a la parte aérea para la producción de biomasa (Cuadro 2). Resultados similares citan Aguirre-Medina y Kohashi-Shibata (2002) en frijol inoculado con micorrizas, e Irizar et al. (2003) lo consignan en maíz. En cambio a los 140 ddt la biomasa radical del tratamiento inoculado con R. intraradices fue estadísticamente igual al tratamiento A. brasilense y superior al resto de los tratamientos.

La colonización micorrízica fue superior en 2 % en el sustrato suelo con pulpa de café en comparación con los tratamientos que crecieron en suelo y arena. Entre tratamientos, la mayor colonización se presentó donde se inoculó R. intraradices. La distribución de la colonización por micorriza en la raíz avanzó de la corona radical o región "a" hacia la región media "b" y al final a la inferior "c" (Figura 1). Se observó mayor colonización de la micorriza en la región "a" durante toda la evaluación y ocurrió de los 56 a los 140 días. Aguirre-Medina y Kohashi-Shibata (2002) citan este mismo hecho en frijol. En general el número de especies de microorganismos presentes en la rizosfera decrece conforme se incrementa la distancia de la raíz (Kennedy, 2005).

Al inicio de la evaluación la colonización radical presentó diferencias pequeñas, alrededor de 2 % en los tratamientos inoculados con algún microorganismo, y el menor valor se encontró en el testigo con el sustrato de suelo y arena (4.4 %). En el siguiente muestreo en ambas condiciones de suelo, el valor promedio de la colonización del testigo fue 15.3 % y en los posteriores varió ligeramente con valores de 17.4 ± 1.3 y 18.3 ± 2.1 en sustrato suelo y arena y con pulpa de café respectivamente. El alto nivel de colonización micorrízica presente no parece estar relacionado con la inducción del desarrollo vegetal del café.

La colonización micorrízica donde no se inoculó R. intraradices confirma la presencia de hongos endomicorrízcos en el sustrato. En promedio en el sustrato suelo y arena se encontraron 18,000 esporas y en el sustrato con pulpa de café se incrementó a 33,000 esporas 100 g de suelo. Al respecto el número de esporas no debió ser un factor limitante, pero la menor inducción en el desarrollo vegetal de estas plantas sugiere efecto diferencial en la capacidad para estimular el crecimiento del café. Cuenca et al. (2007) cita un incremento del 37 % en la cantidad de esporas producidas en arena en comparación con un sustrato donde se agregó cáscara de arroz. En nuestro caso, el incremento fue del orden del 83 %. El incremento en la producción de esporas en el sustrato con pulpa de café sugiere proveer un micro hábitat más favorable para la esporulación. Es probable que esta condición de mayor número de esporas esté relacionada con mayor contenido de materia orgánica del sustrato, lo que ha sido interpretado como un mecanismo que favorecería la supervivencia de las esporas expuestas a condiciones ambientales adversas (Cuenca et al., 2007).

Con la inoculación de A. brasilense se incrementó ligeramente la colonización micorrízica de los hongos presentes en el sustrato en comparación del testigo, y el promedio de colonización radical encontrado fue de 18.2 ± 1.74 en suelo y arena y de 20.5 ± 1.73 en el sustrato con pulpa de café. Existen evidencias de que la micorriza interactúa con una amplia variedad de organismos en la rizosfera, como los diazótrofos, sin embargo, la demanda por carbohidratos se incrementa con la coinoculación de más de un microorganismo, y se ha estimado que alrededor del 20 % del total de carbono asimilado por la planta puede ser transferido al hongo (Sylvia, 2005). En otros cultivos de leguminosas la coinoculación de bacterias fijadoras de nitrógeno y hongos micorrízicos mejora la colonización radical, la fijación de nitrógeno, el crecimiento y el rendimiento (Bhattarai et al., 2011; Ngakou et al., 2012).

La coinoculación de A. brasilense y R. intraradices indujo el porcentaje mayor de colonización micorrízica en el sustrato suelo y arena (22.4 ± 2.2) y en pulpa de café fue semejante a la inoculación sola de R. intraradices. Estos valores confirman la capacidad de colonización de R. intraradices, como ha sucedido también en otros cultivos anuales y perennes (Wright et al, 2005, Aguirre-Medina et al, 2007; 2011), sin embargo es de esperarse que la simbiosis de micorriza arbuscular difiere ampliamente en los niveles de colonización (Sylvia, 2005) debido a la interacción de diversos factores ambientes y de manejo (Andrade et al., 2009).

La inoculación de R. intraradices favoreció la colonización radical desde los 28 ddt en los dos sustratos, con ligero incremento cuando se adicionó pulpa de café. En los muestreos siguientes, el porcentaje de colonización encontrado se mantuvo en promedio de 20.9 ± 0.82 % en suelo y arena, y 25.0 ± 1.88 % en suelo con pulpa de café. Es probable que la mayor colonización inicial en el suelo con pulpa de café derivara en menor crecimiento radical, al considerar que la colonización demanda fotosintatos para su establecimiento y este hecho se revirtió en el sustrato a base de suelo y arena al incrementarse la colonización en los siguientes muestreos.

El peso seco de la hoja también fue superior en el sustrato de suelo con arena durante los muestreos a 56 y 84 ddt, y a 140 ddt, lo fue el sustrato suelo con pulpa de café (P ≤ 0.05), (Cuadro 2). En esta variable, también la mayor biomasa seca se registró con la inoculación individual de los microorganismos. Entre tratamientos no se encontró respuesta consistente en esta variable, solamente al final del estudio se presenta mayor asignación de biomasa en hoja en las plantas inoculadas con A. brasilense y diferentes al resto de los tratamientos (P ≤ 0.05). En ambos sustratos los tratamientos testigo presentaron menor contenido de biomasa seca en hoja. El efecto de mayor inducción de la biomasa de la hoja después de los cuatro meses de estudio con Azospirillum, también lo citan Chattopadhyay et al. (2006) en C. canephora en condiciones de campo y Aguirre-Medina, et al. (2011) en Coffea arabica cv. oro Azteca en el mismo tipo de suelo, pero en cacao se encontró incremento consistente en la biomasa de las hojas con Azospirillum en vivero (Aguirre-Medina et al., 2007). La inducción en mayor desarrollo de lámina foliar con los microorganismos A. brasilense y R. intraradices en coinoculación ha sido evidente en cultivos anuales (Aguirre-Medina, 2006). El área foliar de las plantas de café presenta diferencias entre sustratos a partir de los 84 ddt, y en este caso lo fue el suelo con arena y en los siguientes muestreos la diferencia se presentó con el suelo más pulpa de café (P ≤ 0.05). Al inicio de la evaluación, a los 56 y 84 ddt la mayor área foliar se encontró con el tratamiento R. intraradices, y de los 112 a los 140 ddt con A. brasilense, en ambos casos fueron diferentes (P ≤0.05). El incremento en el área foliar del C. canephora también fue encontrado por Chattopadhyay et al. (2006) con la inoculación de A. brasilense. En el caso de R. intraradices, también se incrementó en condiciones de vivero en cacao y café y (Aguirre-Medina et al., 2007; 2011). Al respecto Sylvia (2005) cita que las plantas después de la colonización micorrízica incrementan su actividad fotosintética. Aun cuando se ha indicado que la simbiosis micorrízica arbuscular carece de especificidad taxonómica (Cuenca et al., 2007) parece suceder que se presenta cierta compatibilidad funcional entre la planta, el sustrato y los microorganismos introducidos, y existen combinaciones de microorganismos que funcionan mejor en determinada planta huésped.

La mayor asignación de biomasa al tallo se presentó en los tratamientos inoculados con los microorganismos desde los 28 ddt y se mantuvo en esta tendencia hasta el final de la evaluación. El peso seco del tallo principal fue mayor cuando se introdujeron G. intraradices y A. brasilense solos o combinados entre los 56 y 84 ddt en comparación con el testigo (Cuadro 2). La diferencia en la influencia del sustrato, fue semejante con las otras variables, al inicio el mayor desarrollo vegetal se presentó en el sustrato suelo y arena, y al final de la evaluación en el sustrato donde se adicionó la pulpa de café. Esto puede ser posible, según Sylvia (2005) debido a la producción de enzimas hidrolíticas, como proteasas y fosfatasas de la hifa extramatricial, las cuales pueden tener un impacto importante en la mineralización de la MO y la disponibilidad de nutrientes.

La biomasa total de las plantas inoculadas con los microorganismos fue muy superior a los testigos en ambos sustratos. Así como en otros cultivos, la promoción del crecimiento en las plantas de café ha sido atribuida principalmente a los efectos de la nutrición de la simbiosis. El mayor incremento en la producción de biomasa total se presentó en las plantas que se inocularon con A. brasilense durante toda la evaluación y solamente al final del estudio el tratamiento inoculado con R. intraradices fue estadísticamente igual a A. brasilense y diferentes al resto (P ≤ 0.05).

 

Concentración de Fósforo

La concentración de fósforo en las plantas de cafeto fue superior en los tratamientos inoculados con microorganismos solos o en conjunto en comparación con el testigo (Figura 2).

En el sustrato de suelo y arena con la inoculación de R. intraradices se presentó la mayor concentración de P. Diversos autores han demostrado que las plantas micorrizadas de café absorben fósforo del suelo más eficientemente que las plantas no colonizadas (Chattopadhyay et al., 2006; Aguirre-Medina et al., 2011), debido a la capacidad de las hifas para explorar mayor volumen de sustrato y con más eficiencia en comparación con un sistema radical no micorrizado (Sylvia, 2005). El fósforo es el nutriente que más se transporta por los hongos micorrízicos (Smith et al., 2003; Andrade et al.,2009). La coinoculación de R. intraradices con A. brasilensetambién demostró eficiencia en el transporte de fósforo a la planta en ambos sustratos. En el caso del sustrato suelo podría esperarse menor concentración en el tejido vegetal, sin embargo, se ha consignado que las hifas fúngicas tienen mayor afinidad por el ion fosfato cuando su concentración es baja en la solución (Tajini y Drevon, 2012) y en sistemas de producción de bajos insumos la actividad de la micorriza es más efectiva (Grant et al., 2005), especialmente en suelos de baja fertilidad (Mudge et al., 2003).

Siqueira et al. (1993) preinocularon plántulas de café Coffea arabica L. con una mezcla de G. clarum y Gigaspora margarita favoreciendo la absorción de P por la planta, así como el aumento en la sobrevivencia y la producción en campo. Este efecto en la utilización del fósforo es especialmente importante, porque puede reducir la necesidad de aplicación del fertilizante fosforado de origen inorgánico, especialmente en la fase de vivero.

 

CONCLUSIONES

La inoculación del C. canephora en vivero con alguno de los microorganismos inoculados individualmente favoreció el crecimiento y la asignación de materia seca de los componentes morfológicos y fisiológicos del rendimiento en comparación con el testigo sin inocular.

A. brasilense promovió mayor acumulación de biomasa al inicio, mientras que R. intraradices resultó superior al final del estudio.

La mayor colonización micorrízica de R. intraradices se presentó en el primer tercio de la raíz, y en estas plantas se incrementó la concentración de fósforo en el tejido vegetal.

 

LITERATURA CITADA

AGUIRRE-MEDINA, J.F.; KOHASHI-SHIBATA, J. 2002. Componentes morfológicos y fisiológicos del rendimiento, dinámica de la colonización micorrízica y contenido de fósforo en frijol Phaseolus vulgaris L. Agricultura Técnica en México 28(1): 23-33.         [ Links ]

AGUIRRE-MEDINA, J. F. 2006. Biofertilizantes microbianos: experiencias agronómicas del programa nacional del INIFAP en México. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. Tuxtla Chico, Chiapas, México. 201 p. http://biblioteca.inifap.gob.mx:8080/xmlui/bitstream/handle/123456789/3633/2535%20biofertilizantes%20microbianos.pdf?sequence=1.         [ Links ]

AGUIRRE-MEDINA, J. F.; MENDOZA-LÓPEZ, A.; CADENA-IÑIGUEZ, J.; AVENDAÑO-ARRAZATE, C. 2007. La Biofertilización del cacao (Theobroma cacao) L. en vivero con (Azospirillum brasilense) Tarrand, Krieg et Dóbereiner y (Glomus intraradices) Schenk et Smith. Interciencia 32(8): 1-6. http://www.redalyc.org/articulo.oa?id=33932808.         [ Links ]

AGUIRRE-MEDINA, J. F.; MOROYOQUI-OVILLA, D. M.; MENDOZA-LÓPEZ, A.; CADENA-IÑIGUEZ, J.; AVENDAÑO-ARRAZATE, C. H.; AGUIRRE-CADENA, J. F. 2011. Hongo endomicorrízico y bacteria fijadora de Nitrógeno inoculadas a Coffea arábica en vivero. Agronomía Mesoamericana 22(1): 71-80. http://www.mag.go.cr/rev_meso/v22n01_071.pdf.         [ Links ]

ANDRADE, S. A. L.; MAZZAFERA, P.; SCHIAVINATO, M. A.; SILVEIRA, A. P. D. 2009. Arbuscular mycorrhizal association in coffee. Journal of Agricultural Science 147(2): 105-115. doi:10.1017/S0021859608008344.         [ Links ]

ANÓNIMO. 2000. SAS/STAT user's Guide: Ver 8.1 SAS Institute Inc. Cary NC.         [ Links ]

AUGÉ, R. M. 2004. Arbuscular mycorrhizae and soil/plant water relations. Canadian Journal of Soil Science 84(4): 373-381. doi: 10.4141/S04-002.         [ Links ]

BASHAN, Y.; DE-BASHAN, LUZ, E. 2010. Chapter Two-How the Plant Growth-Promoting Bacterium Azospirillum Promotes Plant Growth-A Critical Assessment. Advances in Agronomy 108: 77-136. doi: 10.1016/S0065-2113(10)08002-8.         [ Links ]

BHATTARAI, N.; BARAL, B.; SHRESTHA, G.; YAMI, K. D. 2011. Effect of mycorrhiza and rhizobium on Phaseolus vulgaris L. Scientific World 9(9): 66-69. http://www.academia.edu/1088389/EFFECT_OF_MYCORRHIZA_AND_RHIZOBIUM_ON_PHASEOLUS_VULGARIS_L.         [ Links ]

CHATTOPADHYAY, N.; SWAIN, S.; HORE, J. K. 2006. Response of Coffee Seedlings to Nitrogen Fixing Biofertilizers. Agricultural Science Digest 26(2): 103-106. http://www.indianjournals.com/ijor.aspx?target=ijor:asd&volume=26&issue=2&article=007.         [ Links ]

CUENCA, G.; CÁCERES, A.; OIRDOBRO, G.; HASMY, Z.; UR-DANETA, C. 2007. Las micorrizas arbusculares como alternativa para una agricultura sustentable en áreas tropicales. Interciencia 32(1): 23-29. http://www.interciencia.org/v32_01/23.pdf.         [ Links ]

DOBBELAERE, S.; VANDERLEYDEN, J.; OKÓN J. 2001. Plant growth-promoting effects of diazotrophs in the rhizosphere. Critical Reviews in Plant Sciences 22(2): 107-149. doi:10.1080/713610853.         [ Links ]

DONG, L. Q; ZHANG, K. Q. 2006. Microbial control of plant-parasitic nematodes: a five-party Interaction. Plant and Soil 288(1-2): 31-45. doi: 10.1007/s11104-006-9009-3.         [ Links ]

DANIELL, T.; HUSBAND, J. R.; FITTER, A.H.; YOUNG, J.P.W. 2003. Molecular diversity of arbuscular mycorrhizal fungi colonizing arable crops. FEMS Microbiology Ecology 36(2-3): 203-209. doi: 10.1111/j.1574-6941.2001.tb00841.x.         [ Links ]

GERDEMANN, J.W.; NICOLSON, T.H. 1963. Spores of mycorrhizal Endogone species extracted from the soil by wet sieving and decanting. Transactions of the British Mycological Society 46(2): 235-244. doi: 10.1016/S0007-1536(63)80079-0.         [ Links ]

GRANT, C.; BITTMAN, S.; MONTREAL, M.; PLENCHETTE, C.; MOREL, C. 2005. Soil and fertilizer phosphorus: Effects on plant P supply and mycorrhizal development. Canadian Journal of Plant Science 85(1): 3-14. doi: 10.4141/P03-182.         [ Links ]

IRIZAR G., M. B.; VARGAS V., P.; GARZA G., D.; TUT C., C.; ROJAS M., I.; TRUJILLO C., A.; GARCÍA S., R.; AGUIRRE M., D.; MARTÍNEZ G., J. C.; ALVARADO M., S.; GRAJEDA C., O.; VALERO G., J.; AGUIRRE M., J. F. 2003. Respuesta de cultivos agrícolas a los biofertilizantes en la región central de México. Agricultura Técnica en México 29(2): 213-225. http://www.redalyc.org/pdf/608/60829211.pdf.         [ Links ]

HARRIER, L. A.; WATSON, C. A. 2004. The potential role of arbuscular mycorrhizal (AM) fungi in the bioprotection of plants against soil-borne pathogens in organic and/or other sustainable farming systems. Pest Management Science 60(2): 149-157. doi: 10.1002/ps.820.         [ Links ]

HERNÁNDEZ, W.; SALAS, E. 2009. La Inoculación con Glomus fasciculatum en el crecimiento de cuatro especies forestales en vivero y campo. Agronomía Costarricense 33(1): 17-30. http://www.mag.go.cr/rev_agr/v33n01-017.pdf.         [ Links ]

HUNGRIA, M.; CAMPO, R. J.; SOUZA, E. M.; PEDROSA, F. O. 2004. Inoculation with selected strains of Azospirillum brasilense and A. lipoferum improves yields of maize and wheat in Brazil. Plant Soil 331(1-2): 413-425. doi: 10.1007/s11104-009-0262-0.         [ Links ]

KENNEDY, A. C. 2005. Rhizosphere, pp. 242-262. In: Principles and Applications of Soil Microbiology. SYLVIA, M. D.; FUHRMANN, J. J.; HARTE, G. P.; ZUBERER, A. D. (eds.). Second Edition. Pearson Prentice Hall. New Jersey, USA.         [ Links ]

LEBRON, L.; LODGE, D. J.; BAYMAN, P. 2012. Differences in arbuscular mycorrhizal fungi among three coffee cultivars in Puerto Rico. ISRN Agronomy 2012: 1-7. doi: 10.5402/2012/148042.         [ Links ]

MUDGE, S. R.; SMITH, F. W.; RICHARDSON, A. E. 2003. Root-specific and phosphate-regulated expression of phytase under the control of a phosphate transporter promoter enables Arabidopsis to grow on phytate as a sole P source. Plant Science 165(4): 871-878. doi: 10.1016/S0168-9452(03)00286-3.         [ Links ]

NGAKOU, A.; NGO N., L.; DOLOUM, G.; ADAMOU, S. 2012. Mycorrhiza-Rhizobium-Vigna subterranea dual symbiosis: Impact of microbial symbionts for growth and sustainable yield improvement. International Journal of Agriculture and Biology 14(6): 915-921. http://www.fspublishers.org/published_papers/56823_..pdf.         [ Links ]

PÉREZ, A.; BUSTAMANTE, C.; RODRÍGUEZ, R.; DÍAZ, A.; BERTOT, M.; RODRÍGUEZ, I. 2002. Influencia de diferentes variantes de fertilización en el crecimiento y desarrollo de posturas de Coffea canephora Pierre. Cultivos Tropicales 23(4): 89-93. http://www.redalyc.org/pdf/1932/193218135012.pdf.         [ Links ]

PHILLIPS, J. M.; HAYMAN, D. S. 1970. Improved procedures for clearing and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Transactions of the British Mycological Society 55(1): 158-161. doi: 10.1016/S0007-1536(70)80110-3.         [ Links ]

RILLIG, M. C.; MUMMEY, D. L. 2006. Mycorrhizas and soil structure. New Phytologist 171(1): 41-53. doi: 10.1111/j.1469-8137.2006.01750.x.         [ Links ]

SERRALDE O., A. M.; RAMÍREZ G., M. M. 2004. Análisis de poblaciones de micorrizas en maíz Zea mays cultivado en suelos ácidos bajo diferentes tratamientos agronómicos. Revista Corpoica 5(1): 31-40. http://corpomail.corpoica.org.co/BACFILES/BACDIGITAL/48629/48629.pdf.         [ Links ]

SIEVERDING, E. 1989. Ecology of VAM fungi in tropical agrosystems. Agriculture, Ecosystems & Environment 29(1-4): 369-390. doi: 10.1016/0167-8809(90)90303-U.         [ Links ]

SIQUEIRA, J. O.; COLOZZI-FILHO, A.; SAGGIN-JUNIOR, O. J.; GUIMARAES, P. T.G.; OLIVEIRA, E. 1993. Crescimento de mudas e producao do cafeeiro sob influencia de fungos micorrizicos e superfosfato. Revista Brasileira de Ciencia do Solo 17(1): 53-60.         [ Links ]

SMITH, S. E.; SMITH, F. A.; JAKOBSEN, I. 2003. Mycorrhizal fungi can dominate phosphate supply to plant irrespective of growth responses. Plant Physiology 133(1): 16-20. doi: 10.1104/pp.103.024380.         [ Links ]

SYLVIA, M. D. 2005. Mycorrhizal symbioses, pp. 263-282. In: Principles and Applications of Soil Microbiology. SYLVIA, M. D.; FUHRMANN, J. J.; HARTE, G. P.; ZUBERER, A. D. (eds.). Second Edition. Pearson Prentice Hall. New Jersey, USA.         [ Links ]

TAJINI, F.; DREVON, J. J. 2012. Phosphorus use efficiency in common bean (Phaseolus vulgaris L.) as related to compatibility of association among arbuscular mycorrhizal fungi and rhizobia. African Journal of Biotechnology 11(58): 12173-12182. doi: 10.5897/AJB12.603.         [ Links ]

TRISTÃO, F. S. M.; LOPEZ A., S. A.; SILVEIRA, A. P. D. 2006. Fungos micorrizicos arbusculares na formacáo de mudas de cafeeiro, em substratos orgánicos comerciais. Bragantia 65(4): 649-658. doi: 10.1590/S0006-87052006000400016.         [ Links ]

WRIGHT, D. P.; SCHOLES, J. D.; READ, D. J.; ROLFE, S.A. 2005. European and African maize cultivars differ in their physiological and molecular responses to mycorrhizal infection. New Phytologist 167(3): 881-896. doi: 10.1111/j.1469-8137.2005.01472.x.         [ Links ]