Tolerancia de 26 colectas de tomates nativos de México al nematodo Meloidogyne incognita (Kofoid y White) Chitwood

 

Tolerance of 26 native tomato collections from Mexico to nematode Meloidogyne incognita (Kofoid and White) Chitwood

 

Raquel Cervantes-Moreno¹; Juan Enrique Rodríguez-Pérez^1*; Calixto Carrillo Fonseca²; Jaime Sahagún-Castellanos¹; Eduardo Rodríguez-Guzmán³

 

¹ Universidad Autónoma Chapingo, Departamento de Fitotecnia. km 38.5 Carretera México-Texcoco. Chapingo, Estado de México, MÉXICO. C.P. 56230. Correo-e: erodriguezx@yahoo.com.mx (*Autor para correspondencia).

² Universidad Autónoma Chapingo, Departamento de Parasitología Agrícola. km 38.5 Carretera México-Texcoco. Chapingo, Estado de México, MÉXICO. C.P. 56230.

³ Universidad de Guadalajara, Centro Universitario de Ciencias Biológicas y Agropecuarias. Camino Ramón Padilla Sánchez # 2100. Nextipac, Zapopan, Jalisco, MÉXICO. C.P. 45200.

 

Recibido: 8 de diciembre, 2012.
Aceptado: 12 de diciembre, 2013.

 

Resumen

Se determinó la tolerancia de 26 colectas de tomates nativos de México a Meloidogyne incongnita (Kofoid y White) Chitwood, con el fin de identificar aquellas con potencial para su empleo en el mejoramiento genético o como portainjertos. Para ello, plantas de 30 días de edad fueron establecidas en hidroponia bajo invernadero. Diez días después del trasplante (ddt) fue aplicada al sustrato una solución con 100,000 huevecillos-larva por planta. Se registraron caracteres de la parte aérea de plantas y a los 210 ddt se cuantificó el desarrollo de poblaciones de nematodos en raíces. M. incognita disminuyó el diámetro de frutos y el porte de planta (altura al primer racimo, peso seco de tallo y número de nudos), e incrementó el número de frutos y flores. Además, redujo la longitud de raíces y aumentó el volumen de éstas por la formación de nódulos. Mediante análisis multivariados (agrupamiento y discriminante) se definieron cinco grupos de colectas en función de la cantidad de agallas pequeñas y grandes, así como el total de éstas (82% de variación) y por la cantidad de larvas en raíz y huevecillos en sustrato (13% de variación). Se identificaron tres colectas tolerantes con bajos índices de agallas y menor presencia de huevecillos-larva en raíz y en sustrato. Ocho colectas fueron moderadamente tolerantes; nueve, moderadamente susceptibles, y seis, susceptibles. No se detectaron asociaciones entre orígenes de colectas o forma de fruto con respecto a la tolerancia al nematodo.

Palabras clave adicionales: Solanum lycopersicum, agallas, huevecillos-larva.

 

Abstract

The tolerance of 26 native tomato collections from Mexico to Meloidogyne incongnita (Kofoid and White) Chitwood was studied to identify those with potential for use in breeding or as rootstock. To do this, 30-day-old plants were established in a hydroponic system under greenhouse conditions. A solution with 100,000 eggs-larvae per plant was applied to the substrate 10 days after transplantation (dat). Characters of the above-ground part of the plants were recorded and at 210 dat the development of nematode populations in roots was quantified. Meloidogyne incognita reduced fruit diameter and plant size (first truss height, stem dry weight, and node number), and increased the number of fruits and flowers. Additionally, it reduced root length and increased root volume due to nodule formation. By means of multivariate analysis (cluster and discriminant), five collection groups were defined based on the number of small and large galls, as well as total galls (82 % variation), and by the number of larvae in roots and eggs in the substrate (13 % variation). Three tolerant collections with low gall indices and a lower number of eggs-larvae in the roots and substrate were identified. Eight collections were moderately tolerant, nine moderately susceptible and six susceptible. No associations were detected between collection origins or fruit shape and tolerance to nematode.

Additional keywords: Solanum lycopersicum, galls, eggs-larvae.

 

INTRODUCCIÓN

El tomate está considerado como la segunda especie hortícola más importante en México, debido a su superficie sembrada (53,780 ha), por el valor de la producción de $ 10,336,853,070.00 (Anónimo, 2012) y por la ser la primera generadora de divisas gracias a su exportación y a su alto precio en ciertas ventanas de comercialización, por lo que genera importantes ganancias al productor.

Uno de los factores que limitan el cultivo de tomate, principalmente en campo, aunque es común en sistemas de invernadero, son los nematodos. En México se han reportado en varios estados productores y pueden causar mermas en la producción que van desde 30 hasta 100% (Sosa-Moss, 1985). Las principales especies que afectan a este cultivo son Nacobus aberrans, Meloidogyne arenaria, Meloidogyne javanica y Meloidogyne incognita (Carrillo et al. 2000). Esta última es la de mayor importancia y presenta cuatro razas patogénicas, las cuales atacan al tomate (Eisenback et al., 1983). Asimismo, la presencia de diferentes especies del mismo género es común (Karman, et al., 2010; Carrillo et al., 2000).

La distribución de nematodos ocurre en regiones tropicales, subtropicales y en lugares con temperaturas bajas. Su amplia distribución se atribuye a factores como capacidad para tolerar condiciones ambientales adversas, potencial reproductivo y diseminación a través del agua de riego, maquinaria, implementos agrícolas y material vegetal infestado (Anwar y McKenry, 2002). Además, varias especies vegetales (maleza entre ellas) son hospederos alternativos (Nuez, 2001).

La respuesta de las plantas a la infección de Meloidogyne sp. ocurre en dos niveles. El primero afecta toda la planta con una reducción en la fotosíntesis, el crecimiento y el rendimiento, debido a que se interfiere la síntesis y traslocación de reguladores de crecimiento producidos por las raíces. La segunda forma ocurre a nivel celular en raíces y modifica su morfología y fisiología, y las transforma en células gigantes multinucleadas, altamente especializadas, llamadas sincitias o células de transferencia (Bird, 1974).

Un mecanismo de resistencia a nematodos se considera como excelente cuando restringe o previene la reproducción de éstos. Desafortunadamente, la búsqueda de este tipo de plantas requiere varios años de investigación, aspecto que ha limitado la disponibilidad de variedades resistentes (Anwar y McKenry, 2002). No obstante, alternativas como el gen de resistencia Mi ha permitido desarrollar portainjertos y variedades tolerantes, ya que bloquea la reproducción de nematodos de manera significativa, gracias a una respuesta de hipersensibilidad que genera una necrosis de las células localizadas en la zona de infección (alrededor de la cabeza del nematodo invasor) que impide el crecimiento de las larvas, lo que causa su muerte. Su eficacia disminuye con temperaturas superiores a 27 °C. (Riggs y Winstead, 1959). Sin embargo, se ha reportado ruptura de esta resistencia, atribuida a la presión de selección ejercida sobre el patógeno debido al uso reiterado de genotipos resistentes en terrenos con monocultivo (Piedra et al., 2005).

Un aspecto importante a considerar con respecto al empleo de genes de resistencia a nematodos es su efecto en las dinámicas de poblaciones del patógeno, ya que al incrementar la presión de selección, se modificará el grado de virulencia, lo que causa la pérdida de efectividad de este mecanismo (Sorribas y Verdejo, 1999).

Otras formas de resistencia involucran mecanismos de pre o post infección. La primera ocurre en la superficie de la raíz o en la rizosfera. De este modo se disminuye la penetración del nematodo. Los exudados radicales de las plantas pueden también atraer o repeler a los nematodos. Los mecanismos de resistencia pos infección involucran procesos en las raíces que pueden disuadir la alimentación del nematodo, cambiar el establecimiento de sitios de alimentación, retrasar o prevenir el desarrollo del nematodo o inhibir su reproducción (Huang, 1985; Anwar y McKenry, 2002).

El ciclo de vida del nematodo nodulador, Meloidogyne incognita, especialmente su duración, es influenciada principalmente por la temperatura. Inicia con la formación de un huevo, seguido de cuatro etapas juveniles y por último la etapa adulta. Las larvas del segundo estado o etapa infectiva generalmente penetran la raíz en la punta o caliptra, se mueven entre las células no diferenciadas y se alojan cerca de los haces vasculares donde completan su ciclo. Con los estiletes perforan las paredes de las células, se alimentan e inyectan secreciones a la planta (Taylor y Sasser, 1983).

El síntoma más común producido por la hembra es la formación de engrosamientos radiculares conocidos como nódulos. Su tamaño y número depende del número de hembras incrustadas. Una vez infectadas las raíces se produce engrosamiento e hiperplasia celular causados por la obstrucción de los vasos, se acortan y se deforman las raíces principales, se reduce el número de raíces laterales y el desarrollo de pelos radiculares. Esto causa la disminución de la absorción de agua y nutrientes y, en consecuencia, se detiene el crecimiento general del sistema radicular y la planta se debilita, aparece clorosis en las hojas o bien manifiestan marchitez reversible (epinastia). En el caso de ataques severos ocurre la muerte de la planta. Adicionalmente, el nematodo interacciona con otros patógenos, ya sea como vector de virus o de forma pasiva, facilitando la entrada de bacterias y hongos por las heridas que han provocado (Taylor y Sasser, 1983; Nuez, 2001).

Dado que México es el centro de origen del tomate, los materiales nativos son considerados como una fuente de variación genética, útil en el mejoramiento genético, a través de la mejora de algunas características de cultivares comerciales, ya sea mediante el empleo de injertos o bien por medio de transferencia de caracteres de interés. Es por ello que la caracterización de estos recursos fitogenéticos es importante (Bai y Lindhout, 2007).

Con base en lo anterior, el objetivo de la presente investigación fue caracterizar 26 colectas de tomate nativo de México de acuerdo con atributos de tolerancia al nematodo Melidogyne incognita.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

El experimento se realizó en el ciclo primavera-verano de 2008, en un invernadero del Campo Agrícola Experimental de la Universidad Autónoma Chapingo, localizado a 19° 19° 29' 23" latitud norte y 98° 52' 25" de longitud oeste, con altitud de 2,269 msnm y clima C(w₀)(w)b(i')g (García, 1986). La extracción y conteo de nematodos se llevaron a cabo en el laboratorio de Nematología de la misma Universidad.

Se evaluaron 26 colectas de tomate silvestre, de las que 13 de ellas, originarias del estado de Puebla, fueron proporcionadas por el Banco Nacional de Germoplasma de la Universidad Autónoma Chapingo (UACh), y las restantes provinieron de diferentes estados de la República Mexicana (Cuadro 1).

Las semillas de las colectas se establecieron en charolas de poliuretano de 200 cavidades. A los 40 días se trasplantaron en macetas de PVC de 2 litros de capacidad con sustrato inerte (arena volcánica). La nutrición se aplicó en riego con solución nutritiva. A los 10 días después del transplante (ddt) fue aplicada al sustrato una solución de 100,000 huevecillos-larva por planta. Adicionalmente, las colectas se establecieron en ausencia del nematodo. El inóculo de Meloidogyne incognita fue extraído mediante el método macerado-tamizado obtenido de un cultivo comercial de tomate procedente del estado de Morelos, México. La identificación del patógeno se realizó en el laboratorio de Nematología de la Universidad Autónoma Chapingo.

La unidad experimental consistió de una maceta con una planta. El diseño experimental usado fue completamente al azar con cuatro repeticiones.

Durante el desarrollo del cultivo se registraron, en plantas con nematodos y en testigos, la altura al primer racimo (A1R, en cm), diámetro basal de tallo (DT, en cm), número de flores (NF3R) y número de frutos (NF) en el tercer racimo. Al finalizar el experimento, a los 210 ddt, a partir de diez frutos se cuantificó su peso (PF, en g) y diámetro (DF en cm). Adicionalmente se registró la altura de planta (AP, en cm), el número de nudos en 1 m de tallo (NNm) y peso seco del tallo (en g, secado a 70 °C hasta peso constante). En raíces, después de lavarse, se determinó su longitud (LR, en cm) y su volumen (VR, en cm³) por desplazamiento de agua.

Las plantas inoculadas con nematodos, fueron llevadas a laboratorio donde sus raíces fueron lavadas. Posteriormente se tiñeron las masas de huevos con Phloxina B (0.15 g·litro^-1) durante 20 minutos (Barker, 1985) y se cuantificaron mediante el índice de agallas pequeñas (menores de 5 mm) y el índice de agallas grandes (mayores de 5 mm) (Taylor y Sasser, 1983, Cuadro 2).

Para la extracción de huevos y larvas en raíces se empleó el método de macerado-tamizado. Diez gramos de raíces trozadas se colocaron en batidora con una solución de 180 ml de agua destilada y 20 ml de hipoclorito de sodio al 5% durante tres minutos. Posteriormente se filtró en una columna de dos tamices de 20 y 400 mallas, y nuevamente en el tamiz de 400 mallas, donde quedaron retenidos los huevecillos-larva que fueron almacenados en frascos. Bajo el microscopio, con ayuda de las cuadrículas de una caja contadora de disección, se determinó el número de huevecillos-larva por mililitro y, consecuentemente, el número de huevecillos-larva por gramo de raíz.

La extracción de huevos y larvas en sustrato se realizó con el método de macerado-tamizado-centrifugado. Para ello se pesaron 200 g de sustrato homogeneizado y se colocó en 10 litros de agua. Posteriormente la solución se filtró en tamices de 20, 60, 100, 200 y 400 mallas. El material obtenido en el último tamiz se pasó a un recipiente para evitar pérdidas de nematodos. Esta solución se homogenizó mediante agitación y transfirió a tubos de centrifugación, se agregó 1 g de caolín, se centrifugó durante 5 minutos a 3,500 revoluciones por minuto (rpm) y se llenaron los tubos con solución de 450 g de azúcar aforados a un litro. Posteriormente se realizó una segunda centrifugación a 3,500 rpm por 3 minutos. La solución azucarada se vertió en el tamiz de 400 mallas, el cual se lavó para eliminar el excedente de azúcar. Por último, se recolectaron los nematodos del tamiz y se realizó el conteo de la misma forma que el caso anterior.

Para determinar los efectos en los caracteres evaluados debido a la inoculación de nematodos, a las colectas y a su interacción, se realizaron análisis de varianza y comparaciones de medias (Tukey, α = 0.05). En algunas variables se realizó la transformación raíz cuadrada antes de realizar los análisis de varianza.

Posteriormente, se efectuó un análisis de agrupamiento con empleo de las distancias euclidianas elevadas al cuadrado, obtenidas a partir de datos estandarizados. La construcción del dendrograma se realizó con la técnica de mínima varianza de Ward y la altura de corte se determinó con el criterio cúbico de agrupamiento (Anónimo, 1983) y la pseudoestadística t² de Hotelling (1951).

Para corroborar la pertinencia de los grupos y determinar las variables responsables de esta agrupación, se realizó un análisis discriminante. Finalmente, se realizaron análisis de varianza (previa transformación raíz cuadrada) y comparación de medias de Tukey (α = 0.05).

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Mediante los análisis de varianza (Cuadro 3) de caracteres morfológicos evaluados tanto en testigos como en tratamientos inoculados, se detectaron diferencias significativas en el factor colectas en altura de planta, altura al primer racimo, diámetro de tallo, peso y diámetro de frutos, y número de nudos en un metro de tallo. La inoculación de Meloidogyne incognita (tratamientos) afectó significativamente la altura al primer racimo, peso seco de tallo, al número de frutos, número de flores, diámetro de frutos, así como volumen y longitud de la raíz. No se detectó significancia en la interacción colecta por tratamiento.

La comparación de medias de Tukey (Cuadro 4), indicó que Meloidogyne incognita causó diferencias significativas con respecto al testigo en el porte de planta, puesto que disminuyó la altura al primer racimo y el peso seco de tallo. Por otra parte, causó la disminución del diámetro de frutos, aunque tuvo un mayor número de éstos y de flores. El nematodo disminuyó la longitud de raíces, aunque aumentó su volumen, síntomas característicos producidos por la hembra del nematodo, además de la formación de engrosamientos radiculares (nódulos), causados por la formación de células gigantes y agallas, lo cual provocó necrosis en raíces altamente infestadas, acortamiento y disminución de raíces laterales y escasos pelos radicales (Cepeda, 1996).

Con el fin de describir el comportamiento de las colectas evaluadas en presencia de Meloidogyne incognita, con los índices de agallas pequeñas, grandes y total, y la cantidad de huevecillos-larva en raíz y en sustrato, se realizó un análisis de agrupamiento con la técnica de varianza mínima de Ward mediante la matriz de datos estandarizados, cuyo dendrograma aparece en la Figura 1. El criterio cúbico de agrupamiento (Anónimo, 1983) y a la pseudoestadística t² de Hotelling (Johnson, 2000), indicaron que el número de grupos a generar correspondió a cuatro.

Con el fin de identificar las variables que determinaron la conformación de grupos en el análisis anterior, se realizó un análisis discriminante, donde se consideró como variable categórica a los grupos generados. Dos funciones discriminantes describieron 93% de la variabilidad de los datos empleados, con variación individual de 66 y 27%, ambas diferentes de cero (α ≤ 0.01) y valores propios de 4.86 y 1.98, respectivamente.

El Cuadro 5 muestra la importancia relativa de los caracteres incluidos en el análisis en cada una de las dos variables discriminantes (estructura total canónica), así como las funciones discriminantes generadas. A partir de dicha información, genotipos con altos valores de la variable discriminante uno (VD1) tuvieron mayor expresión en total de agallas (0.95), índice de agallas pequeñas (0.94), e índice de agalles grandes (0.82), y viceversa. Con respecto a la variable discriminante dos (VD2), altos valores de está representan a colectas con altas cantidades de huevecillos en sustrato (0.67), y en raíz (0.54), así como alta cantidad de larvas en raíz (0.65), y viceversa.

La representación gráfica del comportamiento de los grupos de colectas en función de las variables discriminantes obtenidas se presenta la Figura 1. En ésta el 66% de la variación representada por la VD1 separó a las colectas por su susceptibilidad en función de la cantidad de agallas pequeñas y grandes así como del total de éstas, en tanto que la VD2 (27% de la variación de datos) diferenció a los grupo de colectas en función de la cantidad de huevecillos y larvas en raíz y huevecillos en sustrato.

Dos colectas del grupo 4 presentaron mayor cantidad de agallas, así como de huevecillos y larvas en raíz y huevecillos en sustrato, por lo que se consideraron como susceptibles. El grupo dos, con 12 colectas, se consideró como moderadamente susceptibles. El grupo 1 con tres coletas, fue moderadamente tolerante. Las tres colectas del grupo uno mostraron mayor tolerancia, al presentar menor desarrollo de masas de agallas (menores valores de VD1). Los grupos 1, 2 y 3, presentaron similar presencia de larvas y huevecillos en raíz y huevecillos en sustrato.

Se realizó un análisis de varianza para comparar los grupos de colectas (Cuadro 6), en donde se observó la presencia de variabilidad significativa en este factor de variación en todos los caracteres evaluados en raíces. Cabe mencionar que las colectas dentro de cada grupo, no mostraron diferencias estadísticas significativas; es decir, se tuvo comportamiento similar al interior de los grupos; lo anterior a pesar de los altos coeficientes de variación detectados.

La comparación de medias (Cuadro 7), corrobora el comportamiento de los grupos de colectas observado a través de Figura 2. En dicho cuadro, el grupo 3 tuvo la mayor tolerancia a Meloidogyne incognita, pues presentó menor desarrollo de masas de agallas (α = 0.05). En cuanto a la presencia de larvas y huevecillos raíces y en sustrato, los grupos 3, 1 y 2 fueron similares (α = 0.05); sin embargo, la menor presencia de agallas del grupo 3, las tolerantes, indica que deben poseer algún mecanismo de resistencia, ya que desarrollaron los menores índices de agallas a pesar de haber presencia del patógeno en el sustrato. Es necesario estudiar a fondo este fenómeno, ya que la producción de huevos en cultivares resistentes, aunque baja, puede tener importantes repercusiones epidemiológicas debido a la población residual del nematodo que queda en el suelo tras el cultivo. Esto es mayor en sistemas de producción intensiva, donde se incrementa el inóculo, lo que causa un proceso de adaptación progresiva o de selección de poblaciones virulentas. En situaciones de campo, la selección de poblaciones virulentas no es un proceso bien documentado, aunque la evidencia indirecta sugiere que este proceso podría ocurrir (Sorribas y Verdejo, 1999).

El grupo 4, de colectas susceptibles, mostró el mayor desarrollo del patógeno tanto en el sustrato como dentro de raíces, y presentó los mayores índices de agallas.

El grupo 2 (moderadamente susceptible) y el grupo 1 (moderadamente tolerante) presentaron desarrollo similar de huevecillos y larvas en sustrato que las tolerantes (α = 0.05). Sin embargo, tuvieron incremento significativo (α = 0.05) en los índices de agallas con respecto al grupo de colectas tolerantes.

En el Cuadro 8 se presentan las colectas y la descripción de grupos generados por los análisis anteriores. No se detectaron asociaciones entre orígenes o formas de fruto con respecto a la tolerancia a Meloidogyne incognita.

 

CONCLUSIONES

Meloidogyne incognita modificó caracteres morfológicos al inicio del desarrollo de la planta, ya que promovió el crecimiento vegetativo. Sin embargo, al final del desarrollo, las raíces presentaron mayor infestación, lo que provocó la disminución del desarrollo vegetativo.

Los índices de agallas (pequeñas, grandes y totales) y la cantidad de huevecillos-larva en raíz y sustrato tuvieron diferencias dentro de los grupos identificados. No se detectó variación entre colectas dentro de grupos.

Se identificaron tres colectas tolerantes a Meloidogyne ingognita, ocho moderadamente tolerantes, nueve moderadamente susceptibles y seis susceptibles.

No se identificaron relaciones entre orígenes de las colectas y forma de fruto con respecto a la tolerancia a Meloidogyne incognita.

 

LITERATURA CITADA

ANÓNIMO 1983. The cubic clustering criterion. SAS Technical Report A-108, Cary N. C.:SAS Institute, Inc. http://support.sas.com/documentation/onlinedoc/v82/techreport_a108.pdf.         [ Links ]

ANÓNIMO 2012. Cierre de la producción agrícola por cultivo. Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación. México. http://www.siap.gob.mx.         [ Links ]

ANWAR, S. A.; MCKENRY, M. V. 2002. Penetration, development, and reproduction of Meloidogyne arenaria on two new grape rootstocks. Journal of Nematology 34(2):143-145. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2620547/pdf/143.pdf.         [ Links ]

BAI, Y.; LINDHOUT, P. 2007. Domestication and breeding of tomatoes: what have we gained and what can we gain in the future?. Annals of Botany 100(5): 1085–1094. doi:10.1093/aob/mcm150.         [ Links ]

BARKER, K. R. 1985. Nematode extraction and bioassays, pp. 27-31. In: An Advanced Treatise on Meloidogyne. Volume II: Methodology. BARKER, K. R.; CARTER, C. C.; SASSER, J. N. (eds.). North Carolina State University, Raleigh, C.N., USA.         [ Links ]

BIRD, A. F. 1974. Plant response to root-knot nematode. Annual Review Phytopathology 12(1): 69-85. doi: 10.1146/annurev.py.12.090174.000441.         [ Links ]

CARRILLO F., J. A.; GARCÍA E., R. S.; ALLENDE M., R.; MÁRQUEZ Z., I.; CRUZ O., J. E. 2000. Identificación y Distribución de Especies del Nematodo Nodulador (Meloidogyne spp.) en Hortalizas, en Sinaloa, México. Revista Mexicana de Fitopatología 18(2): 115-119. http://www.socmexfito.org/images/stories/revista_smf/2000/002/61218208.pdf.         [ Links ]

CEPEDA, S. M. 1996. Nematología Agrícola. Trillas. D.F., México. 303 p.         [ Links ]

EISENBACK, J. D.; HIRSCHMANN, H.; SASSER, J. N.; TRIANTAPHYLLOU, A. C. 1983. Guía para la Identificación de Cuatro Especies más Comunes del Nemátodo Agallador (Meloidogyne especies), con una Clave Pictórica. Traducido al español por SOSA-MOSS, C. International Meloidogyne Project. Raleigh, North Carolina, USA. 40p.         [ Links ]

GARCÍA, E. 1986. Modificaciones al Sistema de Clasificación Climática de Köppen para Adaptarlos a las Condiciones de la República Mexicana. Universidad Nacional Autónoma de México. D. F., México. 215 p.         [ Links ]

HUANG C. S., 1985. Formation, anatomy and physiology of giant cells induced by root-knot nematodes, pp. 155-164. In: An Advanced Treatise on Meloidogyne. Vol. I. SASSER, J. N.; CARTER, C. C. (ed.). North Carolina State University. Raleigh, N.C., USA.         [ Links ]

HOTELLING, H. 1951. A Generalized t test and measure of Multivariate Dispersion, pp. 23-41. In: Proceedings of the Second Berkeley Symposium on Mathematical Statistics. NEYMAN, J. (ed.). University of California Press. Berkeley, USA. http://projecteuclid.org/DPubS/Repository/1.0/Disseminate?handle=euclid.bsmsp/1200500217&view=body&content-type=pdf_1.         [ Links ]

JOHNSON, D. E. 2000. Métodos Multivariados Aplicados al Análisis de Datos. Internacional Thomson Editores. D. F. México. 556 p.         [ Links ]

KAMRAN, M.; ANWAR, S. A.; JAVED, N.; KHAN, S. A.; SAHI, G. H. 2010. Incidence of root-knot nematodes on tomato in Sargodha, Punjab, Pakistan. Pakistan Journal of Nematology 28(2): 253-262.         [ Links ]

NUEZ, F. 2001. El Cultivo del Tomate. Ediciones Mundi Prensa. Madrid, Barcelona, México. 740 p.         [ Links ]

PIEDRA B., A.; DÍEZ-ROJO, M. A.; BELLO, A.; ROBERTSON, L.; LÓPEZ-PÉREZ, J. A.; ESCUER, M.; LEÓN, L. 2005. Comportamiento de Meloidogyne incognita sobre tomate y pimiento resistente en Uruguay. Nematropica 35(2):111-120. http://digital.csic.es/bitstream/10261/14441/1/111_120.pdf.         [ Links ]

RIGGS R. D.; WINSTEAD, N. N. 1959. Studies on resistance in tomato to root-knot nematodes and on the occurrence of pathogenic biotypes. Phytopathology 49(11): 716-724.         [ Links ]

SOSA-MOSS, C. 1985. Report on the status of Meloidogyne research in México, Central America and the Caribbean Countries (Region 1), pp. 327-346. In: An advanced treatise on Meloidogyne Vol. 1. Biology and control. SASSER, N. J.; CARTER, C. C. (eds.). North Carolina State University. Raleigh, North Carolina, USA.         [ Links ]

SORRIBAS, F. J.; VERDEJO L., S. 1999. Capacidad parasitaria de Meloidogyne spp. en cultivares de tomate resistente. Investigación Agraria: Producción Protección Vegetales 14(1-2):237-247. http://www.inia.es/gcontrec/pub/20sorribas_1048157051015.pdf.         [ Links ]

TAYLOR L.; SASSER, J. N. 1983. Biología, identificación y control de los nematodos de nódulo de la raíz. Universidad del Estado de Carolina del Norte-Agencia de EEUU para el Desarrollo Internacional. Carolina del Norte. USA. 111p. http://pdf.usaid.gov/pdf_docs/pnaaq245.pdf.         [ Links ]