Hongos micorrícico-arbusculares en la producción de violeta africana en un sistema de manejo tradicional

 

Arbuscular mycorrhizal fungi in the production of african violet in a traditional management system

 

Ramón Zulueta-Rodríguez^*; Dora Trejo-Aguilar; Liliana Lara-Capistrán

 

¹Universidad Veracruzana, Campus Xalapa, Facultad de Ciencias Agrícolas, Laboratorio de Organismos Benéficos.Circuito Gonzalo Aguirre Beltrán s./n., Zona Universitaria. Xalapa, Veracruz, MÉXICO. C. P. 91090. Tel/Fax. (228) 842 1749. Correo-e: rzulueta36@hotmail.com (^*Autor para correspondencia).

 

Recibido: 15 de noviembre, 2012
Aceptado: 11 de octubre, 2013

 

Resumen

Se determinó el efecto de la inoculación de violeta africana (Saintpaulia ionantha Wendl.) con hongos micorrícico-arbusculares (HMA) en un vivero comercial bajo el sistema de cultivo del productor. Se probaron dos presentaciones del inóculo, raíces frescas (IT) e inoculante encapsulado en perlas de alginato de calcio (IE). Los tratamientos establecidos fueron plantas inoculadas con cada uno de los inóculos (IT e IE), plantas fertilizadas sin inocular (F), plantas inoculadas + fertilizante (IT+F e IE+F) y plantas testigo (T). Las variables evaluadas 90 y 180 días después de la inoculación (DDI) fueron área foliar, número de hojas, de botones florales y de flores, así como la longitud de raíz colonizada, peso seco de pecíolos, hojas y raíces al final del experimento (180 DDI). El análisis estadístico indicó diferencias altamente significativas entre los tratamientos a los 90 DDI para área foliar, número de botones florales y de flores (ANOVA, P ≤ 0.01), respuesta que prevaleció hasta los 180 DDI con respecto a las plantas testigo (ANOVA, P ≤ 0.01). En general, la interacción de los HMA con el fertilizante promovió una floración prematura, lo cual indica que el uso de estos microorganismos puede considerarse una alternativa biotecnológica factible de incorporar en estos sistemas de producción.

Palabras clave: Saintpaulia ionantha Wendl., vivero comercial, inoculación microbiana, especie florícola ornamental.

 

Abstract

The effect of inoculating African violet (Saintpaulia ionantha Wendl.) with arbuscular mycorrhizal (AM) fungi in a commercial nursery under the producer's farming system was determined. Two forms of the inoculum, fresh roots (TI) and inoculant encapsulated in calcium alginate beads (EI), were tested. The treatments consisted of plants inoculated with each inoculum (TI and EI), fertilized plants without inoculum (F), inoculated plants with fertilizer (TI+F and EI+F) and control plants (C). Variables evaluated at 90 and 180 days after inoculation (DAI) were leaf area, number of leaves, flower buds and flowers, root length colonized and petiole, leaf and root dry weight at the end of the experiment (180 DAI). Statistical analysis showed highly significant differences among treatments at 90 DAI for leaf area and number of flower buds and flowers (ANOVA, P ≤ 0.01), a response which continued until 180 DAI with respect to the control plants (ANOVA, P ≤ 0.01). In general, the interaction between AM fungi and the fertilizer promoted early flowering, indicating that the use of these microorganisms can be considered a feasible alternative biotechnology to incorporate into these production systems.

Key words: Saintpaulia ionantha Wendl., commercial nursery, microbial inoculation, ornamental floricultural species.

 

INTRODUCCIÓN

La violeta africana (Saintpaulia ionantha Wendl.) es una especie ornamental de maceta muy popular en todo el mundo (Alanís-Flores y González-Alanís, 2002; Streck, 2004), que genera millones de dólares a los floristas especializados y de la cual, por esta razón, se han obtenido miles de variedades cultivadas para la decoración de interiores (DeFilipps, 2000). Sin embargo, su producción se ha visto afectada por la cantidad de fertilizantes y plaguicidas que su cuidado demanda durante los ocho meses que las plantas permanecen en vivero. Por tal motivo, se hace necesaria la adaptación de tecnologías que reduzcan los costos de producción y sean factibles de aplicar en los sistemas de producción donde se propaga S. ionantha en México.

Una de ellas implica el uso de los hongos micorrícico-arbusculares (HMA), pues en la literatura especializada se consigna su capacidad de promover el crecimiento de las plantas (Brooks et al., 2006), de fomentar la tolerancia a la sequía (Singh et al., 2011) y al estrés por temperatura (Bunn et al., 2009), de favorecer su actividad nutricional y fotosintética (Mishra y Mishra, 2004), o bien la aclimatación de especies micropropagadas a condiciones ex vitro (Yadav et al., 2012).

Así, diversos trabajos han demostrado el control de enfermedades fungosas en especies de ornato como gladiolo (Gladiolus grandiflorus Andrews) (Gardezi et al., 2001) y violeta persa (Cyclamen persicum Mill.) (Dubský et al., 2002), la absorción más eficiente de nutrimentos y el rápido crecimiento del girasol (Helianthus annuus L.) (Chandrashekara et al., 1995), la aclimatización y supervivencia de plántulas de gerbera (Gerbera jamesonii Adlam) (Pedraza-Santos et al., 2001), el aumento en el número de flores y floración anticipada en lilys (White Rain Lily, Zephyranthes candida (Lindl.) Herb.; Pink Fairy Lily, Z. robusta (Herb. ex Sweet) Baker; Yellow Zephyr Lily, Z. sulphurea hort.) (Scagel, 2003) o en la emergencia de hojas, retoños y flores en los arlequines (Sparaxis tricolor [Schneev.] Ker Gawl.) (Scagel, 2004a).

Los estudios donde se determina el efecto de los HMA en el crecimiento y desarrollo de las violetas africanas son escasos, y por ello en el presente trabajo se hace necesaria la realización de ensayos para corroborar las bondades de la incorporación de estos microorganismos, bajo las condiciones de manejo de un productor comercial de violetas africanas en vivero.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

El experimento se realizó siguiendo las prácticas de cultivo utilizadas por el productor en un vivero de producción comercial localizado en el municipio de Emiliano Zapata, Veracruz, México, a 19° 27' LN y 96° 51' LO, a una altitud de 1,033 m.

Preparación del inóculo micorrícico

Se utilizó el consorcio micorrícico MTZ1 formado por Acaulospora morrowiae, Acaulospora spinosa, Acaulospora scrobiculata, Funneliformis mosseae, Funneliformis geosporus, Gigaspora rosea, Gigaspora decipiens, Glomus macrocarpum, Glomus aggregatum, Cetraspora pellucida y Claroideoglomus etunicatum, el cual se multiplicó durante cuatro meses en cultivos trampa (Sieverding, 1991) con Brachiaria decumbens establecida en un sustrato de arena de banco y grava volcánica (1:1, v/v) en vivero. Con este se prepararon dos tipos de inóculo: el tradicional (IT), que consistió en una mezcla de arena con esporas, hifas extra-radicales y segmentos de raíces colonizadas de 3 a 5 mm de longitud, y el encapsulado (IE), donde los propágulos micorrícicos se inmovilizaron en perlas de alginato de calcio (Strullu y Plenchette, 1990; 1991).

Propagación de la planta

Se seleccionaron hojas nuevas de plantas maduras a las cuales se aplicó ácido indol-3-butírico 0.15 % para promover el enraizamiento, y el sustrato preparado con una mezcla de tierra de hoja, tepezil (cacahuatillo) y peat most (5:5:2, v/v) se esterilizó con bromuro de metilo (CH₃Br, 97.14 g·m^-3). Los esquejes con pecíolos de 1 a 2 cm de largo se colocaron en el sustrato durante dos meses en charolas. Los materiales reproducidos se trasladaron a contenedores individuales, donde permanecieron dos meses más antes del traspaso definitivo a macetas de 185.3 g de capacidad que se mantuvieron a una temperatura de 24 °C dentro de un invernadero. Se regaron cada tercer día con agua tibia, y se aplicaron 0.5 g·litro^-1 de KNO₃ quincenalmente, y 1.0 g·litro^-1 de MgSO₄ cada mes.

Inoculación de las plantas

Plantas homogéneas fueron inoculadas con las dos presentaciones de inóculo micorrícico: 1) IT, 40 g·planta^-1, y 2) IE, 50 perlas·planta^-1.

Variables de estudio

Las variables de estudio fueron área foliar, número de hojas, de botones florales y de flores a los 90 y 180 días después de la inoculación (DDI), así como porcentaje de longitud de raíz colonizada y peso de pecíolos, hojas y raíces (180 DDI).

Toma de datos

El área foliar se determinó mediante un método no destructivo basado en la relación existente entre el área fotosintética total obtenida con un medidor portátil CI-202 (modelo SE410G, CID, Inc.^®) y su correlación con el ancho de las hojas, medidas con un escalímetro A.W. Faber-Castell 853-HP-A en cm. El coeficiente de correlación entre el área foliar real y la calculada se definió mediante la ecuación y = 1.0185x - 0.1856, y el número de hojas, de botones florales y de flores se precisó mediante conteo manual (90 y 180 DDI). Al final del experimento (180 DDI) se cuantificó el porcentaje de longitud de raíz colonizada por el método de la intersección en las líneas de una cuadrícula (Giovannetti y Mosse, 1980), y el peso seco de pecíolos, hojas y raíces se cuantificó en una balanza digital modelo Precisa 125 ASC5 (Swiss Quality^®, ISO 9001) después de secar las muestras en una estufa a 70 °C, hasta obtener peso constante.

Diseño experimental y análisis estadístico

Se utilizó un diseño experimental completamente al azar con ocho repeticiones. Se aplicaron seis tratamientos: testigo (T), inoculado tradicional (IT), inoculado encapsulado (IE), fertilizante (F), inoculado tradicional + fertilizante (IT+F), inoculado encapsulado + fertilizante (IE+F). Los datos obtenidos se procesaron mediante un análisis de varianza (ANOVA) con el software SAS 6.12 para Windows, y en los casos donde hubo diferencias significativas las medias se compararon con la prueba de Tukey (P ≤ 0.05). Como en la variable longitud de raíz colonizada no hubo una distribución normal ni homogeneidad en las varianzas requeridas en un ANOVA (Álvarez-Santiago et al., 1996), sus resultados se transformaron a logaritmos naturales para su análisis mediante las pruebas no paramétricas de Bartlett, de Kendall y de Shapiro Wilk (α=0.05, datos no mostrados).

 

RESULTADOS

A los 90 DDI ya se observaban los efectos de los HMA en el crecimiento y desarrollo de S. ionantha. Para el área foliar (Figura 1) y el número de botones florales de las plantas (Figura 2) el mejor tratamiento fue IE+F, con diferencias altamente significativas (P ≤ 0.01) e incrementos respectivos del 60.20 y 94.77 % en relación a las testigo.

En el número de flores no sólo las plantas del tratamiento IT+F se distinguieron al superar a las testigo hasta en 236.31 %, sino que las del tratamiento IE+F también aventajaron a las demás (Figura 3).

A los 180 DDI se observaron diferencias altamente significativas entre los tratamientos. Fue en la interacción entre el fertilizante y el inóculo (IT+F) donde las plantas mostraron una mayor área foliar (>196.86 %) con respecto a las testigo (Cuadro 1). En la variable área foliar calculada, cabe resaltar que la correlación mostró una alta correspondencia (r² = 0.983), y dado que el ANOVA no estableció diferencia significativa (P ≤ 0.05) entre ésta y el área foliar real (Pr>F = 0.0333), se comprobó que el uso de este método no destructivo fue apropiado.

En el número de botones florales se encontraron diferencias altamente significativas entre los tratamientos. El mejor fue IE+F, con incrementos mayores a 609.09 % respecto a las testigo (Figura 4). De igual manera, en la variable número de flores se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos, mas cuando el inóculo micorrícico interactuó con el fertilizante (IE+F e IT+F) las plantas no sólo superaron a las testigo con incrementos de hasta 375.86 y 168.96 %, respectivamente, sino que también fueron los mejores para la variable número de hojas (Cuadro 1).

En el peso seco de hojas y pecíolos los incrementos fueron de 87.23 y 57.00 % en el tratamiento IE+F, y de 85.10 y 99.65 % en el tratamiento IT+F, en comparación con los demás tratamientos. Con respecto a la interacción entre factores, los tratamientos solo inoculados (IT, IE) y sin inocular (T) no revelaron notables diferencias en las variables de crecimiento citadas con antelación (Cuadro 1). Para la variable longitud de raíz colonizada y peso seco de la raíz no hubo diferencias significativas entre los tratamientos (P ≤ 0.05). Sin embargo, el porcentaje más alto de colonización se observó en la interacción IE+F (24.70 %), seguido de los tratamientos IT (23.65 %), IT+F (16.72 %) e IE (13.45 %).

 

DISCUSIÓN

S. ionantha es una planta de ornato que demanda aportes considerables de nitrógeno, fósforo y potasio para su cultivo (Thomas, 2012), y por ello los floricultores consideran fundamental la fertilización inorgánica para su apropiado crecimiento y desarrollo. Sin embargo, las características comerciales de las violetas africanas mostraron una marcada mejoría al incorporar HMA en el proceso productivo, de modo que estos se convierten en una buena alternativa para el productor, tal y como Gaur et al. (2000) y Scagel (2004b) lo han confirmado.

Respecto al área foliar, la respuesta más satisfactoria a los 90 y 180 DDI fue donde se incorporaron primeramente los HMA y luego se fertilizó (IT+F e IE+F), lo cual, desde un punto de vista comercial, es esencial en las plantas de ornato para interior donde el follaje es un factor terminante de calidad e indiscutible valor para su mercadeo. Además, Jones (1992) y Bisgrove y Hadley (2002) aseguran que una fotosíntesis laminar óptima se traduce en la formación, nutrición interna y progreso hormonal de los primordios florales.

En relación al número de botones florales producidos a los 90 DDI, el análisis de los resultados indicó que entre los tratamientos fertilizados (IE+F, IT+F y F) y los inoculados (IT e IE) no hubo diferencias estadísticas, aunque en estos últimos fue claro el efecto de los microorganismos al promover la aparición de hasta un 50 % más de flores, lo cual ratifica su capacidad para actuar como biofertilizantes, biorreguladores y bioprotectores, tal cual es documentado por Panwar y Vyas (2002) en Moringa concanensis Nimmo. Sin embargo, la aparición de estas estructuras se elevó hasta en 80 % (IE+F) cuando se adicionó fertilizante en dosis comúnmente utilizadas por el productor en este sistema de producción.

Por esta razón, la aplicación de fertilizantes inorgánicos contribuye a acelerar la presencia de ambas estructuras y, por ende, reduce el tiempo de floración y favorece la obtención de plantas de buena calidad, tal y como Gaur et al. (2000) lo constatan en Petunia hybrida E. Vilm., Callistephus chinensis (L.) Nees e Impatiens balsamina L. inoculadas con HMA y fertilizadas en tiempo y forma.

Incluso cuando la inoculación de S. ionantha se realizó junto con dosis continuas de fertilización, en particular de nitratos y sulfatos que pudiesen haber afectado el establecimiento funcional de la simbiosis, los mejores tratamientos fueron IT+F e IE+F, circunstancia que en un momento dado se origina debido a que la actividad micorrícica se aclimata a la fertilidad de un suelo, tal cual Johnson y Pfleger (1992) y Grant et al. (2005) lo reconocen.

Con respecto al número de hojas, los mejores tratamientos fueron donde se incorporaron los HMA y el fertilizante (IE+F e IT+F), lo cual podría deberse a la sinergia de la interacción que se da al interactuar ambos elementos en el suelo, tal y como lo señalan El-Khateeb et al. (2010) al contabilizar mayor número de hojas en los tratamientos de palma camedor (Chamaedorea elegans Mart.) inoculados con bajas concentraciones de HMA (5 g·planta^-1) y fertilizados con NPK (1:1:1), 5 g·planta^-1 de NH₄NO₃, P₂O₅ y K₂O, respectivamente.

Sin embargo, como el propósito del presente trabajo fue cotejar si el uso de estos microorganismos reduce los costos de producción de S. ionantha en este sistema florícola comercial, y de ser así proponer alternativas para la reducción en la aplicación de fertilizantes inorgánicos, los resultados emanados de esta investigación sugieren la conveniencia de profundizar en la sinergia positiva que puede existir entre los microorganismos y los elementos de origen inorgánico (KNO₃ y MgSO₄) que se incorporaron al suelo.

En consecuencia, precisar la dosis óptima de fertilización para S. ionantha en sistemas de cultivo intensivo se convierte en una tarea inaplazable, ya que sin duda ello redundaría en beneficio de los productores, como Varshney et al. (2002) lo han confirmado.

Al finalizar el experimento se observó que la sola aplicación de HMA sin fertilizante no produjo plantas con los estándares de calidad requeridos en el mercado, por lo que la adición del insumo inorgánico potenció el efecto deseado por el productor en la floración y vigor de las violetas africanas.

Tal inferencia coincide con lo asegurado por Azcón-Aguilar y Barea (1980), en cuanto a los requerimientos de niveles adecuados de P y otros elementos nutritivos para que la presencia de los HMA sea exitosa en el crecimiento y desarrollo de sus hospederas. Sin embargo, valdría la pena estimar los costos-beneficio que un floricultor tendría al recurrir a la inoculación controlada con hongos micorrízógenos para mejorar el manejo tradicional de esta ornamental. Si el envío al mercado de la violeta africana depende del número de racimos florales y flores casi completamente abiertas (Espinosa et al., 2013), el uso de los HMA podría repercutir en un ahorro apreciable en insumos y jornales necesarios para el cuidado de las plantas, tal y como Callejas-Ruiz et al. (2009) lo han corroborado en la producción de flor de nochebuena (Euphorbia pulcherrima Willd. ex Klotzch) en vivero.

 

CONCLUSIÓN

Dado que la interacción entre los HMA y el fertilizante no sólo promovió la prematura aparición de flores de calidad en S. ionantha, sino que también redujo su estancia bajo las condiciones de manejo en este vivero comercial a 180 días, el uso de estos simbiontes se considera como una alternativa biotecnológica con posibilidades de aplicación en la producción de violeta africana.

 

AGRADECIMIENTOS

A Víctor Llamas, un apasionado de la floricultura veracruzana, por facilitar las instalaciones y el material que se requirió para llevar a cabo esta investigación.

 

LITERATURA CITADA

AZCÓN-AGUILAR, C.; BAREA, J. M. 1980. Micorrizas. Investigación y Ciencia 47: 8-16.         [ Links ]

ALANÍS-FLORES, G. J.; GONZÁLEZ-ALANÍS, D. 2002. Flora urbana del área metropolitana de Monterrey, Nuevo León, México, pp.1-19. In: Alba y Horizonte. GALÁN, L. J.; LUNA, H. A.; GARCÍA, J. A.; ARÉVALO, K.; CAVAZOS, A.; PEREYRA B. (eds.). Universidad Autónoma de Nuevo León. México.         [ Links ]

ALVAREZ-SANTIAGO, S. A.; GARCÍA-OLIVA, F.; VARELA, L. 1996. Analysis of vesicular-arbuscular mycorrhizal colonization data with a logistic regression model. Mycorrhiza 6: 197-200. doi: 10.1007/s005720050126        [ Links ]

BISGROVE, R.; HADLEY, P. 2002. Gardening in the Global Greenhouse: The Impacts of Climate Change on Gardens in the UK. UK Climate Impacts Programme. Oxford, United Kingdom. 139 p. http://ukcip-main.clustered.net/wordpress/wp-content/PDFs/Gardens_tech.pdf        [ Links ]

BROOKS, L.; BROWN, D.; SMITH, S.; SPRENGER, S. 2006. The Use of Mycorrhizae in Native Plant Production. University of Washington, Washington D.C., USA. 13 p. http://depts.washington.edu/propplnt/Chapters/Myco_NPP_FINAL.pdf        [ Links ]

BUNN, R.; LEKBERG, Y.; ZABINSKI, C. 2009. Arbuscular mycorrhizal fungi ameliorate temperature stress in thermophilic plants. Ecology 90(5): 1378-1388. doi: 10.1890/07-2080.1        [ Links ]

CALLEJAS-RUIZ, B. A.; CASTILLO-GONZÁLEZ, A. M.; COLINAS-LEÓN, M. T.; GONZÁLEZ-CHÁVEZ, M. C.; PINEDA-PINEDA, J.; VALDEZ-AGUILAR, L. A. 2009. Sustratos y hongos micorrízicos arbusculares en la producción de nochebuena. Revista Chapingo Serie Horticultura 15(1): 57-66. http://www.chapingo.mx/revistas/viewpdf/?id=NDUz        [ Links ]

CHANDRASHEKARA, C. P.; PATIL, V. C.; SREENIVASA M. N. 1995. VA-mycorrhiza mediated P effect on growth and yield of sunflower (Helianthus annuus L.) at different P levels. Plant and Soil 176(2): 325-328. doi: 10.1007/BF00011797        [ Links ]

JOHNSON, N. C.; PFLEGER F. L. 1992. Vesicular-arbuscular mycorrhizae and cultural stresses, pp. 71-99. In: Mycorrhizae in Sustainable Agriculture. BETHLENFALVAY, G. J.; LINDERMAN, R. G. (eds.). American Society of Agronomy, Crop Science Society of America, Soil Science Society of America. Madison, Wisconsin, United States of America. doi:10.2134/asaspecpub54.c4        [ Links ]

DEFILIPPS, R. 2000. Gesneriads turn on "the guiding light". The Plant Press 3(4): 1-6. http://botany.si.edu/pubs/plantpress/vol3no4.pdf        [ Links ]

DUBSKÝ, M.; ŠRÁMEK, F.; VOSÁTKA, M. 2002. Inoculation of cyclamen (Cyclamen persicum) and poinsettia (Euphorbia pulcherrima) with arbuscular mycorrhizal fungi and Trichoderma harzianum. Plant Soil and Environment 48(1): 63-68. http://www.agriculturejournals.cz/publicFiles/53766.pdf        [ Links ]

EL-KHATEEB, M. A.; EL-MADAAWY, E.; EL-ATTAR, A. 2010. Effect of some biofertilizers on growth and chemical composition of Chamaedorea elegans Mart. seedlings. Journal of Horticultural Science & Ornamental Plants 2(3): 123-129. http://www.idosi.org/jhsop/2%283%2910/6.pdf        [ Links ]

ESPINOSA F., A.; MEJÍA M., J.; RODRÍGUEZ E., M. A. 2013. Manual de Producción de Plantas de Nochebuena y Ornato. Fundación PRODUCE Sinaloa A. C. México. 47 p. http://www.fps.org.mx/divulgacion/attachments/article/839/Manual%20de%20produccion%20de%20plantas%20de%20nochebuena%20y%20ornato.pdf        [ Links ]

GARDEZI, A. K.; CETINA A., V. M.; FERRERA-CERRATO, R.; VELÁSQUEZ M., J.; PÉREZ M., C. A.; LARQUÉ S., M. 2001. Hongos micorrízicos arbusculares como componente de control biológico de la pudrición causada por Fusarium sp. en gladiola. Terra 19(3): 259-264. http://94.23.146.173/ficheros/9cdae478861548bfd2048a3ddaaf842f.pdf        [ Links ]

GAUR, A.; GAUR, A.; ADHOLEYA, A. 2000. Growth and flowering in Petunia hybrida, Callistephus chinensis and Impatiens balsamina inoculated with mixed AM inocula or chemical fertilizers in a soil of low P fertility. Scientia Horticulturae 84(1): 151-162. doi: 10.1016/S0304-4238(99)00105-3        [ Links ]

GIOVANNETTI, M.; MOSSE, B. 1980. An evaluation of techniques for measuring vesicular arbuscular mycorrhizal infection in roots. New Phytologist 84(3): 489-500. doi: 10.1111/j.1469-8137.1980.tb04556.x        [ Links ]

GRANT, C.; BITTMAN, S.; MONTREAL, M.; PLENCHETTE, C.; MOREL C. 2005. Soil and fertilizer phosphorus: effects on plant P supply and mycorrhizal development. Canadian Journal of Plant Science 85(1): 3-14. doi: 10.4141/P03-182        [ Links ]

JONES, H. G. 1992. Plants and Microclimate: A Quantitative Approach to Environmental Plant Physiology. Second Edition. Cambridge University Press. Cambridge, United Kingdom. 456 p.         [ Links ]

MISHRA, B. B.; MISHRA, S. N. 2004. Mycorrhiza and its significance in sustainable forest development. Orissa Review 12: 52-55 http://orissa.gov.in/e-magazine/Orissareview/dec2004/englishPdf/mycorrhizaanditssignificanceinsustainableforest.pdf        [ Links ]

PANWAR, J.; VYAS, A. 2002. AM fungi: a biological approach towards conservation of endangered plants in Thar desert, India. Current Science 82(5): 576-578. http://www.currentscience.ac.in/Downloads/article_id_082_05_0576_0578_0.pdf        [ Links ]

PEDRAZA-SANTOS, M.; JAEN-CONTRERAS, D.; GUTIÉRREZ-ESPINOSA, A.; COLINAS-LEÓN, T.; LÓPEZ-PERALTA, C. 2001. Crecimiento y nutrición de microplantas de gerbera inoculadas con hongos micorrízicos arbusculares. Agrociencia 35(2): 149-158. http://www.colpos.mx/agrocien/Bimestral/2001/mar-abr/art-3.pdf        [ Links ]

SIEVERDING, E. 1991. Vesicular-Arbuscular Mycorrhiza Management in Tropical Agrosystems. Deutsche Gesellschaft für Technische Zusammenarbeit, Eschborn, Hesse, Germany. 371 p.         [ Links ]

SINGH, L. P.; GILL, S. S.; TUTEJA, N. 2011. Unraveling the role of fungal symbionts in plant abiotic stress tolerance. Plant Signaling & Behavior 6(2): 175-191. doi: 10.4161/psb.6.2.14146        [ Links ]

SCAGEL, C.F. 2003. Soil pasteurization and inoculation with Glomus intraradices alters flower production and bulb composition of Zephyranthes spp. Journal of Horticultural Science & Biotechnology 78(6): 798-812. http://www.usmarc.usda.gov/SP2UserFiles/person/4947/PDFs/Scagel1st/Scagel2003ZephyrJHSB.pdf        [ Links ]

SCAGEL, C.F. 2004a. Inoculation with vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi and rhizobacteria alters nutrient allocation and flowering of harlequin flower. HortTechnology 14(1): 39-48. http://horttech.ashspublications.org/content/14/1/39.full.pdf        [ Links ]

SCAGEL, C.F. 2004b. Soil pasteurization and mycorrhizal inoculation alter flower production and corm composition of Brodiaea laxa "Queen Fabiola". HortScience 39(6): 1432-1437. http://hortsci.ashspublications.org/content/39/6/1432.full.pdf        [ Links ]

STRECK, N. A. 2004. A temperature response function for modeling leaf growth and development of the African violet (Saintpaulia ionantha Wendl.). Ciência Rural 34(1): 55-62. doi: 10.1590/S0103-84782004000100009        [ Links ]

STRULLU, D. G.; PLENCHETTE, C. 1990. Encapsulation de la forme intraracinaire de Glomus dans l'alginate et utilisation des capsules comme inoculum. Comptes rendus de l'Académie des sciences, Série III,         [ Links ] Sciences de la vie 310(10): 447-452. http://gallica.bnf.fr/ark:/12148/bpt6k6296917d/f465.image.langEN        [ Links ]

STRULLU, D. G.; PLENCHETTE, C. 1991. The entrapment of Glomus sp. in alginate beads and their use as root inoculum. Mycological Research 95(10): 1194-1196. doi: 10.1016/S0953-7562(09)80009-9        [ Links ]

THOMAS, P. A. 2012. Growing African Violets (Circular no. 660). University of Georgia. Cooperative Extension. Athens, Georgia, United States of America. 4 p. http://www.caes.uga.edu/applications/publications/files/pdf/C%20660_2.PDF        [ Links ]

VARSHNEY, A.; SHARMA, M. P.; ADHOLEYA, A.; DHAWAN, V.; SRIVASTAVA P. S. 2002. Enhanced growth of micropropagated bulblets of Lilium sp. inoculated with arbuscular mycorrhizal fungi at different P fertility levels in an alfisol. Journal of Horticultural Science & Biotechnology 77(3): 258-263. http://www.jhortscib.org/Vol77/77_3/2.htm        [ Links ]

YADAV, K., SINGH, N.; AGGARWAL, A. 2012. Arbuscular mycorrhizal technology for the growth enhancement of micropropagated Spilanthes acmella Murr. Plant Protection Science 48(1): 31-36. http://www.agriculturejournals.cz/publicFiles/81166.pdf        [ Links ]