Efecto de biofertilizantes sobre la tolerancia de banano a la desinfección e inducción de organogénesis

 

Effect of biofertilizers on tolerance of banana to disinfection and induction of organogenesis

 

Gabriela Sandoval-Cancino^1,2*; Leobardo Iracheta-Donjuan^1,3; Carlos Iván Cruz-Cárdenas^{1, 2}; María de Lourdes Adriano-Anaya³; Pablo López-Gómez¹; Alfredo Sandoval-Esquivez¹

 

¹ Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. Campo Experimental Rosario Izapa. km 18 carretera Tapachula-Cacahoatán, Tuxtla Chico, Chiapas. MÉXICO. C.P. 30870. Tel. 01 (962) 110 0271. Correo-e: g.sandoval.cancino@gmail.com (*Autor para correspondencia).

² Centro de Investigación Científica de Yucatán. Calle 43 Núm. 130, Colonia Chuburná de Hidalgo, Mérida, Yucatán. MÉXICO. C.P. 97200.

³ Universidad Autónoma de Chiapas. Centro de Biociencias. Carretera a Puerto Madero km 2, Tapachula, Chiapas. MÉXICO. C.P. 30700.

 

Recibido: 10 de agosto, 2011.
Aceptado: 3 de junio, 2013.

 

Resumen

El objetivo de este estudio fue evaluar el efecto de biofertilizantes y medios de cultivo sobre la tolerancia al establecimiento aséptico y la inducción de la organogénesis en banano. Se utilizaron explantes de hijuelos de dos genotipos de Musa cavendish AAA, cultivares 'Clon Francés' y 'Clon Oaxaqueño'. Se evaluaron tres aplicaciones de biofertilizante (1 g de Glomus intraradices, 1 ml de la bacteria diazotrófica 11B y la interacción de ambos microorganismos) y una sin biofertilizantes. Se sembraron los ápices en tres medios de cultivo: MS sin reguladores de crecimiento, MS adicionado con 22.2 µM de bencilaminopurina (BAP) y MS adicionado con 11.4 µM de ácido indolacético (AIA) y 22.2 µM de BAP. Se midieron las relaciones hídricas, el contenido de catalasa y peroxidasa, los explantes con brotes y los brotes por explante. En ambos clones se elevó la inducción de la organogénesis con la adición de BAP y por la biofertilización previa de los hijuelos. En el 'Clon Oaxaqueño' los tratamientos 6, 8 y 11 indujeron mayor organogénesis, con promedios entre 66 y 71 % de explantes con brotes y entre 3.16 y 2.28 brotes por explante. Para el 'Clon Francés' los tratamientos 8 y 9 elevaron la inducción de la organogénesis con promedios de 66 hasta 83 % de explantes con brotes y 1.83 a 2.16 brotes por explante. En ambos genotipos, los biofertilizantes propiciaron mayor porcentaje de supervivencia, mayor tolerancia a la oxidación y menor contaminación. En los dos genotipos, los tratamientos 1 (Glomus intraradices) y 4 (Testigo) produjeron menos estrés en las plantas.

Palabras clave: Musa cavendish, Glomus intraradices, diazótrofo, morfogénesis.

 

Abstract

The objective of the present study was to evaluate the effect of biofertilizers and culture media on the tolerance to aseptic establishment and induction of organogenesis in banana tree. Explants from suckers of two genotypes of Musa cavendish AAA, cultivars French Clone' and Oaxaqueño Clone', were used. Three applications of biofertilizer were evaluated (1 g of Glomus intraradices, 1 ml of diazotrophic bacterium 11B and the interaction of both microorganisms) and one without biofertilizers. The apices were disinfected and sown in the three culture media: MS without growth regulators, MS added with 22.2 μM of indolacetic acid (IAA) and 22.2 μM of benzylaminopurine (BAP). Measurements were made of the water relations, the content of catalase and peroxidase, the explants with shoots and shoots per explant. In both clones the induction of organogenesis was increased with the addition of BAP and by previous biofertilization of the suckers. In the Oaxaqueño clone, treatments 6, 8 and 11 induced greater organogenesis, with averages between 66 and 71 % of explants with shoots and between 3.16 and 2.28 shoots per explant. For the French clone, treatments 8 and 9 increased the induction of organogenesis with the addition of BAP with averages of 66 to 83 % of explants with shoots and 1.83 to 2.16 shoots per explant. In both genotypes, the biofertilizers propitiated higher percentage of survival, higher tolerance to oxidation and less contamination. In the two genotypes, treatments 1 (Glomus intradices) and 4 (Control) produced less stress in the plants.

Keywords: Musa cavendish, Glomus intraradices, diazotrophs, morphogenesis.

 

INTRODUCCIÓN

El banano (Musa cavendish AAA) es un cultivo de importancia en México y en el mundo. En la actualidad enfrenta múltiples problemas que impactan en los costos de producción, rendimiento y calidad del producto, lo cual genera pérdida de competitividad y, por lo tanto, de mercados (Rosales, 2008).

Para atender dicha problemática, se han desarrollado diversas alternativas, como el uso de genotipos con alto rendimiento, aunque se necesita gran cantidad de propágulos sanos de estos materiales. Para lograr esto último, el mejor método es la micropropagación de plantas por cultivo de tejidos vía organogénesis (García et al., 2002; Peres et al., 2008).

A pesar de los beneficios que presenta esta herramienta, existen factores que impiden la estandarización de un protocolo para la micropropagación de banano, tales como el genotipo, la tolerancia de los explantes al proceso de desinfección y a la inducción de brotes, así como un medio de cultivo inapropiado. Al no tener estos factores controlados, se promueve gran porcentaje de oxidación, contaminación y baja actividad morfogénica en los explantes (Canchignia et al., 2008; Villegas et al., 2008). Lo anterior también podría asociarse a las condiciones fisiológicas de las plantas madre en campo, por lo que el estado nutrimental y de estrés en que se encuentren podrían afectar la respuesta morfogénica de los explantes.

Para atenuar el efecto de la falta de nutrimentos y el estrés hídrico por sequía en plantas de banano, una alternativa es el uso de biofertilizantes, que se refiere al uso de microorganismos del suelo, como las micorrizas y las bacterias diazotróficas, para aumentar la disponibilidad y absorción de nutrientes minerales para las plantas (Vessey, 2003). Ambos tipos de microorganismos presentan múltiples beneficios para las plantas hospedero, como aumento en la eficiencia en la absorción de nutrimentos y agua (Ramírez y Rodríguez, 2012) y protección a las raíces (Augé, 2004). El diazótrofo facilita el desarrollo de la raíz y del follaje. Dicha estimulación puede incluir la fijación de nitrógeno (Sessitsch et al., 2002), la producción de enzimas tales como ACC de aminasa, la cual reduce la concentración de etileno en la planta sin retardar el crecimiento radicular (Mayak et al., 2004), sideróforos (Aliasgharzad et al., 2009; Aguado-Santacruz, et al., 2012; Carson et al., 2000) y solubilización de fosfatos (Roy-Bolduc y Hijri, 2010). Estos beneficios se reflejarían en mayor tolerancia del explante extraído del hijuelo ante la manipulación durante el establecimiento aséptico, debido a que estará en mejores condiciones nutrimentales y sin estrés hídrico.

Otro factor que influye en la respuesta morfogénica del explante son los componentes del medio de cultivo. Uno de éstos son las fitohormonas, como la bencilaminopurina y el ácido indolacético (García et al., 2002; Canchignia et al., 2008), así como los agentes antioxidantes adicionados al medio de cultivo, tales como el ácido ascórbico (Sánchez-Cuevas y Salaverría, 2004).

Ya que los biofertilizantes aportan diferentes beneficios, se considera que su uso en hijuelos de banano destinados al cultivo in vitro podría contribuir a mejorar la tolerancia a la desinfección e incrementar la respuesta morfogénica en las etapas de inducción de la organogénesis. Actualmente no hay estudios en cuanto a los beneficios del uso de biofertilizantes para el acondicionamiento de plantas madre destinadas a ser micropropagadas. Por esto resulta importante el estudio de la respuesta de los genotipos de interés a los microorganismos y a los diferentes componentes del medio de cultivo.

Por tal motivo, el objetivo del presente trabajo fue evaluar el efecto de biofertilizantes y componentes del medio de cultivo sobre la tolerancia a la desinfección y la inducción de la organogénesis en banano.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

La presente investigación fue realizada en el Laboratorio de Biotecnología e invernaderos del Campo Experimental Rosario Izapa (CERI), perteneciente al Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP), situado en el municipio de Tuxtla Chico, Chiapas, México (14° 58 28.97" N, 92° 09 20.48" O, 443 msnm).

Material vegetal

Los explantes que se usaron provinieron de hijuelos en espada, cuya primera hoja aún no se ha desplegado pero ya es visible, pertenecientes a dos genotipos de Musa cavendish AAA: 'Clon Francés' y 'Clon Oaxaqueño'.

Recolección de hijuelos

Los hijuelos se obtuvieron de la plantación de banano y plátano establecida en el campo "Los Alpes", propiedad de la Asociación Agrícola de Productores de Plátano del Soconusco, Chiapas, México (14° 50 12.29" N, 92° 19 00.76" O, 61 msnm).

Los hijuelos colectados fueron de altura promedio de 58.8 cm y diámetro del pseudotallo de 4.3 cm (Figura 1a). El material vegetal se separó de la planta madre con un pala recta, enseguida se eliminó el exceso de tierra y se transportó al Laboratorio de Biotecnología del INIFAP.

Acondicionamiento de hijuelos

Se obtuvieron 80 hijuelos por genotipo, los cuales se sembraron en 1.5 kg de sustrato conformado por una mezcla esterilizada de suelo: turba de esfagno (v/v). Se usaron macetas previamente lavadas con agua y detergente líquido, que fueron posteriormente sumergidas en una solución de hipoclorito de sodio (NaClO) al 1.2 % durante tres minutos, después de lo cual se dejaron secar.

En el momento de la siembra, los hijuelos fueron inoculados de acuerdo a cuatro tratamientos previamente establecidos, los cuales consistieron en 1 g de Glomus intraradices (390 esporas·g^-1), 1 ml de la bacteria diazotrófica Rhizobium 11B (1x10⁶ células·ml^-1), la interacción de ambos microorganismos y la ausencia de biofertilizantes. Cabe mencionar que la concentración de esporas de Glomus intraradices del inóculo usado fue determinada mediante el conteo de esporas realizado según la metodología descrita por Gerdemann y Nicolson (1963). Rhizobium ha sido reportada por Vázquez-Ovando et al. (2012) como biofertilizante que aumenta la calidad sensorial y fisicoquímica en el banano en campo.

El acomodo de los tratamientos fue con base en un diseño completamente al azar con arreglo factorial 2 x 2 y 20 repeticiones por tratamiento para cada genotipo, tomando en cuenta que un hijuelo fue una repetición y la unidad experimental. Los hijuelos permanecieron en condiciones de invernadero durante un mes con una temperatura promedio de 32.8 °C y humedad relativa de 79.9 %. La humedad del sustrato se mantuvo a capacidad de campo de acuerdo al método gravimétrico.

Después de un mes se retiraron los hijuelos de la maceta con sustrato y se tomaron las muestras necesarias de raíz para la determinación del porcentaje de colonización tanto de hongo micorrícico Glomus intraradices como de bacteria diazotrófica 11B. También se tomaron muestras de hojas y raíces para la evaluación de las relaciones hídricas y la actividad de las catalasas y peroxidasas.

La colonización de Glomus intraradices se confirmó mediante el método de Giovanneti y Mosse (1960), para lo cual previamente se realizó la tinción de las raíces mediante la técnica de Phillips y Hayman (1970). En tanto, el nivel de colonización bacteriano (Bacteria diazotrófica 11B) interno de la raíz se determinó usando la técnica del número más probable de Döbereiner (1992).

Inducción de organogénesis

Después de que se tomaron las muestras para las evaluaciones en cada hijuelo, éstos se lavaron con agua para eliminar el sustrato adherido y se redujo su tamaño hasta que se obtuvieron hijuelos de 40 cm de alto y 30 cm de diámetro del cormo.

Posteriormente, se eliminaron las hojas que recubrían el ápice del hijuelo para obtener un explante inicial de 10 cm de alto y 5 cm de ancho (Figura 1b), el cual se colocó en una solución antioxidante/antifúngica (0.1 g de ácido ascórbico, 0.15 g de ácido cítrico, 30 g de sacarosa y 1 g de azoxystobin al 30 % por cada litro de solución). Enseguida, se lavó la base del explante con la ayuda de un cepillo dental de cerdas suaves y detergente líquido.

Luego se realizó otro corte, de tal manera que el explante tuviera 4 cm de alto y de 2 a 3 cm de ancho. Este explante se colocó en la solución antioxidante/antifúngica esterilizada y se le dio un tratamiento de ocho minutos en bomba de vacío.

Después del tratamiento anterior, el explante se desinfectó mediante su inmersión en una solución de NaClO al 4 % durante 15 minutos. Una vez transcurrido este tiempo, se enjuagó con agua destilada esterilizada y se realizó un corte adicional para obtener el explante final de 1 cm de alto y 0.8 cm de ancho. Este explante final se desinfectó nuevamente en una solución de NaClO al 4 % durante cinco minutos y se realizaron cuatro enjuagues con agua destilada esterilizada.

Con la finalidad de inducir la organogénesis, los explantes de los cuatro tratamientos de biofertilización se sembraron en tres medios de cultivo: medio MS (Murashige y Skoog, 1962; M1), medio MS adicionado con 22.2 µM de bencilaminopurina (BAP; M2) y medio MS adicionado con 11.4 µM de ácido indolacético (AIA) y 22.2 µM de BAP (M3). Cada medio base fue adicionado con 0.1 g·litro^-1 de inositol, 0.5 mg·litro^-1 de ácido nicotínico, piridoxina y tiamina, 2 mg·litro^-1 de glicina y 30 g·litro^-1 de sacarosa. En los tres medios de cultivo el pH se ajustó a 5.6.

Se tuvo un total de 12 tratamientos. Por cada uno de ellos se usaron entre seis y siete repeticiones, tomando en cuenta que un hijuelo representa una repetición. Los tratamientos se acomodaron de acuerdo a un diseño completamente al azar con arreglo factorial, y la incubación se llevó a cabo a 26 °C ± 1 y 16 horas luz.

Evaluación

Después del proceso de desinfección de los hijuelos se evaluó el grado de oxidación, con base en el porcentaje de tejido necrosado que se observaba en los explantes finales, así como las relaciones hídricas (potencial hídrico, osmótico y de turgencia), de acuerdo con la metodología descrita por Chandler y Thorpe (1987) modificada durante el presente trabajo. Se tomaron muestras de aproximadamente 5 mm de diámetro de tejido vegetal (hoja o cormo), se colocaron en cámaras psicrométricas previamente calibradas y se dejaron estabilizar durante 30 minutos, después de lo cual se midió el potencial hídrico con la ayuda de un microvoltímetro, al cual estaban conectadas las cámaras psicrométricas. Las muestras se congelaron en viales durante 24 horas, después de lo cual se volvieron a colocar en las cámaras psicrométricas y se midió el potencial osmótico de la misma forma en que se midió el potencial hídrico.

De igual manera, antes de la desinfección se determinó la actividad de las enzimas de estrés peroxidasas y catalasas mediante el método colorimétrico de Kar y Mishra (1976). Para las determinaciones colorimétricas de ambas enzimas, las muestras de raíz y hoja se maceraron con nitrógeno líquido. De este macerado se tomaron 100 mg y se colocaron en tubos eppendorf. Para la determinación de catalasas, se agregó 1 ml de buffer HEPES pH 7.8 a las muestras ya mencionadas. Después, la mezcla se centrifugó a 11600 rpm durante 20 minutos. Se tomaron 100 µl del sobrenadante y se colocaron en tubo de ensayo, en el cual se agregaron previamente 1,900 µl de buffer HEPES pH 7.8. El resultado de lo anterior fue el extracto enzimático. En otro tubo se agregaron 1500 µl de buffer de fosfato sódico a 25 mM, pH 7 y 1500 µl de EDTA-Na 0.8 mM. Después, justo antes de medir la absorbancia de cada muestra, se agregaron 2 ml de H₂O₂ a 20 mM y 1 ml de extracto enzimático. Una vez que se midió la absorbancia, cada muestra se regresó al tubo de origen, el cual se colocó en el termoblock a 37 °C durante 30 minutos y se cubrió con papel aluminio. Ya que transcurrieron los 30 minutos, se volvió a leer cada muestra en el espectrofotómetro UV a 240 nm.

En el caso de las peroxidasas, a cada tubo que contenía muestra se le agregó 1 ml de buffer de fosfato de potasio a 100 mM y pH 6.8. Posteriormente los tubos se centrifugaron a 12,600 rpm durante 15 min; luego se tomaron 100 µl del sobrenadante y se agregaron en un tubo de ensayo con 1,900 µl de buffer de fosfato de potasio 100 mM pH 6.8. Esto correspondió al extracto enzimático. Posteriormente en otro tubo eppendorf se agregaron 1,350 µl de agua destilada, 125 µl de buffer de fosfato de potasio a 100 mM y pH 6.8, 25 µl de H₂O₂ al 30 % (v/v), 500 µl de pirogalol y 500 µl de extracto enzimático. Se agitaron los tubos durante 10 minutos y se detuvo la reacción agregando 250 µl de H₂SO₄ al 5 % (v/v) justo antes de leer en el espectrofotómetro a 420 nm.

Después del establecimiento aséptico y la desinfección de los explantes, así como a los 3, 10, 20, 30, 40 y 60 días, se evaluó la supervivencia, la cual consistió en el número de explantes turgentes y con actividad morfogénica después de los 60 días, el grado de oxidación y el porcentaje de contaminación. De igual forma, a los 30 y 60 días se evaluó el número de explantes con brotes y número de brotes por explante. A los 30 días se realizó un subcultivo en medio de cultivo fresco de los explantes no contaminados y a los 60 días se evaluaron nuevamente las relaciones hídricas.

Para el procesamiento estadístico de los datos se hicieron análisis de varianza y comparación de medias de Tukey (P ≤ 0.05) utilizando el programa estadístico SAS 6.12.

 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Los ápices del 'Clon Oaxaqueño', una vez establecidos in vitro e incubados durante 60 días, presentaron diferencias significativas para las variables de número de explantes con brotes y número de brotes por explante. En el caso del 'Clon Francés' se observaron diferencias significativas en supervivencia, oxidación, contaminación y número de explantes con brotes (Cuadro 1). Por otro lado, no hubo diferencias significativas entre tratamientos para las variables de supervivencia, oxidación y contaminación en el caso del 'Clon Oaxaqueño'. Para la variable número de brotes por explante no hubo diferencias significativas en el 'Clon Francés' cuando se hizo el análisis de varianza. Sin embargo, con estadística no paramétrica (Kruzkal-Wallis), el número de brotes por explante sí registró diferencias altamente significativas entre los tratamientos (Pr ≥ χ² = 0.01).

En el caso del número de explantes con brotes y el número de brotes por explante, los tratamientos 3, 6, 8 y 11 para la primera variable y 6, 8, 9 y 11 para la segunda, resultaron los mejores para la inducción de organogénesis en el 'Clon Oaxaqueño' (Cuadro 1). Lo anterior se debió al efecto ejercido por los medios de cultivo M2 y M3, ya que los biofertilizantes, a pesar de haber colonizado las raíces de las plantas inoculadas, no tuvieron efectos significativamente diferentes entre los tratamientos (Cuadro 2). Esto se debió a que los medios M2 y M3 contenían reguladores del crecimiento, a diferencia del medio M1.

Para el número de explantes con brotes y el número de brotes por explante del 'Clon Oaxaqueño', los tratamientos 1 y 10 resultaron menos favorables para la inducción de brotes. Lo anterior se debe a la influencia que ejercen los reguladores de crecimiento auxinas y citocininas, los cuales tienen efecto en el alargamiento y la división celular. Además, su interacción muestra expresiones diferentes del crecimiento: en este caso la citocinina BAP está en mayor proporción con respecto a la auxina AIA, lo cual se ve reflejado en el desarrollo de las yemas y brotes (Calva y Pérez, 2005).

En el Cuadro 1 también se puede ver que el tratamiento 3, correspondiente a hijuelos del 'Clon Francés' inoculados con Glomus intraradices y sembrados en medio M3 (Sales MS + 22.2 µM de BAP + 11.4 µM de AIA), presentó el mayor porcentaje de supervivencia, la menor oxidación y la menor incidencia de contaminación, seguido por el tratamiento 4 (Bacteria 11B + M1 Sales MS) y el 9 (Interacción Glomus intraradices con la bacteria 11B + M3 consistente en Sales MS, 22.2 µM de BAP y 11.4 µM de AIA). Por otro lado, los tratamientos 10, 11 y 12 – los cuales corresponden a los ápices provenientes de hijuelos sin tratamiento previo con biofertilizantes sembrados en medio M1 (Sales MS), M2 (Sales MS + 22.2 µM de BAP) y M3 (Sales MS + 22.2 µM de BAP + 11.4 µM de AIA) – presentaron el menor porcentaje de supervivencia, la mayor oxidación y la mayor incidencia de contaminación. Esto último se atribuye al efecto de los biofertilizantes, ya que en el Cuadro 2 se puede observar que existe diferencia significativa entre el testigo y los demás tratamientos con biofertilizantes.

Como ya se indicó, el biofertilizante que propició mejor supervivencia fue Glomus intraradices en combinación con el medio M3 (Sales MS + 22.2 µM de BAP + 11.4 µM de AIA), lo cual fue resultado de la interacción de la previa inoculación de Glomus sp y la auxina AIA. Esto se explica porque uno de los beneficios que aporta el hongo al hospedero es el aumento de la eficiencia para absorción de nutrimentos, principalmente P y Zn. Se ha demostrado que estos elementos son transportados por las hifas del hongo y que el P es un nutrimento que interviene en los procesos energéticos de la planta (López-Moctezuma et al., 2005), y que el Zn interviene en la estabilización de la clorofila, en la actividad de al menos 80 enzimas de cuya estructura forma parte, y es un precursor de AIA (Salisbury y Ross, 2000).

En el caso del número de explantes con brotes y del número de brotes por explante, los tratamientos 9, 8 y 6, correspondientes a la interacción de Glomus intraradices con la bacteria 11B y medios de cultivo M3 (Sales MS + 22.2 µM de BAP + 11.4 µM de AIA) y M2 (Sales MS + 22.2 µM de BAP), así como la interacción de la 11B con el medio M3, respectivamente, provocaron mayor respuesta morfogénica. Como puede apreciarse, el tratamiento con ápices sometidos previamente a Glomus intraradices y cultivados in vitro en medio M3 (Sales MS + 22.2 µM de BAP + 11.4 µM de AIA) no fue suficiente para inducir una caulogénesis elevada. En este caso, los beneficios de la bacteria 11B pueden deberse a que esta induce la producción de flavonoides en la planta hospedera, los cuales desempeñan un papel importante en la regulación del crecimiento y el control de plagas. Además mejora la asimilación de nutrimentos y la relación con el agua (Madigan et al., 2006). Los beneficios mencionados se reflejaron en mayor inducción de brotes, ya que los ápices provenientes de hijuelos previamente tratados con la bacteria 11B probablemente estuvieron protegidos contra plagas, además de contar con gran número de precursores y moléculas involucradas en su metabolismo (Aroca et al., 2008).

En el Cuadro 2 se aprecia que el porcentaje de supervivencia de los explantes de ambos genotipos fue afectado de forma positiva por la inoculación de biofertilizantes, ya que dicho porcentaje fue significativamente mayor cuando se llevó a cabo una biofertilización previa al establecimiento aséptico.

Por otro lado, en el mismo Cuadro 2 se puede observar que ninguno de los factores (genotipo, biofertilizante y medio de cultivo) afectó significativamente al porcentaje de oxidación. Por el contrario, la contaminación fue menor de forma significativa en el caso del 'Clon Oaxaqueño' y de aquellos tratamientos inoculados con biofertilizantes. A pesar de esto, cabe mencionar que la calidad de los brotes del 'Clon Francés' fue superior a la de los brotes del 'Clon Oaxaqueño', ya que los brotes provenientes de ápices del 'Clon Francés' fueron más firmes y presentaron hojas, lo cual significa un mayor desarrollo en menor tiempo.

En el caso del número de explantes con brotes y el número de brotes por explante, estos sólo se vieron afectados por el medio de cultivo. Los medios con reguladores del crecimiento propiciaron mayor respuesta morfogénica (Cuadro 2).

En el Cuadro 3 se consignan diferencias significativas en los potenciales de turgencia en hojas antes de la desinfección, tanto para el 'Clon Oaxaqueño' como para el 'Clon Francés'. También hubo diferencias significativas entre los potenciales hídricos de las hojas del 'Clon Francés' antes de la desinfección, mientras que entre los potenciales hídricos de las hojas del 'Clon Oaxaqueño' y los potenciales osmóticos de las hojas de ambos genotipos antes de la desinfección no se observaron diferencias significativas. Tampoco se registraron diferencias entre los potenciales hídrico, osmótico y de turgencia en cormos de los dos genotipos después de la desinfección. Esto último posiblemente se debió a que el cormo es un órgano de almacenamiento, y por lo tanto difícilmente sufre estrés hídrico.

En ambos genotipos, los tratamientos 1 y 4 (Glomus intraradices y el testigo, respectivamente) indujeron los potenciales de turgencia más altos, y los tratamientos 2 y 3, los más bajos (Cuadro 3). Lo anterior coincide con el comportamiento de la enzima peroxidasa (Cuadro 4), ya que los tratamientos 1 y 4 presentaron el menor número de unidades de peroxidasa por gramo de tejido, mientras que los tratamientos 2 y 3 tienen los valores más altos. Tomando en cuenta lo anterior, se puede decir que los tratamientos 1 y 4 producen menos estrés en las plantas, mientras que los tratamientos 2 y 3 inducen mayor producción de la enzima peroxidasa como una respuesta al estrés al que fueron sometidas (Ramírez y Rodríguez, 2012).

En el caso de la enzima catalasa, su actividad en hojas del 'Clon Oaxaqueño' provenientes de hijuelos inoculados con Glomus intraradices fue significativamente mayor a la de aquellas hojas provenientes de hijuelos tratados con la bacteria 11B y la interacción de Glomus intraradices con la bacteria 11B y los que no fueron tratados con biofertilizantes. Por otro lado, no hubo diferencias significativas en la actividad de esta enzima en hojas de 'Clon Francés' ni en las raíces de ambos genotipos (datos no mostrados).

En el Cuadro 5, se observa que en el 'Clon Oaxaqueño' el potencial de turgencia de los ápices sin previo tratamiento con biofertilizantes fue superior al de aquellos previamente tratados con los mismos. Para el 'Clon Francés' se observó lo contrario: el potencial de turgencia de los ápices con tratamiento previo de biofertilizantes fue superior al del testigo. Lo anterior se debió al efecto del genotipo, ya que el 'Clon Oaxaqueño' no necesitó de biofertilizantes para la regulación osmótica, a diferencia del 'Clon Francés', que obtuvo beneficios de la simbiosis en las relaciones hídricas.

 

CONCLUSIONES

Se logró elevar la inducción de la organogénesis en explantes de Musa cavendish AAA, cultivares 'Clon Francés' y 'Clon Oaxaqueño', mediante la adición de bencilaminopurina combinada o no con ácido indolacético en el medio de cultivo, y por la biofertilización previa de los hijuelos, de los cuales se extrajeron los explantes.

En el caso del 'Clon Oaxaqueño', ni los tratamientos previos al establecimiento in vitro con biofertilizantes ni la presencia de reguladores de crecimiento en el medio de cultivo tuvieron influencia sobre la supervivencia, contaminación y oxidación. Sin embargo, la adición de bencilaminopurina, interactuando o no con ácido indolacético y la biofertilización previa, indujeron mayor número de explantes con brotes y brotes generados por explante.

Para el 'Clon Francés', el tratamiento previo de hijuelos con Glomus intraradices y el establecimiento de dichos explantes en medio de cultivo adicionado con reguladores de crecimiento propiciaron mayor supervivencia, así como menor contaminación y oxidación. Por otro lado, la adición de ambos biofertilizantes y la presencia de bencilaminopurina combinada o no con ácido indolacético elevaron la inducción de la organogénesis en los explantes por encima de los testigos sin biofertilización previa.

Para ambos genotipos, la biofertilización no se vio reflejada directamente sobre la actividad morfogénica de los explantes. Sin embargo, el uso de biofertilizantes propició mayor porcentaje de supervivencia, menor porcentaje de oxidación y menor contaminación.

Tomando en cuenta que los potenciales de turgencia coincidieron con el comportamiento de la enzima peroxidasa en ambos genotipos, el tratamiento con Glomus intraradices y el testigo produjeron menos estrés en las plantas.

 

LITERATURA CITADA

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