SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.45 número3Modelos de índice de sitio en plantaciones de Swietenia macrophylla King en Quintana Roo, MéxicoHans F2019: nueva variedad de trigo harinero para siembras de riego en México índice de autoresíndice de materiabúsqueda de artículos
Home Pagelista alfabética de revistas  

Servicios Personalizados

Revista

Articulo

Indicadores

Links relacionados

  • No hay artículos similaresSimilares en SciELO

Compartir


Revista fitotecnia mexicana

versión impresa ISSN 0187-7380

Rev. fitotec. mex vol.45 no.3 Chapingo jul./sep. 2022  Epub 05-Mar-2024

https://doi.org/10.35196/rfm.2022.3.399 

Ensayo Científico

Arvenses nativas y exóticas en parcelas de chile jalapeño

Native and exotic weeds in jalapeño pepper plots

Graciela D. Ávila-Quezada1 

José G. Torres-Martínez2 

Mamoudou Sétamou3 

Alfonso A. Gardea-Béjar4 

César A. Berzoza-Gaytán1 

Nuvia Orduño-Cruz1  * 

1 Facultad de Ciencias Agrotecnológicas, Universidad Autónoma de Chihuahua, Escorza 900, Chihuahua, Chihuahua, 31000 México.

2Senasica, Sader, Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria (CNRF), Carretera Federal Pachuca - México Km 37.5, Centro, Tecámac de Felipe Villanueva, 55740 México.

3Texas A&M University-Kingsville Citrus Center, 312 N. International Blvd. Weslaco, TX 78599.

4Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo AC. Guaymas, Sonora, CP 85400 México


Resumen

Las arvenses juegan un papel importante en el desarrollo y producción de los cultivos al competir por agua, nutrientes del suelo y luz, además de ser reservorio de patógenos e insectos plaga. El objetivo de este estudio fue identificar plantas arvenses nativas y exóticas dentro de parcelas de chile Jalapeño (Capsicum annuum L.) para diseñar futuras estrategias de manejo. Durante mayo a julio de 2019 a 2021 se realizaron recolectas de malezas en los municipios de Camargo y Delicias, Chihuahua, México, en los cuales se seleccionaron al azar 20 parcelas de 2 × 2 m por municipio y año, en puntos con presencia de malezas en una superficie de 4 ha. Las arvenses encontradas se agruparon en 54 especies, pertenecientes a 15 familias, de las cuales Poaceae y Asteraceae tuvieron mayor riqueza con 14 y 11 especies, respectivamente. El total de especies nativas encontradas fue de 34, mientras que hubo 15 especies con estatus exóticas naturalizadas: Arundo donax L., Cenchrus ciliaris L., Chenopodium album L., Cynodon dactylon (L.) Pers., Cyperus esculentus L., Echinochloa colona (L.) Link, Eragrostis cilianensis (All.) Vignolo ex Janchen, Ricinus communis L., Sonchus oleraceus L., Sorghum halepense (L.) y Tribulus terrestris L.; del total, seis especies correspondieron a arvenses nativas de México sin registro en CONABIO para el estado de Chihuahua, México: Acalypha neomexicana Muell.-Arg., A.setosa A. Rich., Flaveria trinervia (Spreng.) C. Mohr, Ipomoea batatas (L.) Lam., Portulaca oleracea L. y Solanum fructo-tecto Cav. Entre las arvensesmás difíciles de controlar en las parcelas de chile se encontraron Amaranthus spp., Cenchrus echinatus L., Convolvulus arvensis L., Cuscuta indecora Choisy, Cuscuta umbellata Kunth., Cyperus esculentus L., Flaveria trinervia (Spreng.) C. Mohr y Setaria adhaerens (Forssk.) Chiov.

Palabras clave: Capsicum annuum; hospedantes alternos; invasoras; maleza nativas; plantas exóticas

Summary

Weeds play an important role in the development and production of crops by competing for water, soil nutrients and light, as well as being a reservoir for pathogens and pest insects. The objective of this study was to identify native and exotic weed plants within plots of Jalapeno pepper (Capsicum annuum L.) to design future management strategies. During May to July 2019 to 2021, weed collections were carried out in the municipalities of Camargo and Delicias, Chihuahua, Mexico, in which 20 plots of 2 × 2 m were randomly set per municipality and year, in points with the presence of weeds in an area of 4 ha. The weeds found were grouped into 54 species, belonging to 15 families, of which Poaceae and Asteraceae had greater richness with 14 and 11 species, respectively. The total number of native species found was 34, while there were 15 species with naturalized exotic status: Arundo donax L., Cenchrus ciliaris L., Chenopodium album L., Cynodon dactylon (L.) Pers., Cyperus esculentus L., Echinochloa colona (L.) Link, Eragrostis cilianensis (All.) Vignolo ex Janchen, Ricinus communis L., Sonchus oleraceus L., Sorghum halepense (L.) Pers. and Tribulus terrestris L; the remaining six species corresponded to weeds native to Mexico without registration in CONABIO for the state of Chihuahua, Mexico: Acalypha neomexicana Muell.-Arg., A. setosa A. Rich., Flaveria trinervia (Spreng.) C. Mohr, Ipomoea batatas (L.) Lam., Portulaca oleracea L. and Solanum fructo-tecto Cav. Among the most difficult weeds to control in chili plots were Amaranthus spp., Cenchrus echinatus L., Convolvulus arvensis L., Cuscuta indecora Choisy, Cuscuta umbellata Kunth., Cyperus esculentus L., Flaveria trinervia (Spreng.) C. Mohr and Setaria adhaerens (Forssk.) Chiov.

Index words: Capsicum annuum; alternate hosts; exotic plants; invasive; native weed

Introducción

El chile (Capsicum annuum L.) es un cultivo importante en el mundo. México es uno de los principales productores, aporta el 9.2% del volumen mundial. Chihuahua y Sinaloa son los mayores productores en el país con una cosecha de 682 y 758 mil T anuales respectivamente. Su impacto social es la intensa demanda por mano de obra, lo cual se traduce en la generación de empleos (SIAP, 2021).

El cultivo es afectado por una serie de factores que limitan su producción y calidad, entre ellos se presentan patógenos, insectos y malezas endémicas de cada región, las cuales pueden causar grandes pérdidas económicas (Avila-Quezada et al., 2018). Las plantas arvenses conocidas como “malezas” por crecer de forma natural entre los cultivos, impiden el desarrollo óptimo al competir por agua, nutrientes del suelo, luz, además de generar efectos alelopáticos (Weston y Duke, 2003; Kaur et al., 2018).

Conocer la composición de especies de arvenses en un lugar es el primer paso para conocer el grado de afectación, evitar el uso indiscriminado y al azar de herbicidas. Además, las arvenses pueden producir compuestos volátiles como terpenoides, fenilpropanoides y bencenoides, lo que atrae a insectos vectores de patógenos (Baldelomar et al., 2018). Por lo que pueden ser hospedantes alternos de insectos plagas y fitopatógenos (Andersen et al., 2002), permitiendo con ello alternar su ciclo de vida y sobrevivir en ausencia de cultivos susceptibles.

Las arvenses como hospedantes alternos de virus (Vaca-Vaca et al., 2019), e incluso de sus vectores, tienen un rol esencial en la incidencia y severidad de las enfermedades, particularmente cuando los insectos completan su ciclo biológico en plantas alternas (Zheng et al., 2017). Ante la reducción en la producción que las arvenses pueden ocasionar en los cultivos de chile, el presente estudio se realizó con el objetivo de identificar plantas arvenses nativas y exóticas dentro de parcelas de chile jalapeño (Capsicum annuum L.) para diseñar futuras estrategias de manejo.

Materiales y métodos

Colecta de plantas arvenses

El estudio se realizó durante tres años, 2019 al 2021, en los municipios de Camargo y Delicias, principales productores de chile jalapeño en el estado de Chihuahua, México. La vegetación de esta región se caracteriza por presentar una cobertura de plantas xerófilas y herbáceas, además de un componente arbustivo representado por mezquites (Prosopis sp.), gobernadora (Larrea tridentata) y huizaches (Acacia sp.) (Figura 1). La precipitación fluctuó entre 0.3 y 183 mm, y la temperatura osciló de 2 a 38 °C durante los periodos de colecta (CONAGUA, 2022).

Figura 1: Aspectos de la vegetación natural en la región semidesértica del área de estudio. a) mezquite (Prosopis juliflora (Sw.) DC.), b) gobernadora (Larrea tridentata (Moç. & Seseé ex DC.) Coville) y c) huizache (Acacia farneciana (L.) Willd.).  

Se seleccionaron tres parcelas por municipio, de acuerdo a su accesibilidad, sembradas con chile jalapeño de la variedad Imperial, las cuales fueron trasplantadas entre el 20 y 30 de marzo de cada año. Las parcelas tenían una topografía similar con una pendiente de 2%, con un manejo de sistema de riego rodado, control mecánico de arvenses y sin aplicación de herbicidas.

El muestreo en cada parcela se realizó anualmente durante mayo-julio del 2019 al 2021, correspondiente a la etapa productiva del cultivo, cuando las arvenses alcanzaron la madurez (etapa de floración). Se realizó un muestreo aleatorio seleccionando 20 cuadrantes de 2 x 2 m por parcela/ municipio/año dirigido a áreas con presencia de malezas en una superficie de 4 ha, se colectaron dos ejemplares de cada especie diferente de acuerdo a la metodología propuesta por Curtis y Mcintosh (1950). Las plantas colectadas por municipio fueron entre 20 y 30. Todas fueron fotografiadas, etiquetadas y colocadas en una prensa de cartón donde permanecieron hasta su deshidratación.

Identificación de las plantas

La identificación de cada ejemplar herborizados se apoyó con las claves de Gentry (1996), Herrera-Arrieta y Peterson (2018) y consultas bibliográficas (Andersen et al. 2002; Villarreal et al. 2010; Vibrans y Tenorio-Lezama, 2012; CONABIO, 2021; GBIF, 2021; IPNI, 2021; UC 2021; USDA 2021; Zhang et al. 2021), considerando tallos, hojas, flores, frutos y semillas. Para validar la identificación de especies, se envió un ejemplar de cada planta a especialistas en malezas del Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria (Dirección General de Sanidad Vegetal de la Secretaría de Agricultura y Desarrollo Rural de México).

Resultados y discusión

Se determinaron 54 especies de arvenses que se desarrollan en las parcelas de chile jalapeño en los dos municipios de Chihuahua. Estas se agrupan en 15 familias, dos monocotiledóneas y once dicotiledóneas, de las cuales sobresalen por su riqueza específica Poaceae y Asteraceae con 14 y 11 especies respectivamente. La revisión sobre el origen/estatus migratorio de estas arvenses indica que existen 42 especies nativas y 10 exóticas (Cuadro 1).

Cuadro 1 Plantas arvenses en parcelas de chile (Capsicum annuum), nombre científico, nombre común, origen y estatus migratorio. Colectadas en los municipios de Delicias y Camargo, Chihuahua, México, durante los años 2019 al 2021. 

Familia Nombre científico Nombre común español / inglés Origen / Estatus migratorio en México Lugar
Amaranthaceae Amaranthus hybridus L. Quelite / Red root pigweed América / nativa DC
Amaranthus powellii S. Watson Quelite / Powell’s green amaranth América / nativa DC
Asteraceae Ambrosia confertiflora DC. Estafiate / Weakleaf burr ragweed Suroeste de E.U. hasta el centro de México / nativa DC
Bidens pilosa L. Cadillo / Hairy beggarticks Desde California, E.U. hasta Centroamérica / nativa C
Flaveria trinervia (Spreng.) C. Mohr Retama / Clustered yellowtops Sur de E.U. hasta Guatemala, y Antillas en Sudamérica / nativa C
Helianthus annuus L. Gordolobo / Sunflower norte de México y oeste de E.U. / nativa D
Helianthus laciniatus A. Gray Girasol pequeño / Sunflower Desde Nuevo México, E.U. hasta el sur de Michoacán México / nativa D
Heliopsis annua Hemsl. Mirasol / Heliopsis México / nativa C
Parthenium hysterophorus L. Hierba amarga / Feverfew México / nativa D
Parthenium bipinnatifidum (Ort.) Rollins Hierba amarga / Feverfew México / nativa D
Sonchus oleraceus L Lechuguilla / Common sowthistle Europa, Norte de África y oeste de Asia / exótica naturalizada D
Sonchus asper L. Lechuguilla espinosa / Sowthistle Eurasia / introducida C
Verbesina encelioides (Cav.) Benth. & Hook. f. ex A. Gray Hierba de la gloria / Golden crownbeard Norte y centro de México, y suroeste de E.U. / nativa C
Chenopodiaceae Chenopodium album L. Quelite de cocina / White goosfoot Europa y Asia / naturalizada D
Convolvulaceae Convolvulus arvensis L. Correhuela / Field bindweed Europa / exótica D
Ipomoea batatas (L.) Lam. Hiedra / Wild sweet potato América / nativa C
Ipomoea purpurea (L.) Roth Campanitas / Morning-glory América / nativa C
Ipomoea costellata Torr. Campanillas / Morning-glory México y sur de E.U. / nativa C
Cuscutaceae Cuscuta indecora Choisy Cúscuta o cabello de ángel / Dodder Mesoamérica / nativa D
Cuscuta umbellata Kunth Cúscuta o cabello de ángel / Dodder Mesoamérica / nativa D
Cyperaceae Cyperus esculentus L. Coquillo amarillo / Yellow nutsedge Eurasia / introducida D
Euphorbiaceae Euphorbia nutans Lag. = Chamaesyce nutans Lag. Golondrina / Eyebane desde Canadá hasta el norte de Sudamérica / nativa C
Euphorbia serphyllifolia Pers. hojas de tomillo / sandmeleaf América del norte / nativa D
Ricinus communis L. Higuerilla / Castor bean Probablemente África / exótica, invasiva C
Acalypha ostryifolia Riddell ex J. M. Coult Hoja de cobre / copperleaf Norte y Centroamérica / nativa D
Fabaceae Medicago sativa L. Alfalfa / alfalfa Persia / naturalizada D
Malvaceae Anoda cristata (L.) Schltdl. Quesito / Spurred anoda México y Centroamérica / nativa C
Malva nicaeensis All. Malva / Bull mallow Asia menor y región mediterránea / introducida, naturalizada C
Malva parviflora L. Malva / Little mallow Europa, adventicia en América / exótica C
Malvastrum coromandelianum L. Escobillo / Threelobe false mallow México y Centroamérica / nativa D
Martyniaceae Proboscidea parviflora Wooton & Standl. Garambullo / Doubleclaw Sur de E.U., norte de México / nativa C
Poaceae Avena fatua L. Avena silvestre / Wild oat Eurasia / exótica D
Arundo donax L. Carrizo / Giant reed Asia / exótica D
Cenchrus echinatus L. Zacate cadillo / common sandbur América / nativa D
Chloris virgata Sw. Barba de chivo / feather fingergrass de América tropical / nativa C
Cynodon dactylon (L.) Pers. Zacate bermuda / Bermuda grass África / exótica C
Echinochloa colona (L.) Link Zacate rayado / Jungle-rice Eurasia /exótica D
Eragrostis cilianensis (All.) Vignolo ex Janchen Zacate apestoso / Stink grass Europa/ Exótica, naturalizada C
Eragrostis mexicana (Hornem.) Link Zacate llorón / Mexican lovegrass México / nativa D
Eriochloa acuminata (J. Presl) Kunth var. acuminata Pasto / Tapertip cupgrass Sur de E.U. y norte de México / nativa C
Panicum maximum Jacq. (= Urochloa maxima (Jacq.)) (=Megathyrsus maximus (Jacq.) Zacate guinea / Guinea grass África /exótica C
Pennisetum ciliare (L.) Link (=Cenchrus ciliaris L.) Pasto buffel / Buffelgrass África, Eurasia tropical / exótica C
Setaria adhaerens (Forssk.) Chiov. Zacate pega ropa / Bristlegrass Noroeste de África / exótica C, D
Setaria parviflora (Poir.) Kerguélen Pega ropa / Knotroot bristlegrass América / nativa D, C
Sorghum halepense (L.) Pers. Zacate Johnson / Johnson grass Mediterráneo / exótica D, C
Polygonaceae Rumex crispus L. Lengua de vaca / Curly dock Eurasia /exótica C,D
Portulacaceae Portulaca oleracea L. Verdolaga / Wild portulaca México / nativa C,D
Solanaceae Datura quercifolia Kunth. Toloache / Oak-leaf De Nuevo México y Oklahoma, E.U. hasta el centro de México / nativa C
Solanum heterodoxum Dunal Mala mujer / Melonleaf nightshade Sur de E.U. y México / nativa C,D
Solanum elaeagnifolium Cav. Trompillo / Silverleaf nighshade Desde E.U. hasta Sudamérica / probablemente nativa C,D
Solanum fructo-tecto Cav. Abrojo peludo / Fructo-tecto nightshade México / nativa C
Physalis phyladelphica Lam. Tomatillo milpero / Husk tomato México / nativa C
Zygophyllaceae Tribulus terrestris L. Torito / Puncture vine Mediterráneo / exótica D, C

Sitio de recolecta: D: Delicias, C: Camargo, E.U.: Estados Unidos. Fuentes para documentar origen o estatus de las especies: Andersen et al. 2002; Villarreal et al. 2010; Vibrans y Tenorio-Lezama, 2012; CONABIO, 2021; IPNI 2021; GBIF 2021; UC 2021; USDA 2021; Zhang et al. 2021.

En las especies nativas existen seis no reportadas por la CONABIO (CONABIO 2021) para el estado de Chihuahua: Solanum fructo-tecto, Flaveria trinervia, Ipomoea batatas, Acalypha setosa, A. neomexicana y Portulaca oleracea.

Las especies con estatus exóticas naturalizadas fueron: Sonchus oleraceus, Chenopodium album, Ricinus communis, Arundo donax, Echinochloa colona, Cynodon dactylon, Pennisetum ciliare, Eragrostis cilianensis, Sorghum halepense y Tribulus terrestris procedentes de África, Asia o la región del Mediterráneo.

Con excepción de Solanum fructo-tecto, las demás arvenses consideradas nativas ya se han reportado en Chihuahua (Venegas-Holguín et al., 2015; Herrera-Arrieta y Peterson, 2018; Delgado et al., 2020). Además de las exóticas-naturalizadas como: Chenopodium album y Echinochloa colona, aunque si están reportadas previamente en el estado (Vega-Mares et al., 2014).

Estos resultados revelan que varias de las especies inventariadas son exóticas, naturalizadas y que además comparten el espacio natural con plantas nativas de la región. Williamson (1996) menciona que una porción baja de las especies introducidas (de forma accidental o por el viento) logran establecerse. De 100 especies, 10 se establecen con éxito y quizás una de éstas llegue a convertirse en invasora, como el caso de Pennisetum ciliare, la cual se encontró en este estudio y habita comúnmente en las parcelas de cultivos. Esta especie es altamente invasiva y desplaza especies nativas (Marshall et al., 2012), además de producir sustancias alelopáticas (Hussain et al., 2011), representando una amenaza para la biodiversidad.

La baja precipitación de la región centro sur de Chihuahua representa condiciones diferentes respecto al origen tropical de P. ciliaris, sin embargo, el agua de riego y la alta temperatura de la región de estudio, son la posible causa del éxito del establecimiento y dispersión de esta especie. Debe considerarse la alta plasticidad de las malezas invasoras que facilita su adaptación a condiciones ambientales adversas, sumando a la alta tasa reproductiva y mecanismos de dispersión eficientes (Geng et al., 2007; Wotton y McAlpine, 2015; Argüero et al., 2016)

Estas características coinciden con las seis especies exóticas invasoras de la familia Poaceae, el mayor número de invasoras en este estudio, seguido por las Asteraceae con una especie invasora. Ambas familias agrupan especies con alto potencial como invasoras y difíciles de manejar debido a sus habilidades reproductivas y de dispersión (Tiébré et al., 2012; Hardion et al., 2014) (Figura 2).

Figura 2 Arvenses colectadas difíciles de controlar en las parcelas, A) Quelites (Amaranthus hydridus); B) correhuela (Convolvulus arvensis), C) pasto pega ropa (Setaria adhaerens) y D) cadillo (Cenchrus echinatus), E) retama (Flaveria trinervia), F) coquillo (Cyperus esculentus). 

La utilidad de los estudios que involucran inventarios de arvenses radica en el diseño de estrategias de manejo de estas plantas, así como su uso potencial. Conocer a los hospedantes alternos de plagas nos direcciona a su control oportuno para evitar que produzcan semillas y su población dentro de la parcela incremente. Aunado a esto, la producción del cultivo puede reducirse porque algunos patógenos completan su ciclo de vida en un hospedante alterno (Rebollar-Alviter et al., 2001; Félix-Gastélum et al., 2017), varios insectos fitófagos o vectores de virus, son atraídos hacia las arvenses debido a la liberación de volátiles (Martín-Loaiza y Céspedes, 2007; Muniz-Merino et al., 2014; Baldelomar et al., 2018).

Algunos ejemplo de arvenses de importancia agrícola son: Chenopodium album (Cerkauskas et al., 2011), Helianthus annuus (Mulpuri et al., 2016), Solanum elaeagnifolium (Félix-Gastélum et al., 2017), y Sonchus oleraceus (De Souza y Café‐Filho, 2003), por ser hospedantes alternos de Leveillula taurica (Oidiopsis taurica) (Mihail y Alcorn, 1984) causante de la cenicilla del chile, un problema anual en el chile en el norte y centro de México (Velásquez-Valle y Valle-Garcia, 1999; Guigón-López y González, 2001; Velásquez-Valle y Amador-Ramírez, 2007).

También, arvenses como Amaranthus spp, Chenopodium album, Malva parviflora, Portulaca oleraceae y Sonchus oleraceus presentes en los cultivos de chile, se reportan como hospedantes de virus (Atiri, 1984; Sacristán et al., 2004; Tahir et al., 2015). Bidens pilosa es una planta hospedante de muchos patógenos como el nematodo Meloidogyne spp. (Belle et al., 2017), hongos como Cercospora spp., Plasmopara spp., Podosphaera spp., Uromyces spp. entre otras (Guatimosim et al., 2015).

Las arvenses más abundantes y difíciles de controlar dentro de las parcelas de chile son los quelites (Amaranthus spp), correhuela (Convolvulus arvensis), pasto pega ropa (Setaria adhaerens), cadillo (Cenchrus echinatus), retama (Flaveria trinervia), y coquillo (Cyperus esculentus) (Comunicación personal Ing. Octavio Flores Licón) (Figura 2). Esto se debe a sus características de propagación (semillas, rizomas y tubérculos), dispersión (estructuras especializadas que se adhieren a la ropa y pelo de animales) y ciclo de vida (anual o perenne). Estas seis arvenses se encuentran distribuidas prácticamente en todos los estados de México y en el mundo (CONABIO, 2021). A partir del 2021 en las parcelas del estudio en Delicias y Camargo se encontraron dos especies del género cuscuta: Cuscuta indecora y Cuscuta umbellata. Este género tiene una distribución mundial, tiene una alta capacidad invasiva, afecta un amplio rango de plantas, es parásita y utiliza sus haustorios para alimentarse del hospedante (DGSV-CNRF, 2016).

Las arvenses son indeseables dentro del cultivo agrícola, porque no tienen enemigos naturales, y desplazan a los cultivos, por ejemplo, Echinochloa colona es una maleza tropical que desarrolla rápidamente resistencia a herbicidas, e incrementa significativamente los costos de producción en arroz (Peerzada et al., 2016) y otros cultivos en todo el mundo, y tiene gran capacidad de adaptación a condiciones desérticas (Elqarnwdy et al., 2021). Las especies introducidas son una amenaza para la biodiversidad por desplazar a especies nativas causando un desequilibrio ecológico (Hoddle, 2004).

Las malezas presentan gran capacidad de adaptarse a condiciones climáticas adversas, un ejemplo de ello es E. colona la cual es de origen tropical y en este estudio, se encontró en las condiciones semidesérticas de Chihuahua. Estas plantas tienen un crecimiento rápido (Nussbaum et al., 1985), por lo tanto, se desarrollan a mayor velocidad que las plantas cultivadas. Su reproducción por semilla asegura un banco de semillas para los siguientes años; en promedio pueden producir 26,500 semillas por planta. Algunos ejemplos son Avena fatua que llega a producir hasta 250 semillas por planta, mientras que una planta de Amaranthus viridis produce hasta 11 millones de semillas (Palai, 2010). Además, sus semillas pueden permanecer viables por muchos años; Convolvulus arvensis permanece viable hasta por 50 años (Palai, 2010). Una estrategia es evitar la producción excesiva de sus semillas dentro de la parcela, para así, reducir las labores culturales a futuro.

En su reproducción vegetativa produce rizomas, estolones, tubérculos, bulbos, bulbillos, tallos y raíces desde pequeña. Con base en estos antecedentes, el control de las malezas deberá realizarse en una etapa temprana. Algunas arvenses tienen tolerancia natural a herbicidas incluso al glifosato, algunos ejemplos son Amaranthus spp., Ipomoea spp., Chenopodium album, Amaranthus spp., Acalypha spp. y Ambrosia trifida (Owen y Zelaya, 2005).

Es poca la información publicada que describe el manejo o las pérdidas económicas relacionadas con la presencia de malezas en los cultivos. En algunos casos, no se les presta la debida atención a las malezas como competencia de los cultivos o minimizan el problema. Es común que después de la cosecha, se abandona la parcela permitiendo que las malezas continúen produciendo semillas. Por otra parte, la presencia de malezas no depende del cultivo.

Por otra parte, los beneficios potenciales de estas arvenses, como la producción de sustancias alelopáticas (Hussain et al., 2011) pueden ser aprovechadas. Para futuros estudios se sugiere experimentar el uso de estas sustancias alelopáticas y el control biológico con insectos y microorganismos (hongos y bacterias) para reducir el desarrollo de arvenses, dado que existen antecedentes de su eficacia en el control de malezas.

Este estudio representa un primer esfuerzo para documentar plantas arvenses dentro de las parcelas de chile, para diseñar en un futuro estrategias de manejo. Contar con un inventario para determinar las limitantes en la producción y buscar la forma de reducir sus poblaciones, asegura la producción de alimentos.

Conclusiones

Un total de 52 especies de plantas arvenses se obtuvieron en las parcelas de chile en los municipios de Delicias y Camargo, Chihuahua. Las familias con mayor número de especies fueron Poaceae y Asteraceae. Diez de estas especies tienen estatus de exóticas naturalizadas, de las cuales Chenopodium album y Echinochloa colona no estaban reportadas por la CONABIO en el estado de Chihuahua.

Las arvenses Sonchus oleraceus, Solanum elaeagnifolium, Helianthus annuus y Chenopodium album están reportadas como hospedantes alternos de Leveillula taurica, mientras que Amaranthus spp, Chenopodium album, Portulaca oleraceae, Sonchus oleraceus y Malva parviflora como hospedantes de virus. Ambas enfermedades se presentan cada año en el cultivo del chile afectando su producción y calidad, por lo que esta información debe tenerse en cuenta al momento de diseñar el manejo integrado del cultivo. Las malezas que representan mayor interferencia con el cultivo y más difíciles de controlar son los quelites (Amaranthus spp.), correhuela (Convolvulus arvensis), zacate pegarropa (Setaria adhaerens), cadillo (Cenchrus echinatus), retama (Flaveria trinervia), coquillo (Cyperus esculentus) y dos especies de cúscuta (Cuscuta indecora y Cuscuta umberellata). Futuros estudios deberán estar enfocados al conocimiento de biología y desarrollo de estas especies en diversos agroecosistemas, para tomar decisiones oportunas de manejo.

Agradecimientos

Los autores agradecemos a los ingenieros Octavio Flores Licón y Humberto Márquez Pizarro, por acompañarnos en los muestreos. A los señores Marcelino Leos, César Burrola, Juan Burrola, y Estreberto Olivas, por permitir la recolecta en sus parcelas. A los M.C. Francisco Javier López Rosas del Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria del SENASICA en el Estado de México, por el apoyo para complementar la identificación de las plantas. A los estudiantes de la Facultad de Ciencias Agrotecnológicas de la Universidad Autónoma de Chihuahua, Andrés Omar Cervantes, Enrique Arce Flores, Grisel Paloma Villezcas Villegas y Karen Dennis Nieto Valencia por su participación voluntaria en los muestreos.

Bibliografía

Andersen B. A., M. Nicolaisen and S. L. Nielsen (2002) Alternative hosts for potato mop-top virus, genus pomovirus and its vector Spongospora subterranea f. sp. subterranea. Potato Research 45:37-43, https://doi.org/10.1007/BF02732217 [ Links ]

Argüero S. C., Y. M. Orea and M. A. R. Romero (2016) Las malezas de la cuenca del río Magdalena, Ciudad de México. Universidad Nacional Autónoma de México. Cd México, México. 145 p. [ Links ]

Atiri G. I. (1984) The occurrence and importance of okra mosaic virus in Nigerian weeds. Annals of Applied Biology 104:261-265, https://doi.org/10.1111/j.1744-7348.1984.tb05610.x [ Links ]

Avila-Quezada G. D., J. F. Esquivel, H. V. Silva-Rojas, S. G. Leyva-Mir, C. de J. García-Avila, A. Quezada-Salinas, L. Noriega-Orozco, P. Rivas-Valencia, D. Ojeda-Barrios and A. Melgoza-Castillo (2018) Emerging plant diseases under a changing climate scenario: Threats to our global food supply. Emirates Journal of Food and Agriculture 30(6):443-450, https://doi.org/10.9755/ejfa.2018.v30.i6.1715 [ Links ]

Baldelomar M., M. L. Viana and F. J. Telles (2018) El rol de los compuestos orgánicos volátiles florales en las interacciones planta-insecto. Oecologia Australis 22:348-361, https://doi.org/10.4257/oeco.2018.2204.02 [ Links ]

Belle C., S. M. Kulczynski, T. E. Kaspary and P. R. Kuhn (2017) Plantas daninhas como hospedeiras alternativas para Meloidogyne incognita. Nematropica 47:26-33, https://journals.flvc.org/nematropica/article/view/105055Links ]

Cerkauskas R. F., G. Ferguson and M. Banik (2011) Powdery mildew (Leveillula taurica) on greenhouse and field peppers in Ontario-host range, cultivar response and disease management strategies. Canadian Journal of Plant Pathology 33:485-498, https://doi.org/10.1080/07060661.2011.619828 [ Links ]

CONABIO, Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la Biodiversidad (2021) Malezas de México. http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/2inicio/home-malezas-mexico.htm (Junio 2021). [ Links ]

CONAGUA, Comisión Nacional de Agua (2022) Precipitación - Servicio meteorológico nacional. https://smn.conagua.gob.mx/es/climatologia/pronostico-climatico/precipitacion-form (Marzo 2022) [ Links ]

Curtis J.T. and R.P. Mcintosh (1950) The interaction of certain analytic and synthetic phytosociological characters. Ecology 31:434-455. [ Links ]

De Souza V. L. and A. C. Café‐Filho (2003) Resistance to Leveillula taurica in the genus Capsicum. Plant Pathology 52:613-619, https://doi.org/10.1046/j.1365-3059.2003.00920.x [ Links ]

Delgado J. C., S. de la Cruz, J. Clemente and C. Solano (2020) Malezas asociadas al cultivo de algodón en Chihuahua, México. In: Memoria XLI Congreso Nacional de la Ciencia de la Maleza. J. C. Delgado Castillo, E. Rosales Robles, M. Á. Hernández Martínez and J. C. Delgado Tinoco (eds.). 24-26 noviembre. Sociedad Mexicana de la Ciencia de la Maleza. pp: 15-19. [ Links ]

DGSV-CNRF (2016). Fideo, Cabello de Ángel. Cuscuta spp. Dirección General de Sanidad Vegetal. Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria. Ficha Técnica. Tecámac, México. 25 p. https://www.gob.mx/cms/uploads/attachment/file/134085/Ficha_T_cnica_Cuscuta_spp_Final_Versi_n_12-01-2016_Corr.pdfLinks ]

Elqarnwdy F. O. M., M. A. A. Massuod, G. A. E. Alganoudi, G. A. A. Ali, O. A. S. Sadek and A. A. M. Alnaas (2021) On the ecology and nutritional value of two Echinochloa species (Echinochloa colona and Echinochloa stagnina) in Egypt. Journal of Medicinal Plants 9(1):08-13, https://doi.org/10.22271/plants.2021.v9.i1a.1241 [ Links ]

Félix-Gastélum R., I. E. Maldonado-Mendoza, H. Beltran-Peña, M. A. Apodaca-Sánchez, S. Espinoza-Matías, M. D. C. Martínez-Valenzuela, R. M. Longoria-Espinoza and N. G. Olivas-Peraza (2017) Las cenicillas en cultivos agrícolas de Sinaloa: Situación actual sobre su identificación y líneas futuras de investigación. Revista Mexicana de Fitopatología 35(1):106-129, https://doi.org/10.18781/r.mex.fit.1607-4 [ Links ]

GBIF, Global Biodiversity Information Facility (2021) Accepted species. https://www.gbif.org/species/2928542 (June 2021). [ Links ]

Geng Y. P., X. Y. Pan, C. Y. Xu, W. J. Zhang, B. Li, J. K. Chen, B. R. Lu and Z. P. Song (2007) Phenotypic plasticity rather than locally adapted ecotypes allows the invasive alligator weed to colonize a wide range of habitats. Biological Invasions 9(3):245-256, https://doi.org/10.1007/s10530-006-9029-1 [ Links ]

Gentry A. H. (1996) A Field Guide to the Families and Genera of Woody Plants of Northwest South America (Colombia, Ecuador, Peru): with Supplementary Notes on Herbaceous Taxa. University of Chicago Press. Chicago, USA. 918 p. [ Links ]

González-Franco, J. (1959) Represión de la maleza Echinochloa colonum (l.) Link (liendre de puerco) en arrozales. Acta Agronómica 9(3-4):203-225, https://revistas.unal.edu.co/index.php/acta_agronomica/article/view/49040Links ]

Guatimosim E., H. J. Pinto, O. L. Pereira, C. A. Fuga, B. S. Vieira and R. W. Barreto (2015) Pathogenic mycobiota of the weeds Bidens pilosa and Bidens subalternans. Tropical Plant Pathology 40:298-317, https://doi.org/10.1007/s40858-015-0040-x [ Links ]

Guigón-López C. and P. A. G. González (2001) Estudio regional de las enfermedades del chile (Capsicum annuum L.) y su comportamiento temporal en el sur de Chihuahua, México. Revista Mexicana de Fitopatología 19:49-56, https://www.redalyc.org/pdf/612/61219107.pdfLinks ]

Hardion L., R. Verlaque, K. Saltonstall, A. Leriche and B. Vila (2014) Origin of the invasive Arundo donax (Poaceae): a trans-Asian expedition in herbaria. Annals of Botany 114(3):455-462, https://doi.org/10.1093/aob/mcu143 [ Links ]

Herrera-Arrieta Y. and P. M. Peterson (2018) Grasses of Chihuahua, Mexico. Smithsonian Institution Scholarly Press. Series: Smithsonian contributions to botany, number 107. Washington, DC, USA. 393 p. https://doi.org/10.5479/si.1938-2812.107 [ Links ]

Hoddle, M. S. (2004) Restoring Balance: Using Exotic Species to Control Invasive Exotic Species. Conservation Biology 18(1):38-49, doi:10.1111/j.1523-1739.2004.00249.x [ Links ]

Hussain F., I. Ilahi, S. A. Malik, A. A. Dasti and B. Ahmad (2011) Allelopathic effects of rain leachates and root exudates of Cenchrus ciliaris L. and Bothriochloa pertusa (L.) A. Camus. Pakistan Journal of Botany 43:341-350, https://www.pakbs.org/pjbot/PDFs/43(1)/PJB43(1)341.pdfLinks ]

IPNI, International Plant Names Index (2021) International Plant Names Index. Published on the Internet. The Royal Botanic Gardens, Kew, Harvard University Herbaria & Libraries and Australian National Botanic Gardens, http://www.ipni.org (junio 2021). [ Links ]

Kaur S., R. Kaur and B. S. Chauhan (2018) Understanding crop-weed-fertilizer-water interactions and their implications for weed management in agricultural systems. Crop Protection 103:65-72, https://doi.org/10.1016/j.cropro.2017.09.011 [ Links ]

Marshall V. M., M. M. Lewis and B. Ostendorf (2012) Buffel grass (Cenchrus ciliaris) as an invader and threat to biodiversity in arid environments: a review. Journal of Arid Environments 78:1-12, https://doi.org/10.1016/j.jaridenv.2011.11.005 [ Links ]

Martín-Loaiza J. C. and C. L. Céspedes (2007) Compuestos volátiles de plantas. Origen, emisión, efectos, análisis y aplicaciones al agro. Revista Fitotecnia Mexicana 30:327-351, https://www.revistafitotecniamexicana.org/documentos/30-4/1a.pdfLinks ]

Mihail J. D. and S. M. Alcorn (1984) Powdery mildew (Leveillula taurica) on native and cultivated plants in Arizona. Plant Disease 68:625-626, https://doi.org/10.1094/PD-69-625 [ Links ]

Mulpuri S., P. K. Soni and S. K. Gonela (2016) Morphological and molecular characterization of powdery mildew on sunflower (Helianthus annuus L.), alternate hosts and weeds commonly found in and around sunflower fields in India. Phytoparasitica 44: 353-367, https://doi.org/10.1007/s12600-016-0531-4 [ Links ]

Muniz-Merino M., J. Cibrian-Tovar, C. Hidalgo-Moreno, N. Bautista-Martinez, H. Vaquera-Huerta and C. Aldama-Aguilera (2014) Volatile compounds attract the pepper (Capsicum spp.) weevil (Anthonomus eugenii Cano) and synergize its aggregation pheromone. Agrociencia 48:819-832, https://agrociencia-colpos.mx/index.php/agrociencia/article/view/1122/1122Links ]

Nussbaum, E. S., A. F. Wiese, D. E. Crutchfield, E. W. Chenault and D. Lavake (1985) The effects of temperature and rainfall on emergence and growth of eight weeds. Weed Science 33(2):165-170, https://doi.org/10.1017/S0043174500082035 [ Links ]

Owen, M. D. and I. A. Zelaya (2005). Herbicide-resistant crops and weed resistance to herbicides. Pest Management Science 61(3):301-311, doi:10.1002/ps.1015 [ Links ]

Palai, M. J. B. (2010) Weed management. http://courseware.cutm.ac.in/wp-content/uploads/2020/05/weed-management-E-material.pdfLinks ]

Peerzada, A. M., A. A. Bajwa, H. H. Ali and B. S. Chauhan (2016) Biology, impact, and management of Echinochloa colona (L.) Link. Crop Protection 83:56-66, https://doi.org/10.1016/j.cropro.2016.01.011 [ Links ]

Rebollar-Alviter A. R., S. G. Leyva-Mir, G. Mora-Aguilera, G. V. Ponce and S. R. Cova (2001) Identificación y biología del agente causal de la roya de la frambuesa roja (Rubus idaeus L.) en México. Revista Mexicana de Fitopatología 19:168-174, https://www.redalyc.org/pdf/612/61219206.pdfLinks ]

Sacristán S., A. Fraile and F. García-Arenal (2004) Population dynamics of Cucumber mosaic virus in melon crops and in weeds in central Spain. Phytopathology 94:992-998, https://doi.org/10.1094/PHYTO.2004.94.9.992 [ Links ]

SIAP, Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera (2021) Panorama Agroalimentario (2020) Ciudad de México, México. https://nube.siap.gob.mx/gobmx_publicaciones_siap/pag/2020/Atlas-Agroalimentario-2020 (Febrero 2021) [ Links ]

Tahir M., I. Amin, M. S. Haider, S. Mansoor and R. W. Briddon (2015) Ageratum enation virus-A Begomovirus of weeds with the potential to infect crops. Viruses 7:647-665, https://doi.org/10.3390/v7020647 [ Links ]

Tiébré M. S., J. C. Kouadio and E. K. N’Guessan (2012) Etude de la biologie reproductive de Tithonia diversifolia (Hemsl.) Gray (Asteraceae): Espece non indigene invasive en Cote dIvoire. Journal of Asian Scientific Research 2:200-211, http://www.aessweb.com/pdf-files/JASR-2(4)-PP-200-211.pdfLinks ]

UC, Univesity of California (2021) The Jepson Herbarium, https://ucjeps.berkeley.edu/eflora/eflora_display.php?tid=58444 (Junio 2021). [ Links ]

UNAM, Universidad Nacional Autónoma de México (2021) Portal de Datos Abiertos. Colecciones universitarias. Colecciones biológicas. https://datosabiertos.unam.mx/IBUNAM:MEXU:487118 (Junio, 2021). [ Links ]

USDA NRCS PDB, United States Department of Agriculture. Natural Resources Conservation Service. Plants Database (2021) Plant List of Accepted Nomenclature, Taxonomy, and Symbols. https://plants.usda.gov/home (June 2021). [ Links ]

Vaca-Vaca J. C., V. Corredor-Saenz, F. Jara-Tejada, D. Betancourt-Andrade and K. Lopez-Lopez (2019) Nuevos hospederos alternativos de begomovirus asociados al cultivo de ají en el Valle del Cauca. Acta Agronómica 68:56-60, https://doi.org/10.15446/acag.v68n1.77487 [ Links ]

Vega-Mares J. H., A. E. Estrada-Castillón, J. A. Villarreal-Quintanilla and G. Q. Martínez (2014) Flora of the halophytic grasslands in the Valle de Janos, Chihuahua, Mexico. Journal of the Botanical Research Institute of Texas 8:151-163, https://www.jstor.org/stable/26549351Links ]

Velásquez-Valle R. and M. D. Amador-Ramírez (2007) Análisis sobre la investigación fitopatológica de chile seco (Capsicum annuum L.), realizada por el Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias en los estados de Aguascalientes y Zacatecas, México. Revista Mexicana de Fitopatología 25:80-84, http://www.scielo.org.mx/scielo.php?pid=S0185-33092007000100011&script=sci_arttextLinks ]

Velásquez-Valle R. and P. Valle-Garcia (1999) First report of powdery mildew of pepper in North-Central Mexico. Plant Disease 83:302-302, https://doi.org/10.1094/PDIS.1999.83.3.302A [ Links ]

Venegas-Holguín D., M. E. Díaz Tengler and J. Cruz Nieto (2015) American avocet (Recurvirostra americana): First breeding records in Chihuahua, Mexico. Huitzil, Revista Mexicana de Ornitología 16:28-32, http://www.scielo.org.mx/pdf/huitzil/v16n1/v16n1a6.pdfLinks ]

Vibrans H. y P. Tenorio-Lezama (2012) Sitio Malezas de México http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/2inicio/home-malezas-mexico.htm (Junio 2021). [ Links ]

Villarreal Á., S. Nozawa, B. Gil and M. Hernández (2010) Inventario y dominancia de malezas en un área urbana de Maracaibo (estado Zulia, Venezuela). Acta Botánica Venezuelica 33:233-248, http://ve.scielo.org/scielo.php?pid=S0084-59062010000200005&script=sci_arttextLinks ]

Weston L. A. and S. O. Duke (2003) Weed and crop allelopathy. Critical Reviews in Plant Sciences 22:367-389, https://doi.org/10.1080/713610861 [ Links ]

Williamson M. (1996) Biological Invasions. Champman and Hall (eds.), Springer Science & Business Media. London, UK. [ Links ]

Wotton D. M. and K. G. McAlpine (2015) Seed dispersal of fleshy-fruited environmental weeds in New Zealand. New Zealand Journal of Ecology 39:155-169, https://www.jstor.org/stable/26198707Links ]

Zhang J., Y. Xu, J. Xie, H. Zhuang, H. Liu, G. Shen and J. Wu (2021) Parasite dodder enables transfer of bidirectional systemic nitrogen signals between host plants. Plant Physiology 185:1395-1410, https://doi.org/10.1093/plphys/kiaa004 [ Links ]

Zheng X., Y. Lu, P. Zhu, F. Zhang, J. Tian, H. Xu, G. Chen, C. Nansen and Z. Lu (2017) Use of banker plant system for sustainable management of the most important insect pest in rice fields in China. Scientific Reports 7:1-8, https://doi.org/10.1038/srep45581 [ Links ]

Recibido: 03 de Agosto de 2021; Aprobado: 12 de Mayo de 2022

*Autor de correspondencia (norduno@uach.mx)

Creative Commons License Este es un artículo publicado en acceso abierto bajo una licencia Creative Commons