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Introducción
En México la estevia fue introducida en el año 2010 en el sureste del país a través del Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP); la producción actual es de 500.77 toneladas (CEDRSSA, 2018). El 70 % de la producción mundial de estevia se destina para procesar cristales de esteviósidos, el otro 30 % es para herbarios (Salvador-Reyes et al., 2014). A partir de 2009, cuando la Organización Mundial de la Salud (OMS), la Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria (EFSA), la Administración de Alimentos y Medicamentos de Estados Unidos (FDA) y la Comisión Federal para la Protección contra Riesgos Sanitarios (COFEPRIS) catalogaron a la estevia como un producto seguro, la demanda de este producto está aumentando, de tal forma que hoy es el segundo mayor edulcorante a nivel global en cuanto a consumo, con un mercado de 400 millones de dólares (CEDRSSA, 2018).
La estevia es una herbácea perenne perteneciente a la familia Asteraceae. Esta planta produce un edulcorante natural no calórico llamado esteviósido, el cual es 300 veces más dulce que el azúcar de caña (Espinal et al., 2006). Las hojas tienen antocianinas y hasta 9.1 % de esteviósidos (Carbonell-Capella et al., 2013; Tadhani y Subhash, 2006), lo anterior le confiere un alto grado de actividad antioxidante (Barba et al., 2014), inhiben el crecimiento de células cancerosas humanas, reducen el exceso de glucosa en la sangre (Anton et al., 2010), tienden a potenciar la secreción de insulina (Lailerd et al., 2004), tiene capacidad antibacteriana sobre Streptococcus mutans, responsable de las caries dentales (Kujur et al., 2010) y otros efectos benéficos en la salud (Yadav et al., 2011). Las dosis diaria de esteviol son de 15.6 mg por kg de peso corporal por día (Maki et al., 2008). Por tanto, la estevia es el mejor sustituto del azúcar, debido a su origen natural y bajo contenido calórico; además, es una buena alternativa para el tratamiento de enfermedades crónicas como diabetes y obesidad (Misra et al., 2011; Mohd-Radzman et al., 2013); así mismo, puede ser consumida por personas sanas que quieran conservar un estilo de vida saludable, debido a que no presenta efectos secundarios (Salvador-Reyes et al., 2014).
La reproducción de estevia es por las vías sexual y asexual (Ramírez, 2011); sin embargo, la reproducción sexual se ve limitada por varios factores como el bajo porcentaje de germinación de las semillas (10 a 38 %), breve período de poder germinativo, dificultad para cosechar la semilla, alto grado de variabilidad genética, cuidados especiales en el almácigo y crecimiento muy lento (Suárez y Quintero, 2014). Además de la demanda de plántulas para densidades de siembra de 50 a 120 mil plantas por hectárea, los precios de venta por planta de la variedad Morita II fluctúan desde 10 hasta 50 pesos mexicanos (CEDRSSA, 2018). Por lo antes expuesto, resulta importante aplicar nuevas estrategias agrobiotecnológicas de propagación de esta especie (Oviedo-Pereira et al., 2015). Es importante conservar las características por medio de la propagación vegetativa o asexual, la cual se realiza a partir de algún órgano de la planta, conservando las características genéticas y fenotípicas de la planta madre (Martínez, 2015). Se ha recurrido a la reproducción asexual mediante estacas para tratar de obtener materiales homogéneos, pero no ha sido muy satisfactorio con respecto a la uniformidad de enraizamiento del material obtenido, teniendo que buscar otras alternativas de propagación (Herrera et al., 2007).
El desarrollo de las plantas está influenciado por la nutrición vegetal y la producción natural de fitohormonas (Báez-Pérez et al., 2015); además, Barba et. al. (2014) mencionan que se debe considerar la calidad de la planta madre, siendo necesario un óptimo estado sanitario y nutricional; además, el material proveniente de las plantas jóvenes tiene una mejor potencialidad rizogénica. Entre los reguladores del crecimiento que promueven y aceleran la formación de raíces en las plantas se encuentra el ácido indolbutírico (AIB), el cual ha sido ampliamente utilizado para la propagación de esquejes o estacas y acodos. Es factible utilizarlo para la producción de plántulas en condiciones hidropónicas, ya que esta técnica tiene un balance ideal de oxígeno, agua y nutrientes, buen control del pH, humedad uniforme, excelente drenaje y control de la iluminación. En este contexto, el objetivo del presente estudio fue evaluar el efecto del ácido indolbutírico en el enraizamiento de mini esquejes de Stevia rebaudiana Bertoni en un sistema hidropónico.
Materiales y métodos
Sitio experimental
El presente estudio se desarrolló en las instalaciones de la División Académica Multidisciplinaria de los Ríos (DAMR) de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, en el municipio de Tenosique, Tabasco, México; municipio que limita con Guatemala, localizado en la sub-región de los Ríos, al sur del estado de Tabasco. El clima es cálido húmedo con abundantes lluvias en verano, con temperatura media anual de 30.5 °C y la mínima absoluta de 28.4 ºC. La precipitación es de 3,286 mm con un promedio máximo mensual de 400 mm en el mes de septiembre y un mínimo mensual de 50 mm en el mes de abril (INEGI, 2015).
Material vegetal
Se usaron plantas madre de estevia variedad Morita ll de cuatro meses de edad, adquiridas en un vivero comercial del estado de Chiapas. Las plantas se cultivaron en vivero de la DAMR, se fertilizaron vía foliar con 2 mL L-1 de Bayfolan® y se trataron con 2 mL L-1 de Prozycar® (carbendazim) con aplicaciones cada 4 días por un periodo de ١٢ días. Posteriormente, se cortaron mini esquejes apicales de 8.0 ± 0.52 cm de longitud conservando las hojas, los cortes se realizaron con tijeras de podar desinfectadas con alcohol al 70 %; luego, los explantes se trataron por inmersión con 2 mL L-1 del funguicida Prozycar® durante 15 min; después, se enjuagaron con agua potable.
Preparación de la solución hidropónica
El fertilizante que se utilizó para el sistema hidropónico fue de la marca Hydro Environment®, con un contenido de nitrógeno de 10 %, fósforo asimilable (P2O5) 8 %, potasio asimilable (K2O) 18 %, azufre 2.5 %, magnesio 1.8 %, calcio 5.9 %, hierro 0.10 %, boro 0.002 %, zinc 0.010 %, cobre 0.0002 % y manganeso 0.002 %. Se preparó la solución con 2 g del fertilizante en 1 L de agua potable, después se adicionó, según cada tratamiento, Phyto® que contiene 3000 ppm de ácido indolbutírico (AIB) por litro del producto comercial, luego se ajustó a un pH a 6.6 con HCl 1 N. Se colocó un sistema de aireación de flujo constante con una bomba Boyu® (Petco, México) de 120 V y presión de 0.01 MPa. No se hizo recambio de solución nutritiva, ya que el consumo por los mini esquejes fue mínimo durante los 22 días que duró el experimento en hidroponía.
Diseño experimental
Para el enraizamiento de los mini esquejes se evaluaron ocho concentraciones de AIB (0.0, 0.5, 1.5, 2.5, 3.0, 3.5, 4.0 y 6.0 mg L-1) en condiciones de cultivo hidropónico, para lo cual se empleó un diseño experimental completamente aleatorizado de un factor, se emplearon 100 mini esquejes o explantes como réplica por tratamiento. Las unidades hidropónicas fueron canaletas de polietileno color naranja (es el color que se distribuye en el mercado) de 50 × 20 × 16 cm, que contenían la solución nutritiva, la concentración de AIB respectiva y aireación constante. Se usó unicel de 1 cm de espesor como medio de sostén de los mini esquejes. Las variables respuesta fueron porcentaje de enraizamiento, número de raíces por tallo, longitud promedio de raíces y porcentaje de aclimatación. Las primeras tres variables se tomaron a los 22 días de establecido el experimento
Aclimatación en suelo
Después de 22 días de establecido el experimento, los mini esquejes con raíces fueron plantados en macetas de polietileno de 12 x 8 cm con una mezcla de composta y tierra de campo (1:1 v/v). Las macetas se cubrieron con bolsas de polietileno transparente y se mantuvieron en el vivero con polisombra del 50 % en condicones ambientales de trópico húmedo. Después de ocho días se cuantificó el porcentaje de aclimatación. En la Figura 1 se observa el proceso de micro esquejes enraizados de estevia en hidroponía.
Análisis estadístico
Para determinar la eficacia del AIB se realizó análisis de varianza de una sola vía y las diferencias significativas entre tratamiento fueron determinadas con la prueba de Tukey a un nivel de significancia de P ≤ 0.05. Los análisis estadísticos se realizaron empleando el programa de Olivares ver. 1.6 (Olivares, 2015).
Resultados
Porcentaje de enraizamiento
Los resultados obtenidos después de 22 días evidenciaron el efecto del ácido indolbutílico en el enraizamiento de mini esquejes de estevia en condiciones de hidroponía (Figura 1).
Los resultados mostraron que con 3 mg L-1 de AIB se logró obtener el 100 % de los mini esquejes con raíces, mientras que con 1.5 y 2.5 mg L-1 se obtuvo un 90 % en comparación con el testigo, donde sólo el 50 % de los explantes presentaron algunas pequeñas raíces (Cuadro 1).
Cuadro 1 Eficiencia del ácido indolbutírico en el enraizamiento de mini esquejes apicales de estevia ( Stevia rebaudiana Berton i) variedad Morita II en hidroponía.
| Tratamiento | AIB (mg L-1) | Enraizamiento (%) | Raíces (No.) | Longitud de raíz (cm) | Aclimatación (%) |
| T1 | 0.0 | 50 | 2.0 ±0.7 c | 1.6 ±0.5 e | 20.00 |
| T2 | 0.5 | 60 | 1.1 ±0.6 d | 2.4 ±1.1d e | 30.00 |
| T3 | 1.5 | 90 | 5.4 ±1.2 b | 6.3 ±1.8 b | 90.00 |
| T4 | 2.5 | 90 | 2.5 ±1.2 c | 3.8 ±1.6 c | 90.00 |
| T5 | 3.0 | 100 | 6.8 ±1.3 a | 8.2 ±1.7 a | 100.00 |
| T6 | 3.5 | 60 | 1.3 ±0.8 d | 3.6 ±2.1 c | 32.00 |
| T7 | 4.0 | 50 | 1.9 ±1.0 d | 2.4 ±1.4 de | 34.00 |
| T8 | 6.0 | 50 | 3.2 ±1.0 c | 7.0 ±1.4 b | 48.00 |
Letras distintas indican diferencias estadísticamente significativas entre tratamiento (Tukey, P ≤ 0.05).
Número de raíces
El AIB tuvo un efecto significativo (P ≤ 0.05) en la rizogénesis de mini esquejes apicales de estevia. El mayor número de plantas con raíces (6.8 ± 1.3) se obtuvo con 3.0 mg L-1 de AIB, mostrando que meristemos apicales de estevia pueden originar una planta independiente, seguido de la concentración de 1.5 mg L-1 de AIB, con lo que se generaron 5.4 ± 1.2 raíces por brote, en comparación con el testigo (solución hidropónica sin AIB) con tan solo 2.0 ± 0.7 pequeñas raíces por explante, como se observa en el Cuadro 1.
Longitud de raíces
El AIB tuvo un efecto significativo (P ≤ 0.05) en la longitud de raíces, ya que de las ocho concentraciones evaluadas, con la de 3 mg L-1 de AIB se logró la mayor longitud de raíces con 8.2 ± 1.75 cm, seguida por la concentración de 1.5 mg L-1 de AIB, con la que se generon raíces de 6.3 ± 1.8 cm esto en comparación con el testigo (0.0 mg L-1 de AIB) con tan solo 1.6 ± 0.5 cm (Cuadro 1).
Aclimatación a condiciones de suelo
En cuanto a la aclimatación de plantas obtenidas por rizogénesis en condiciones de hidroponía, se pudo observar que el 100% de los mini esquejes enraizados con 3 mg L-1 de AIB se aclimataron, seguido por la concentración de 1.5 y 2.5 mg L-1 de AIB con un 90 % de aclimatación. Comparativamente, en el testigo se obtuvo sólo un 50 % de enraizamiento, y de estos 50 explantes, sólo el 20% lograron aclimatarse al suelo; esto es, un total de solo 10 mini esquejes.
Discusión
Los sistemas hidropónicos tienen grandes ventajas por el aprovechamiento óptimo del agua, como de los elementos disponibles para el crecimiento de las plantas. Zárate (2014) indicó la importancia de la concentración óptima y equilibrada de nitrógeno, fósforo, potasio, microelementos y reguladores de crecimiento en los sistemas de producción hidropónicos para el crecimiento y desarrollo de las plantas. En este trabajo de investigación se utilizó una solución nutritiva de la marca Hydro Environment®, el cual contiene de forma equilibrada los macro y micro nutrientes; además, se adicionaron diferentes concentraciones de AIB para la inducción rizogénica de mini esquejes apicales de estevia.
Los reguladores de crecimiento se caracterizan por participar en varios procesos morfogenéticos y de crecimiento; además, dependiendo de su concentración, la misma hormona puede ser estimulatoria o inhibitoria de una misma respuesta. Audesirk et al. (2008) indicaron que las auxinas promueven el alargamiento de las células y en concentraciones bajas estimulan la rizogénesis, mientras que una concentración alta lo inhibe. En la práctica agronómica las auxinas son utilizadas para que los tallos de las plantas produzcan raíces. De Carvalho y Zaidan (1995) indicaron que uno de los factores que influyen en el enraizamiento de los esquejes es el sustrato utilizado, ya que el desarrollo de raíces también depende de la capacidad de retención de agua y la oxigenación del medio.
Por su parte, Hernández et al. (2005) evaluaron concentraciones de 0, 400, 800, 1200, 1600 y 2000 mg L-1 de ácido indolbutílico (AIB) y ácido naftalenacético (ANA) en la formación y longitud de raíces adventicias en estacas basales de caña flecha (Gynerium sagittatum Aubl.) con tres y cuatro nudos y encontraron que el uso de 2000 mg L-1 de AIB propició el mayor número y longitud de raíces por estaca, y cuando se utilizó ANA a 400 mg L-1 y AIB más ANA a 1200 mg L-1 se logró el 100 % de estacas enraizadas, en tanto que con el testigo, un 75 % de enraizamiento. Por otra parte, García et al. (2016) evaluaron el efecto de 0, 2500, 5000, 7500 mg L-1 de AIB en la rizogénesis de estacas de nacedero (Trichanthera gigantea), dividiendo las ramas en tres secciones: basal, medial y apical, con al menos tres nudos; estos autores obtuvieron el porcentaje más alto (32.6 %) de rizogénesis en estacas apicales con 2500 ppm de AIB. Tejada et al. (2020) sometieron micro tallos de arándano obtenidos in vitro a diferentes dosis de AIB (100, 200, 400, 800 mg L-1), los resultados mostraron que las dosis de AIB tienen efecto significativo y que el intervalo óptimo es de 100 a 200 mg L-1 AIB.
Por su parte, Suárez y Quintero (2014) trabajaron en la micropropagación de estevia in vitro con meristemos pre-existentes, reportaron que en la etapa de establecimiento y multiplicación se incubaron durante cuatro semanas, el enraizamiento cuatro semanas y la aclimatación ocho semanas; es decir, que en un periodo de cuatro meses obtuvieron plántulas enraizadas, y sólo el 67 % de éstas lograron adaptarse a condiciones de suelo, mientras que Razak et al. (2014) reportaron una tasa de sobrevivencia de plantas de estevia del 83.3 % en un sustrato que contenía mezcla de suelo mineral rojo, el cual mostró una mayor capacidad de retención de agua y buena aireación. López et al. (2018) evaluaron el efecto de concentraciones de 0.0, 0.5 y 1.0 ppm de AIB en el enraizamiento de esquejes de estevia, y aunque no evaluaron el porcentaje de esquejes enraizados, mencionaron que con 1.0 ppm lograron estacas con tres raíces y 4 cm de longitud. Castañeda-Saucedo et al. (2020) evaluaron el enraizamiento de plantas de estevia durante las diferentes estaciones del año utilizando hormonas de crecimiento, sus resultados mostraron que los meses más apropiados para la propagación son febrero, marzo, abril, mayo y julio, con enraizamientos del 96 al 99 %, la investigación concluyó que la estevia puede propagarse vegetativamente mediante esquejes tratados con AIB o ANA; sin embargo, si se comparan los avances reportados en la literatura con los resultados encontrados en esta investigación, se encuentran grandes diferencias favorables sobre la producción de plantas de estevia, las ventajas que pueden mencionarse son: menor cantidad de regulador de crecimiento y obtención de plantas enraizadas en menor tiempo, las cuales muestran un 100 % de aclimatación al suelo.
Conclusiones
El ácido indolbutírico tiene un efecto significativo en el enraizamiento de mini esquejes apicales de estevia variedad Morita II en hidroponía. En 30 días se pueden obtener nuevas plantas de estevia con un sistema radical bien desarrollado y aclimatadas en suelo; por tanto, este proceso es una alternativa apropiada y sustentable para los productores interesados en el cultivo de estevia; además, constituye un medio económico, ágil y breve para la propagación de plántulas de estevia.
