Contribuciones

 

Diversidad de hongos micorrícicos arbusculares en suelos cultivados con caña de azúcar en la región de la Chontalpa, Tabasco

 

Diversity of arbuscular mycorrhizal fungí ¡n soils cultivated with sugarcane ¡n the región of the Chontalpa, México

 

Sergio Salgado García^1*, Mepivoseth Castelán Estrada¹, Reyner Jiménez Jerónimo² Juan Florencio Gómez Leyva³ y Mateo Osorio Miranda¹

 

¹ Colegio de Postgraduados Campus Tabasco, A. P. 24 C.P. 86500, Cárdenas, Tabasco. Grupo MASCAÑA-LPI-2: Agroecosistemas sustentables.

² Facultad de Ciencias de la Tierra-UPCH. Carretera Cárdenas-Huimanguillo Km 2, Ranchería Paso y Playa, C.P. 86529, Cárdenas, Tabasco.

³ Instituto Tecnológico de Tlajomulco Jalisco, Km 10 Carretera a San Miguel Cuyutlán, C.P. 45640, Tlajomulco, Jalisco.

 

* Autor para correspondencia:
Sergio Salgado García. salgados@colpos.mx

 

Recibido11 de junio 2013.
Aceptado 1 de mayo 2014.

 

Resumen

El presente trabajo se realizó para determinar el estatus micotrófico de los hongos micorrícicos arbusculares asociados al cultivo de caña de azúcar en el área cañera de la Chontalpa, Tabasco. Se realizaron muestreos de rizósfera en siete subunidades edáficas para cuantificar abundancia de esporas en suelo, porcentaje de colonización de raíces e identificar las morfoespecies de los hongos presentes en los sitios. Los resultados muestran que la caña de azúcar se asocia a 16 morfo-especies de hongos micorrícicos, pertenecientes a cuatro géneros. Se observó 88.9% de raíces colonizadas y una abundancia de 943 esporas por 100 g de suelo, en promedio, en las diferentes subunidades edáficas. En general, los suelos son ligeramente ácidos (pH 5.4 -6.7), de fertilidad media a baja (CIC16-42) con bajo contenido de fósforo y nitrógeno. El suelo con mayor número de morfoespecies de hongos micorrícicos (14) es el Cambisol flúvico (ceeu), con predominancia de los géneros Glomus y Acaulospora.

Palabras clave: colonización, esporas, índice de Shannon-Weaver, micorrizas.

 

Abstract

This study was accomplished to determine the mycotrophic status between arbuscular mycorrhizal fungi and sugarcane plantations from the Chontalpa, México. Samplings rhizosphere were conducted over seven soils subunits to quantify abundance percentage spores, colonization roots and to identify morphological fungal species presenton these sites. Our results show that sugarcane is associated with 16 morphospecies of mycorrhizal fungi of four genera; 88.9 % of colonized roots and abundance of 943 spores per 100 g of soil, on average, at the different soil subunits were observed. In general, soils are slightly acidic (pH 5.4-6.7), medium to low fertility (CEC16-42) with low phosphorus and nitrogen. The soil with the highest number of morphospecies mycorrhizal fungi (14) was fluvic Cambisol with predominance of genera Glomus and Acaulospora.

Keywords: colonization, mycorrhizae, Shannon -Weaver índex, spores.

 

Introducción

La Chontalpa es una extensa región del estado de Tabasco dedicada a las actividades agropecuarias, el cultivo de mayor importancia económica es la caña de azúcar con aproximadamente 32,000 ha las cuales abastecen dos ingenios azucareros; Santa Rosalía y Benito Juárez. Estudios realizados en esta región por Salgado et al. (2009) muestran que las principales limitantes del rendimiento en la caña de azúcar se relacionan con la baja fertilidad del suelo y la pérdida de la materia orgánica, entre otras; el rendimiento promedio de tallo moledera es de 601 ha^-1, inferior a la media nacional de 78 t ha^-1 (Cañeros, 2013). Debido al costo creciente de los fertilizantes químicos se ha considerado pertinente evaluar fertilizantes alternativos tales como inoculantes micorrícicos, compostas, vinazas, abonos verdes y otros (Arreóla et al., 2004; Salgado et al., 2013a; Pérez et al., 2007,2009; Wutke y Arévalo, 2006).

Los hongos micorrícicos arbusculares (HMA) son organismos biotróficos obligados que al asociarse al sistema radical estimulan el crecimiento y desarrollo de las plantas y mejoran su nutrición, principalmente por la exploración de mayor volumen de suelo que facilita a la planta la absorción de nutrimentos de baja movilidad y agua (Reis et al., 1999; Rillig, 2004). Este beneficio potencial ha motivado el comercio de biofertilizantes a base de HMA y Azospirillum brasilense en la región, destinados a la caña de azúcar. Algunos estudios revelan que la colonización espontánea de raíces por HMA es aleatoria (Smith y Smith, 2011) y dado que el manejo de los suelos en el cultivo de la caña es intensivo (paso de cultivadora de ganchos, aplicación de herbicidas, insecticidas y fertilizantes), este manejo puede tener un efecto adverso sobre la colonización micorrícica (Azevedo, 2008). Por ello se consideró necesario determinar si la simbiosis micorrícica ocurre en la caña de azúcar cultivada en el área de estudio; esta información permitiría usar eficientemente los biofertilizantes en dicho cultivo. Por lo anterior, los objetivos de este estudio fueron determinar que especies de HMA están presentes en la zona, cuantificar la colonización micorrícica de raíces de caña de azúcar y estimar la densidad de esporas en los suelos cañeros de la Chontalpa, Tabasco.

 

Materiales y métodos

Área de estudio

La zona de estudio se localiza en la Llanura Costera del Golfo, con una altitud media de 11 m snm. El clima es cálido-húmedo [Am(i')g] con temperaturas medias mensuales de 26 °C y precipitación de 2163 mm anuales. La zafra se realiza cada año entre los meses de enero a junio.

 

Diseño experimental y tratamientos

Se utilizó un diseño completamente al azar, cuyos tratamientos fueron siete subunidades de suelo representativas del área cañera (Salgado et al., 2009). La geolocalización y definición de puntos de muestreo se hicieron mediante el paquete informático Are Gis 9 en el laboratorio de cartografía digital del Campus Tabasco (Figura 1). Con un equipo GPS marca Garmin, modelo GPSMAP 60CSx se introdujo la ubicación de los puntos seleccionados y se localizó en campo mediante el modo de navegación del GPS. En cada tratamiento se tomaron en un recorrido en zigzag, cuatro muestras de suelo como repeticiones, entre cada sitio se dejó una distancia de al menos 25 m de separación, lo que generó 28 muestras de suelo.

 

Muestreo de suelo y rizósfera

Las muestras fueron colectadas bajo el siguiente procedimiento: cepas de caña con porte vigoroso se seleccionaron en estado de crecimiento activo, antes de la floración. La muestra se tomó con una pala recta, entre cada muestreo se lavó con agua destilada y se desinfectó con etanol al 90% para evitar la contaminación cruzada. Las muestras se obtuvieron sobre el surco, a 20 cm de la cepa, en los primeros 20 cm de profundidad; cada muestra de rizósfera fue de aproximadamente 500 g. Estas se etiquetaron con un número progresivo, nombre del sitio, parcela y fecha; los contenedores se sellaron con cinta adhesiva para evitar la mezcla o pérdida de material y se transportaron a ±4 °C al laboratorio de Fisiología Vegetal del Campus Tabasco. Simultáneamente una muestra compuesta de suelo a profundidad de 0 a 30 cm se obtuvo en cada subunidad edáfica para determinar la fertilidad (Salgado et al., 2013b). Los análisis correspondientes se hicieron en el laboratorio de suelos, plantas y aguas del Campus Tabasco.

 

Variables de estudio

Fertilidad del suelo

Se midió el pH, conductividad eléctrica, materia orgánica, nitrógeno total, relación C/N, fosforo asimilable, bases intercambiables (potasio, sodio, calcio, magnesio) y la capacidad de intercambio catiónico; micronutrimentos (boro, hierro, cobre, zinc, manganeso) y la textura del suelo de acuerdo con la norma NOM-021-RECNAT (2001).

 

Colonización de raíces

Se separaron las raíces del suelo para hacer los estudios correspondientes a cada componente; las raíces se lavaron con agua destilada hasta dejarlas libres de suelo y se sumergieron en una solución FAA (formaldehido 37%: ácido acético: agua 1:1:1 v/v/v) para conservarlas. La colonización se determinó por el método de Phillips y Hayman (1970), el cual consiste en lavar las muestras de raíz con abundante agua para quitar el exceso de solución FAA; se secaron con toallas de papel estéril y se cortaron porciones de 1 cm de longitud que se depositaron en frascos con una solución de KOH al 10% (p/v) para decolorar. Las muestras se esterilizaron a 10 Ib de presión durante 10 min, se dejaron enfriar y se lavaron con agua destilada; se les agregó HC1 al 10% (v/v), se agitaron durante 3 minutos y se decantó el exceso de ácido para teñir con azul de tripano al 0.05% en acetoglicerol, se dejaron reposar 10 minutos. Se decantó el exceso de colorante y se montaron tres grupos de cuatro segmentos de 1 cm sobre un portaobjetos; se agregó una gota de acetoglicerol a cada grupo y puso el cubreobjetos; se hizo el conteo por observación con un microscopio a 40 X. Para determinar el porcentaje de colonización se utilizó una escala: presencia de hifa o esporas dentro del segmento = 1; ausencia de hifa o esporas en el segmento = 0. El porcentaje de colonización se calculó con la fórmula: Y=(X/12)* 100, donde X=número de segmentos de raíz colonizados.

 

Esporas de HMA en suelo

De cada muestra de suelo se tomó una submuestra de 100 g para el conteo de esporas. Estas se separaron por lavados y tamizados sucesivos (primero con un tamiz de 710 μπι y posteriormente con el 420 μπι) y centrifugación en solución de sacarosa al 60%, recuperando el sobrenadante con las esporas que se enjuagaron con agua una vez extraídas. Se conservaron en 15 mL de solución Ringer (NaCl 100 mg, KC1 100 mg, CaCl₂100 mg y MgCl₂100 mg todo en un L de agua destilada, el pH se estabilizó en 7.4) de acuerdo con Brundrett et al. (1996). Las esporas presentes en la alícuota fueron contadas con ayuda de un microscopio (40X).

 

Clasificación taxonómica de los HMA

Las esporas obtenidas en la fase previa se montaron en portaobjetos con PVLG y PVLG más reactivo de Melzer, se dejaron secar por 48 h a temperatura ambiente y se observaron al microscopio. La clasificación taxonómica de las especies se realizó con base en la morfología de las esporas (diámetro, color, agrupamiento) y de sus estratos de pared (color, ornamentaciones, número y tipo de estratos, reacción con Melzer y grosor), las que se observaron con un microscopio óptico con contraste de interferencia de Nomarski (Zeiss Axioscope 2 Plus) a 400X y 1000X y se compararon con las descripciones del International Vesicular Arbuscular Culture Collection (www.invam.caf.wvu.edu/) y de Janusz Blaszkowski de la Universidad de Agronomía de Szcezin (http://www.zor.zut.edu.pl/Glomeromycota/). Cuando fue necesario se recurrió a las descripciones originales de las especies de HMA a las que puede accederse a través de la página Glomeromycota phylogeny (http://schuessler.userweb.mwn.de/amphylo/). Las esporas se fotografiaron con una cámara digital (Olympus DP70) acoplada al microscopio y se digitalizaron mediante el software Image Pro® Plus versión 4.5 (Media Cybernetics, 2001). La nomenclatura sigue la clasificación de SchüBler y Walker(2010).

 

Análisis estadístico

Se realizaron análisis de varianza para las variables colonización de raíces y número de esporas 100^-1 g de suelo (Martínez, 1988). Para detectar diferencias significativas se hizo una prueba de comparación múltiple de medias (Tukey = 0.05), usando el paquete SAS 6.11 para Windows (SAS Institute, 1995). A partir de las frecuencias de las morfoespecies encontradas en cada sitio se calculó el índice de diversidad de Shannon-Weaver.

 

Resultados y discusión

Fertilidad de los suelos

Los Vertisoles son de alta fertilidad y de pH neutro, el resto de los suelos tienen mediana fertilidad y pH moderadamente ácido (Tabla 1). La mayoría presenta pobre contenido de materia orgánica (<2%) debido a la quema de los cañaverales antes de la cosecha, esto coincide con un pobre contenido de Nt. El fósforo se clasifica como medio a rico (>11 mg kg^-1), el potasio es de bajo a medio (0.3 a 0.6 cmol (+) kg^-1). La conductividad eléctrica y el contenido de sodio son indicativos que no existe salinidad en estos suelos. Respecto al calcio, el Cambisol flúvico (Éutrico arcíllico) presenta contenido bajo, el Cambisol endogléyico (Arcíllico éutrico) medio y el resto se clasifica como alto. El contenido de magnesio se clasifica como medio a alto (>3.0 cmol (+) kg^-1). El boro es bajo en el Gleysol háplico (Éutrico Arcíllico) y Vertisol gléyico estágnico (Éutrico). El cobre es bajo en el suelo Vertisol gléyico estágnico (Éutrico). El zinc es adecuado en los suelos Cambisol endogléyico estágnico (Éutrico -Férrico) y Vertisol estágnico (Éutrico) pero en las otras subunidades de suelo es deficiente. Por el contenido alto de arcilla, la textura de estos suelos se clasifica como arcillosa, lo que les confiere alta capacidad para retener humedad (Salgado et al., 2013b).

 

Colonización de raíces

La observación de esporas, micelio e hifas ramificadas de HMA en el interior de las células corticales de la raíz y entre las células de la epidermis, corroboró que en las subunidades de suelo ocurre la colonización de raíces en caña de azúcar. Los resultados del análisis de varianza no muestran diferencias significativas entre subunidades de suelo; la media fue de 88.9% con un coeficiente de variación de 23.5 (Tabla 2); esta variación se considera aceptable tomando en cuenta la amplitud del área de estudio y la variabilidad entre las poblaciones de HMA. El porcentaje de colonización observado es alto respecto al 66% reportado para la variedad NCo 310 fertilizada con 20 t ha^-1 de composta de cachaza (Thauico, 2005). Este autor reporta que cuando aplicó Mycoral® (consorcio de Acaulospora spp., Glomus spp., Entrophospora spp.) a razón de 100 g m^-1 de surco, la colonización de raíces disminuyó a < 50% por la competencia entre las micorrizas nativas y las añadidas con el producto comercial; por otra parte, la colonización de raíces de caña cultivada con baja dosis de fósforo fue de 60% (Kelly et al., 2001).

Los resultados encontrados muestran que la micorrización de la caña de azúcar en la zona cañera de la Chontalpa ocurre comúnmente en estos suelos a pesar del manejo intensivo del cultivo. En una etapa posterior es necesario evaluar el beneficio de las simbiosis sobre la nutrición de la caña de azúcar, dado que ocurre en todos los suelos y variedades de caña (Tabla 2), pero los rendimientos de tallo moledero son bajos (601 ha^-1) en toda el área (Cañeros, 2013).

 

Número de esporas en suelo

Se encontró que existen poblaciones de HMA en todos los suelos estudiados, aunque el análisis de varianza no muestra diferencias significativas respecto a esta variable entre las subunidades de suelo (Tabla 2). Esto obedece al elevado coeficiente de variación lo que indica alta variabilidad poblacional de los hongos entre los diferentes sitios; la media observada es de 943 esporas por 100 g de suelo. Los valores encontrados muestran poblaciones altas de HMA en los suelo estudiados, en comparación con los suelos cañeros del Ingenio Tres Valles (Honduras) donde reportan 4 esporas 100 g^-1 (Thauico, 2005); mientras que en suelos salinos con diversos cultivos reportan 210, 400 y 280 esporas 100 g^-1 (Tapia-Goné et al., 2008). Por otra parte, en tres localidades de Pernambuco y Rio de Janeiro, Brasil se reportan rangos de 18 a 2070 esporas 100 g^-1 de suelo con caña de azúcar; asociadas a las variedades CB 14-16 y SP 70-1284 se reportaron 1630 y 1080 esporas 100 g^-1 de suelo, respectivamente (Reis et al., 1999).

 

Morfología de las esporas

Se encontraron seis géneros de HMA asociados al cultivo de la caña de azúcar. El orden de abundancia de las morfoespecies por género fue: Glomus (5) > Acaulospora (5) > Sclerocystis (3) > Gigaspora (1) = Scutellospora (1) = Funneliformis (1), estos géneros coinciden con lo reportado para localidades cañeras de Pernambuco y Rio de Janeiro Brasil y para suelos cañeros de Pudukkottai, India; en suelos cañeros de Morelos, México también se observa predominancia del género Glomus (Reis et al., 1999; Várela y Trejo, 2001; Sivakumar, 2013). La quema anual de la paja y la humedad excesiva del suelo durante el periodo lluvioso son factores que determinan el tamaño y tipo de poblaciones de HMA, también el estado nutrimental de la caña juega un papel importante; plantas con bajo contenido de Ρ favorecen la simbiosis con HMA por mecanismos bioquímicos (Souza, 2006). Dentro de los géneros encontrados en campo se identificaron 16 morfoespecies de HMA (Tabla 3).

 

Índice de diversidad de Shannon-Weaver

La riqueza de 16 morfoespecies de HMA sugiere que el cultivo de caña en la Chontalpa presenta alta diversidad con los géneros de micorrizas encontrados (Tabla 4). El índice de Shannon-Weaver de 2 indica que es altamente probable encontrar las morfoespecies Glomus sp. 1 y Acaulospora sp. 1 en cualquier muestreo en los suelos de la Chontalpa. Al relacionar morfoespecies con subunidades de suelo se observa que el suelo Cambisol flúvico (Arcíllico éutrico) presentó la mayor riqueza de HMA; este suelo localmente es valorado como el mejor para el cultivo de caña de azúcar (Salgado et al, 2009). A medida que disminuye el porcentaje de limo y arena en los suelos (Tabla 1), la riqueza de morfoespecies de HMA también disminuye (Tabla 5) lo que coincide con lo reportado por Dora y Trejo (2001) al señalar que los factores químicos y físicos restringen la distribución de HMA. Los suelos Cambisol estágnico endogléyico (Éutrico férrico) y Vertisol estágnico gléyico (Éutrico), presentaron el menor número de morfoespecies de HMA, lo cual puede deberse a su contenido bajo de MO. Las morfoespecies dominantes y más frecuentes son Glomus sp. 1, G. sp. 2, Acaulospora sp. 1 y A. sp. 2, que se encontraron en todas las subunidades de suelo (Tabla 4). Estas morfoespecies podrían ser utilizadas para formular biofertilizantes para mejorar la nutrición del cultivo de caña (Klironomos, 2003).

 

Conclusiones

La simbiosis entre HMA y la caña de azúcar ocurre espontáneamente en todas las subunidades de suelo de la zona de la Chontalpa, Tabasco; la media de colonización de raíces es 89%, con una máxima de 96 % en el Cambisol endogléyico (Éutrico arcíllico) y una mínima de 83% en los suelos Cambisol estágnico (Éutrico arcíllico) y Vertisol gléyico-estágnico (Éutrico).

En los diferentes suelos cañeros de la Chontalpa se encontraron en promedio 943 esporas 100 g^-1 de suelo, con un valor máximo de 1,175 en el suelo Vertisol estágnico (Éutrico).

La riqueza de HMA en los suelos del área de estudio es de 16, con alta especificidad de géneros asociados a la caña de azúcar. La subunidad Cambisol flúvico (Éutrico arcíllico) presentó la mayor riqueza de morfoespecies micorrícicas.

Las morfoespecies dominantes en los suelos del área de estudio son Glomus sp. 1, Glomus sp. 2, Acaulospora sp. 1 y Acaulospora sp. 2.

Se recomienda realizar estudios en esta área cañera con diferentes dosis de fertilizantes para determinar si la simbiosis HMA-caña de azúcar es benéfica para el cultivo y evaluar la efectividad de los biofertilizantes micorrícicos comerciales empleados localmente, dado que el proceso de micorrización ocurre espontáneamente en todos los suelos y variedades de caña cultivadas en el área.

 

Literatura citada

Arreóla, E.J.A., D.J.L. Palma, S.G. Salgado, W.CH. Camacho, L.A. Pastrana, 2004. Efecto de cachaza enriquecida sobre la producción y la calidad de la caña de azúcar. Terra22:351-357.         [ Links ]

Azevedo, B.L.C., 2008. Comunidades de fungos micorrícicos no solo e raízes da cana-de-açúcar. Tese de Doutor. Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, USP. Piracicaba, Brasil.         [ Links ]

Brundrett, Μ., N. Bougher, B. Dell, T. Grave, N. Malajczuc, 1996. Working with mycorrhzas in forestry and agriculture. Australian Centre for International Agricultural Research Monograph 32, Canberra.         [ Links ]

Cañeros, 2013. Unión nacional de cañeros A.C.-CNPR: www.caneros.org.mx. Consultado 07/02/2013.         [ Links ]

Kelly, R.M., D.G. Edwards, J.P. Thompson, R.C. Magarey, 2001. Responses of sugarcane, maize, and soybean to phosphorus and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Australian Journal of Agricultural Research 52:731-743.         [ Links ]

Klironomos, J.N., 2003. Variation in plant response to native and exotic arbuscular mycorrhizal fungi. Ecology 84:2292-2301.         [ Links ]

Martínez, G.A., 1988. Diseños experimentales: Métodos y elementos de teoría. Ed. Trillas. México, D.F.         [ Links ]

Media Cybernetics, 2001. Image pro plus for windows 98/2000NT 4.0. Media Cybernetics Inc., Maryland.         [ Links ]

Paula, M.A., V.M. Reis, J. Dobereiner, 1991. Interactions oí Glomus clarum Acetobacter diazotrophicus in infection of sweet potato (Ipomoea batatas), sugarcane (Saccharum spp.), and sweet sorghum (Sorghum vulgaré). Biology and Fertility of Soils 11: 111-115.         [ Links ]

Pérez, O., F. Hernández, A. López, P. Balaña, E. Solares, 2007. El uso de abonos verdes como alternativa para mejorar la productividad y sostenibilidad del cultivo de la caña de azúcar. ATAGUA. ρ 6-10.         [ Links ]

Pérez, O., W. Ovalle, J.J. López, V. Reis, S. Urquiaga, 1999. Potencial de la fijación biológica de nitrógeno en variedades de caña de azúcar en Guatemala. CENGICAÑA. Guatemala.         [ Links ]

Phillips, J.M., S.D. Hayman, 1970. Improves procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Transactions of the British MycologicalSociety55:158-161.         [ Links ]

Reis, M.V., M.A. Paula., J. Dobereiner, 1999. Ocorréticia de micorrizas arbusculares e da bactéria diazotrofica Acetobacter diazotrophicus em cana-de-açúcar. Pesquisa Agropecuaria Brasileira34:1933-1941.         [ Links ]

Rilling, M.C., 2004. Arbuscular mycorrhizae, glomalin, and soil aggregation. Canadian Journal of Soil Science 84:355-363.         [ Links ]

Salgado, G.S., L.C.E. Lagunes, RE. Núfiez, C.F.G. Ortiz, L.A. Bucio, E.M.I. Aranda 2013 a. Caña de azúcar: producción sustentable. Colegio de Postgraduados-Mundi Prensa. México, D.F.         [ Links ]

Salgado, G. S., D.J. L. Palma, Μ. E. Castelán, L.C.L. Lagunes, H.L. Ortiz, 2013b. Manual para el muestreo de suelos, plantas y aguas e interpretación de análisis para la producción sostenible de alimentos. Colegio de Postgraduados-Campus Tabasco. H. Cárdenas.         [ Links ]

Salgado -García, S., D. J. Palma-López, J. Zavala-Cruz, L.C. Lagunes-Espinoza, M. Castelán-Estrada, C. F. Ortiz-García, J. F. Juárez-López, O.R. Ruiz, LA. Armida, J.A. Rincón-Ramírez, 2009. Sistema integrado para recomendar dosis de fertilizantes en caña de azúcar (SIRDF): Ingenio Presidente Benito Juárez. Colegio de Postgraduados. H. Cárdenas.         [ Links ]

SAS Insittute, 1995. SAS/STAT User's guide: Statistics. Reléase 6.11 SAS Institute. Cary North Carolina.         [ Links ]

Sivakumar, N., 2013. Effect of edaphic factors and seasonal variation on spore density and root colonization of arbuscular mycorrhizal fungi in sugarcane fields. Annals of Microbiology 63:151-160.         [ Links ]

Schüßler Α., C. Walker, 2010. Glomeromycota species list. Disponible en el sitio web: http://schuessler.userweb.mwn.de/amphylo/. Consultado 10/12/2013.         [ Links ]

Smith S. E., RA. Smith, 2011. Roles of arbuscular mycorrhizas in plant nutrition and growth: new paradigms from cellular to ecosystem scales. Annual Review of Plant Biology 62:227-250.         [ Links ]

Tahuico-Reyes J., 2005. Respuesta de caña de azúcar a la inoculación con micorrizas vesículo arbusculares en el Ingenio Tres Valles, Honduras. Tesis de licenciatura. Zamorano, Honduras.         [ Links ]

Várela, L., D. Trejo, 2001. Los hongos micorrizógenos arbusculares como componentes de la biodiversidad del suelo en México. Acta Zoológica Mexicana (nueva serie), 1:39-51.         [ Links ]

Wutke, E.B., RA. Arevalo, 2006. Adubação verde com leguminosas no rendimento da cana-de-açúcar e no manejo de plantas infestantes. Serie tecnología APTA, Boletín Técnico IAC198. Campiñas.         [ Links ]