El jitomate es una de las hortalizas más consumidas a nivel mundial. Corynespora cassiicola es un patógeno que ataca las plantas de jitomate después de la fase de semillero, causa lesiones en tallos, flores y frutos. Se encuentra distribuido en zonas tropicales y su afectación genera importantes pérdidas de producción. Para su control, se utiliza principalmente fungicidas sintéticos que requieren de varias aplicaciones durante el ciclo del cultivo, lo que ocasiona contaminación ambiental y cepas del fitopatógeno resistentes (^{Rodríguez y Sandoval, 1998}; ^{Junxiang et al., 2019}).

Por otra parte, Trichoderma spp. es un hongo saprófito, común en ecosistemas y altamente interactivo en ambientes de raíces, suelo y hojas. Es conocido como promotor de crecimiento vegetal y como agente de control biológico contra fitopatógenos y es una alternativa para reducir el uso de fungicidas sintéticos. En este contexto, su éxito se debe a sus modos de acción como antibiosis, emisión de compuestos antifúngicos volátiles, producción de enzimas de defensa, resistencia sistémica y micoparasitismo a través de la perforación de la pared celular y la absorción de los nutrientes (^{Bhat, 2017}; ^{Imran et al., 2020}; ^{Wonglom et al., 2020}; ^{Zin y Badaluddin, 2020}). Por otro lado, su capacidad endófita, le confiere relaciones simbióticas e induce la producción de metabolitos bioactivos que regulan con éxito la arquitectura de la raíz y mejora la absorción de nutrientes y el crecimiento en las plantas (^{Ying-Tzu et al., 2017}; ^{Segaran y Sathiavelu, 2019}).

Por lo anterior, el objetivo de este trabajo fue evaluar la promoción en el crecimiento por la inoculación de concentraciones de T. asperellum Ta13-17 y su capacidad en el biocontrol de C. cassiicola, causante de la mancha foliar en plantas de S. lycopersicum.

El estudio se realizó en el Tecnológico Nacional de México, Campus Conkal. El cultivo se estableció en un invernadero tipo túnel en los meses de Octubre-2019 a Febrero-2020 con una temperatura mínima promedio de 19 °C y máxima promedio de 30 °C. Las evaluaciones de laboratorio se llevaron a cabo en laboratorio de Fitopatología del mismo instituto. Se utilizó como bioestimulante de crecimiento vegetal y biocontrol la cepa nativa T. asperellum Ta13-17 que pertenece a la colección del cepario del laboratorio de Fitopatología, aislada de forma endófita de raíz y tallo de chile (Capsicum annuum) cv. Criollo e identificada molecularmente con una homología y cobertura del 100% con las secuencias de referencia KC479809.1 y JF501661.1, del Banco de Genes del National Center For Biotechnology Information (http://blast.ncbi.nlm.nih.gov). El fitopatógeno evaluado fue C. cassiicola inoculado de forma natural, identificado molecularmente en trabajos posteriores (Datos no publicados) con 100 % de homología y número de acceso: ON815356 (http://blast.ncbi.nlm.nih.gov). Como planta modelo se utilizó a S. lycopersicum cv. Hibrido DRD 8551 tipo saladette, de crecimiento determinado, vigoroso, con resistencia en temporadas de calor y tolerante a: virus del rizado amarillo del jitomate (Tomato yellow leaf curl disease-TYLCV), virus del mosaico del jitomate (Tomato mosaic virus-ToMV),F. oxysporum f. sp. lycopersici raza 1, y 2,Verticillium dahliae, Meloidogyne arenaria, M. incognita y M. javanica (Seminis, 2022; https://n9.cl/brb4j).

Se sembró un disco de micelio de 5 mm con siete días de crecimiento de T. asperellum Ta13-17 en cuatro frascos Roux de 500 mL con medio de cultivo caldo de papa más dextrosa por 21 días, la cepa presentó un crecimiento micelial abundante, algodonoso en color verde oscuro y abundante producción de esporas; características asociadas a la especie en estudio. Pasado el tiempo, se filtró el medio con una gasa estéril, el filtrado se colocó en tubos Falcón de 50 mL y se centrifugó tres veces por 20 minutos a 3,000 rpm, se recuperaron las esporas y se consideró como la solución madre. Se realizaron diluciones de la solución madre hasta que se obtuvieron las concentraciones 1x10⁵, 1x10⁶, 1x10⁷ y 1x10⁸ conidios mL^-1. Para corroborar el número de conidios por dilución, se tomaron 10 µL de cada solución y se contabilizaron en una cámara Neubauer, y se aplicó la formula NE =(X/0.1) (1,000) (9), dónde: NE: No. De esporas, X: promedio de los cuadrantes registrados en la cámara Neubauer (^{Gómez-Ramírez et al., 2013}).

Para evaluar la promoción de crecimiento vegetal se colocaron las semillas de jitomate en matraces con 30 mL de la solución de esporas correspondiente más 1 mL de Tween 20, se agitaron durante 10 min. Después las semillas se escurrieron y se sembraron en charolas de poliestireno de 75 cavidades, se aplicaron dos refuerzos de los tratamientos a los 15 y 45 días después de la germinación, en esta última se realizó el trasplante en bolsas plásticas de 4 kg con suelo estéril (120 °C por 15 min), se dio riego con una solución nutritiva (20N-20P-20K 1 g L^-1). El experimento se mantuvo en condiciones protegidas bajo un diseño experimental completamente al azar con los tratamientos: 1x10^0, 1x10⁵, 1x10⁶, 1x10⁷ y 1x10⁸ conidios mL^-1 de T. asperellum Ta-13-17 y Fithan® (testigo comercial a base de T. harzianum, T. fasciculatum y T. viride). Se consideró 10 repeticiones por tratamiento donde cada planta se tomó como una repetición (^{Candelero et al., 2015}).

Se midieron variables fisiológicas a los 65 días después del trasplante (ddt) para determinar la influencia de la cepa de T. asperellum Ta13-17 en las plantas, con un SPAD 502 (Minolta, Tokio, Japón) se estimaron las unidades SPAD (evalúa cuantitativamente la intensidad del verde de la hoja) y con un analizador de gases en infrarrojo (LICOR 6400XT, Nebraska, Estados Unidos) se estimaron: fotosíntesis, conductancia estomática (CE), carbono intercelular (CI), transpiración y eficiencia del uso de agua (EUA), estas variables fueron evaluadas a los 65 días después del trasplante, se tomaron tres plantas al azar de cada tratamiento y se realizaron cinco lecturas por hoja y cuatro hojas por planta (^{Garruña-Hernández et al., 2014}).

Al final del experimento (130 días después de la siembra) se realizó un muestreo destructivo, se tomaron las 10 plantas por tratamiento, se midió altura de planta (AP), diámetro del tallo (DT), por el método de desplazamiento se estimó el volumen de raíz (VR), el peso seco por órgano (hojas, tallo y raíz) y el peso seco parcial que se contabilizó en plantas secadas en un horno de convección durante 96 horas a 60 °C. Se realizaron pruebas de normalidad a los datos dando un p-valor <0.0001, análisis de varianza y la prueba de comparación de medias por el método de Tukey (p≤0.05).

A los 80 ddt se detectó de manera natural la presencia C. cassiicola en el cultivo, el biocontrol por T. asperellum Ta13-17 se estimó con la medición de la severidad mediante una escala de seis clases donde: 1=1 %, 2=5 %, 3=10 %, 4=20 % y 5=40 % y 6=60 % o más de daño (^{Costa et al., 2015}). Se hicieron tres evaluaciones a los 80, 90 y 100 ddt. Con los datos de severidad, se construyeron curvas del progreso de la enfermedad y se estimaron mediante modelos epidemiológicos la intensidad de la enfermedad: área bajo la curva del progreso de la enfermedad (ABCPE), mediante el método de integración trapezoidal y la tasa de infección aparente mediante el parámetro inverso de b (1/b) del modelo Weibull, se calculó la severidad final, mediante Y_final (^{Mejía-Bautista et al., 2016}).

El análisis de varianza, mostró diferencias significativas entre tratamientos para la variable de unidades SPAD, en el tratamiento inoculado con T. asperellum Ta13-17 en la concentración 1x10⁵ conidios mL^-1 se estimó el mayor promedio (40.3) al igual que el testigo con 37.8, lo que indicó mayor concentración de nitrógeno presente en las hojas de estos tratamientos (Cuadro 1). Los valores de unidades SPAD en este estudio, fueron inferiores a los reportadas por ^{Mendoza et al. (1998}), sin la incorporación de inoculantes fúngicos.

No hubo una relación entre las unidades SPAD y la fotosíntesis donde los tratamientos 1x10⁶, 1x10⁸ y Fithan^® obtuvieron las tasas fotosintéticas más altas con 2.8, 2.7 y 1.7 µmol m^-2 s^-1 mayores al testigo, en su orden. El tratamiento Fithan® presentó la mayor conductancia estomática, se relacionó su actividad fotosintética al estimar mayor captación de CO₂, sin embargo, presentó mayor acumulación de carbono intercelular con 323.4 µmol mol^-1 al igual que el testigo sin inoculante fúngico, lo que indicó baja actividad fotosintética en este tratamiento (Cuadro 1), en este contexto con una actividad de fotosíntesis baja; las moléculas de carbono en los espacios intercelulares, no son asimilados con eficiencia lo que genera su acumulación. El testigo presentó el valor más bajo en transpiración, lo que causó mejor eficiencia en el uso de agua, esto sugiere una relación estable entre la apertura estomática y la transpiración en las plantas de este tratamiento.

La mayor transpiración se encontró en los tratamientos 1x10⁶ (13.2 mmol m^-2 s^-1) y 1x10⁸ (12.9 mmol m^-2 s^-1) es decir, se perdió mayor contenido de agua por cada molécula de CO₂ que logró fijar para el proceso de fotosíntesis. Los tratamientos en las plantas inoculadas con T. asperellum Ta 13-17 presentaron menor eficiencia en el uso de agua. ^{Mulu et al. (2020}) en plantas de trigo, inoculadas desde semilla con Trichoderma spp. reportaron aumento en la fotosíntesis, disminución de la conductancia estomática, CO₂ intercelular y transpiración, lo que mejoró la eficiencia en el uso del agua bajo condiciones de estrés salino.

No se presentaron diferencias estadísticas entre los tratamientos con respecto a la altura de planta y peso seco de raíz. El tratamiento1x10⁵ conidios mL^-1 acumuló la mayor producción de biomasa en hojas reflejado en la media más alta en el peso seco de este órgano, estadísticamente igual al tratamiento 1x10⁶ conidios mL^-1 con 45.9 y 30.1 g más que las plantas del tratamiento Fithan que presentó el menor peso seco de hojas. En relación al peso seco del tallo, los tratamientos fueron estadísticamente iguales a excepción del 1x10⁶ conidios mL^-1 que presentó el menor peso seco. El tratamiento 1x10⁵ conidios mL^-1, obtuvo la media más alta en el peso seco con 47.2 g más que el tratamiento Fithan, estadísticamente 1x10⁵ conidios mL^-1 fue igual a los tratamientos 1x10^6, 1x10⁷ y al testigo sin inoculante fúngico. La mayor producción de frutos se obtuvo con el tratamiento 1x10⁸ conidios mL^-1 con 1347.0 g por planta, 259.4 g superior al testigo sin la presencia de T. asperellum Ta13-17. Este resultado fue estadísticamente igual al tratamiento 1x10⁷ conidios mL^-1 (Cuadro 2).

^{Cetz-Chi et al. (2018}) reportaron incrementos en el crecimiento de plantas de jitomate, con ganancias de altura entre 4.4 y 14.2 % cuando se inocularon con especies nativas: T. virens (Th33-59 y Th26-52) y T. simmonsi (Th33-58), Th33-59 de T. virens incrementó el volumen radical y el peso seco de raíz con respecto al testigo. ^{Ruiz-Cisneros et al. (2018)} observaron incrementos en altura de planta, diámetro de tallo y longitud de raíz en plantas de jitomate cuando se inocularon con T. asperellum, T. harzianum y T. longibrachiatum en concentraciones de 10⁶ conidios mL^-1. ^{Márquez-Benavidez et al. (2017}) indicaron incrementos en la longitud radical en plántula y mayor producción de biomasa fresca de hojas y raíz en etapa de floración en plantas de Phaseolus vulgaris inoculadas con T. harzianum.

El éxito en la promoción de crecimiento en plantas inoculadas con Trichoderma spp. se asocia con la relación simbiótica; Trichoderma aprovecha compuestos producidos por las plantas como carbohidratos, ácidos orgánicos y vitaminas, mientras que las plantas utilizan fitohormonas y metabolitos secundarios secretados por los hongos, además, facilitan la descomposición y mineralización de materia orgánica y mejoran la disponibilidad de nutrientes en el suelo (^{Ortiz-Castro et al., 2009}). Otros mecanismos que promueven la actividad de crecimiento en las plantas, son la capacidad de Trichoderma para producir ácido indolacético, que actúa como catalizador de tejidos meristemáticos primarios y la activación de enzimas de la membrana plasmática de las plantas, que favorecen el crecimiento y la división celular y promueve el crecimiento de la planta (^{Moo-Koh et al., 2017}; ^{González-Marquetti et al., 2019}).

Algunos aislados de Trichoderma pueden solubilizar nutrientes cercanos a las raíces, lo que permite que estas sustancias puedan ser asimiladas por la planta. Se ha sugerido que T. asperellum mejora la absorción de Fe en ambientes deficientes. Además, la proteína QID74 presente en la pared celular modifica la arquitectura de la raíz, aumenta la superficie de absorción total y la translocación de nutrientes en los brotes, lo que resulta en un aumento de la biomasa a través de un uso eficiente de N, P, K y micronutrientes (^{Zhao et al., 2014}; ^{González-Marquetti et al., 2019}).

Los tratamientos Fithan® y el testigo sin inoculante fúngico, presentaron las mayores tasas de infección aparente del progreso de la enfermedad con 0.0082 y 0.0085 % por día, también, presentaron mayor ABCPE y mayor porcentaje de severidad final. La enfermedad disminuyó en las plantas del tratamiento 1x10⁸ conidios mL^-1 con 0.0078 unidad % por día. Estadísticamente, los tratamientos inoculados con T. asperellum Ta13-17 fueron iguales en menor acumulación de ABCPE en el tiempo evaluado, el tratamiento 1x10⁸ conidios mL^-1 presentó la menor ABCPE con 275.8 Unidad % día^-1 menos que el testigo sin inoculante fúngico y una severidad final de 18.74 % menor al testigo indicado (Cuadro 3).

^{Baiyee et al. (2019}) reportaron con la inoculación de T. asperellum T1 una disminución significativa en la severidad de la enfermedad de la mancha foliar causada por C. cassiicola y C. aeria en plantas de lechuga. Por su parte ^{Wonglom et al. (2020}) atribuyeron la resistencia contra C. cassiicola y C. aeria a los compuestos orgánicos volátiles emitidos por la cepa T1 de T. asperellum.

Los microrganismos antagonistas en asociación con las plantas reducen la severidad de la enfermedad, al inducir respuestas que se desencadenan con la producción de enzimas relacionadas con la defensa y enzimas que hidrolizan la pared celular (^{Baiyee et al., 2019}).