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Revista mexicana de fitopatología

versión On-line ISSN 2007-8080versión impresa ISSN 0185-3309

Rev. mex. fitopatol vol.38 no.1 Texcoco ene. 2020  Epub 27-Nov-2020

https://doi.org/10.18781/r.mex.fit.1909-2 

Artículos Científicos

Caracterización morfológica y genética de aislados de Corynespora cassiicola obtenidos de jamaica y malezas asociadas

Santo Ángel Ortega-Acosta1 

Daniel Leobardo Ochoa-Martínez2  * 

Javier Hernández-Morales2 

Francisco Palemón-Alberto1 

1Facultad de Ciencias Agropecuarias y Ambientales, Universidad Autónoma de Guerrero, Periférico Poniente s/n. CP 40020. Iguala de la Independencia, Guerrero, México;

2 Posgrado en Fitosanidad-Fitopatología, Colegio de Postgraduados, Carretera México-Texcoco Km 36.5, Montecillo, CP 56230, Texcoco, Estado de México, México;


Resumen.

Se analizaron morfológica y filogenéticamente diferentes aislados de Corynespora cassiicola obtenidos de jamaica (Hibiscus sabdariffa) y nueve malezas asociadas al cultivo. Los aislados fúngicos se dividieron en dos grupos: el grupo uno incluyó 37 aislados obtenidos de H. sabdariffa y ocho obtenidos de otros hospedantes como Solanum lycopersicum, Chromolaena odorata, Senna alata, Eugenia oerstediana, Passiflora viridiflora, Momordica charantia, Ricinus communis y Gossypium hirsutum; en este caso, las colonias predominantes fueron de color gris, textura densa y forma poligonal. El grupo dos, incluyó a dos aislados obtenidos de H. sabdariffa y uno de Hyptis suaveolens; en este grupo, las colonias fueron principalmente de color crema y café pálido, densas y redondeadas. El análisis comparativo con aislados de C. cassiicola de otros países mostró que los aislados del grupo uno referidos anteriormente se asociaron principalmente con aquellos aislados de la familia Solanaceae, mientras que los del grupo dos se relacionaron con los de la familia Cucurbitaceae. Para nuestro conocimiento este es el primer estudio sobre la caracterización morfológica y genética de C. cassiicola en México.

Palabras clave: Hibiscus sabdariffa; mancha foliar; análisis filogenético

Abstract.

Several Corynespora cassiicola isolates obtained from roselle (Hibiscus sabdariffa) and nine associated weeds to this crop were morphological and phylogenetically analyzed. The fungal isolates were divided into two groups: group one included 37 isolates obtained from H. sabdariffa and eight obtained from other host plants including Solanum lycopersicum, Chromolaena odorata, Senna alata, Eugenia oerstediana, Passiflora viridiflora, Momordica charantia, Ricinus communis and Gossypium hirsutum; in this case, the predominant colonies were gray, dense texture and polygonal in shape. Group two included two isolates obtained from H. sabdariffa and one from Hyptis suaveolens; in this group the colonies were mainly cream and pale brown, dense and round. Comparative analysis with isolates of C. cassiicola from other countries showed that group one isolates were mainly associated with those isolated from the Solanaceae family, while those from group two were related to those of the Cucurbitaceae family. To our knowledge, this is the first study on the morphological and genetic characterization of C. cassiicola in Mexico.

Key words: Hibiscus sabdariffa; leaf spot; phylogenetic analysis

Corynespora cassiicola es un hongo fitopatógeno que causa manchas foliares en cultivos de importancia económica como calabacita (Cucurbita pepo), pepino (Cucumis sativus), soya (Glycine max), árbol del hule (Hevea brasiliensis), papaya (Carica papaya) y tomate (Solanum lycopersicum), entre otros (Silva et al., 2003; Dixon et al., 2009; Qi et al. 2011; Paz et al., 2018). Además de hojas, este patógeno puede infectar otros órganos como tallos, raíces, flores y frutos (Deon et al., 2014); se encuentra distribuido ampliamente en zonas tropicales y sub-tropicales de diversos países (Dixon et al., 2009; Smith et al., 2009).

En México, el cultivo de jamaica (Hibiscus sabdariffa) es de gran valor económico con una superficie anual cultivada de 20,061 ha localizadas principalmente en el estado de Guerrero donde se produce más del 70% de cálices deshidratados (SIAP, 2016). En esta entidad, el manchado de hojas y cálices de la jamaica causado por C. cassiicola, se ha convertido en la enfermedad más importante del cultivo durante los últimos años (Ortega et al., 2015; Hernández et al., 2018).

La caracterización genética de C. cassiicola se ha estudiado con técnicas como RAPDs, ISSR, AFLP, iPBS y filogenia (Silva et al., 2003; Dixon et al., 2009; Qi et al., 2011; Deon et al., 2014; Oktavia et al., 2017; Silva et al., 2018; Wu et al., 2019). En este último caso, se han amplificado regiones parciales de los genes β-tubulina, factor de elongación 1-α (EF-1α), calmodulina y actina, además de los espaciadores transcritos internos (Shimomoto et al., 2011; Oktavia et al., 2017). El análisis de la variabilidad de este hongo se ha utilizado en estudios ecológicos, epidemiológicos, así como para el desarrollo de estrategias de manejo (Qi et al., 2011; Oktavia et al., 2017; Sumabat et al., 2018; Silva et al., 2018). En México no hay trabajos relacionados con la caracterización de este hongo, por lo que la presente investigación tuvo como objetivo caracterizar morfológica y genéticamente aislados de C. cassiicola obtenidos de hojas y cálices de jamaica y malezas asociadas al cultivo en el estado de Guerrero.

Materiales Y Métodos

Aislamiento de hongos. Durante el período de 2013 a 2015, se recolectaron cálices y hojas de jamaica así como hojas de malezas asociadas al cultivo con síntomas de lesiones necróticas en diferentes localidades del estado de Guerrero. En laboratorio se sembraron secciones de tejido foliar de la zona de avance de las lesiones (previamente desinfestadas con hipoclorito de sodio al 1%) en cajas Petri con medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA). Las colonias obtenidas se purificaron mediante la técnica de cultivo monospórico.

Morfología y tasa de crecimiento de la colonia. A partir de cultivos monospóricos de 5 días de edad, se obtuvieron fragmentos del margen de las colonias de aproximadamente 0.5 cm de diámetro (Qi et al., 2011), los cuales se sembraron en el centro de nuevas cajas Petri con PDA y se incubaron a 28 °C (tres repeticiones por aislado) (Onesirosan et al., 1974). El diámetro de las colonias se midió cada 24 h durante cinco días considerando la longitud media de dos diámetros en ángulo recto (Qi et al., 2011). Con estos datos se calculó la tasa de crecimiento con la siguiente fórmula: Velocidad de crecimiento = (Df-Di)/(Tf-Ti), donde: Df = Diámetro final de crecimiento, Di= Diámetro inicial de crecimiento, Tf=Tiempo final y Ti= Tiempo inicial.

Morfología de conidios. Con una cámara AmScope® MU 1000 fijada a un microscopio óptico Eclipse Ci (Nikon®, Japón), se obtuvieron imágenes digitales de los conidios obtenidos de cada aislado monospórico de cinco días de edad. Se midieron 50 conidios (largo x ancho) y se registraron sus formas. Las mediciones se hicieron con una reglilla micrométrica con la cual se calibró el analizador de imágenes ImageTool® v3.0. (Hernández et al., 2005). Los datos de tasa de crecimiento, tamaño y morfología de conidios se tabularon y sometieron a un análisis de varianza y separación de medias (Duncan, α=0.01) en el programa SAS ver. 9.4.

Extracción de DNA, amplificación por PCR y secuenciación. Se realizó con el protocolo descrito por Sambrook y Rusell (2001) a partir del micelio de colonias monospóricas de 12 días de edad mantenidas a 28 °C en cajas Petri con PDA. Se amplificó un segmento del gen EF-1α con los iniciadores EF1-728F/EF1-986R (Carbone y Kohn, 1999). La mezcla de reacción de PCR consistió en 2 µL de buffer de PCR 1X, 0.6 µL de MgCl2 2.0 μM, 0.2 µL de dNTP´s 0.2 mM, 0.6 µL de cada uno de los iniciadores (10 µM), 0.1 µL de Taq DNApolimerasa 0.5 U (Promega®, EE.UU.) y 10 ng del DNA extraído del hongo. La mezcla final se ajustó con agua ultra-pura estéril a un volumen final de 10 μL, y se amplificó en un termociclador (Techne-TC-512®, EE.UU.) con el programa descrito por Shimomoto et al. (2011). Los amplicones obtenidos se purificaron con Wizard® SV Gel and PCR Clean-Up System (Promega®, EE.UU.) y se secuenciaron en ambas direcciones en Macrogen Inc®.

Análisis filogenético. Las secuencias obtenidas de cada aislado se editaron y alinearon para obtener una secuencia consenso con el módulo SeqMan Pro del programa DNASTAR LaserGene®. El árbol filogenético se realizó con el método Neighbour-joining (NJ) (Saitou y Nei, 1987) usando las distancias genéticas calculadas con el modelo de dos parámetros (Kimura, 1980) con el programa MEGA versión 7.0. Para la reconstrucción del árbol filogenético, se utilizó como organismo fuera de grupo la secuencia parcial disponible en el GenBank del gen EF-1α de Corynespora smithii (No. de acceso AB539437). Las secuencias obtenidas de los aislados de C. cassiicola en estudio se depositaron en el GenBank con los números de acceso MF000841-MF000888 y se compararon con otras secuencias disponibles para esta especie (AB539285, AB539271, AB539291, AB539301, AB539235, AB539260, KY082897, KY290565, KP735616, KP834309, KP834310, AB539270, AB539283 y AB539269).

Resultados

En total se obtuvieron 48 aislados de C. cassiicola, 39 de plantas de jamaica y nueve de malezas asociadas a este cultivo, distribuidas en cuatro municipios y 15 localidades del estado de Guerrero (Cuadro1).

Cuadro 1. Aislados de Corynespora cassiicola obtenidos de plantas de jamaica y malezas asociadas al cultivo en el estado de Guerrero, México. 

Municipio Aislado Hospedante Familia Tejido
Tecoanapa CC1GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC3GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC4GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC5GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC6GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC7GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC9GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC10GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC11GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC12GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC13GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC14GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC15GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC16GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC17GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC18GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC19GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla CC21GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Tecoanapa CC22GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Ayutla CC26GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla CC27GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla CC29GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Ayutla CC30GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla CC32GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Ayutla CC33GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla CC34GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla CC36GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla CC38GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla CC40GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
San Marcos CC42GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Xochistlahuaca CC43GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC44GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC45GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC46GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC47GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC48GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Tecoanapa CC49GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Ayutla CC50GRO H. sabdariffa Malvaceae Cáliz
Ayutla CC51GRO H. sabdariffa Malvaceae Hoja
Ayutla JIT Solanum lycopersicum Solanaceae Hoja
Tecoanapa M26 Chromolaena odorata Asteraceae Hoja
Tecoanapa GUG Senna alata Fabaceae Hoja
Ayutla CHI Hyptis suaveolens. Lamiaceae Hoja
Tecoanapa CAP Eugenia oerstediana Myrtaceae Hoja
Ayutla PAS Passiflora viridiflora Passifloraceae Hoja
Tecoanapa MAT Momordica charantia Cucurbitaceae Hoja
Tecoanapa HGA Ricinus communis Euphorbeaceae Hoja
Ayutla ALG Gossypium hirsutum Malvaceae Hoja

Figure 1 Morphological diversity of Corynespora cassiicola isolates obtained from roselle plants (Hibiscus sabdariffa) and weeds associated with the crop.  

Cuadro 2 Color, textura, forma, tasa de crecimiento y tamaño de colonias de Corynespora cassiicola aislados de jamaica y malezas asociadas al cultivo después de cinco días de incubación. 

Aislado Color Textura Forma Tasa de crecimiento (cm/d) Tamaño (cm)
Parte Superior Fondo Promedio±SE Promedio±SE
CC1GRO Gris Negro Densa Polígono 0.40hijk±0.03 3.45hijkl±0.15
CC3GRO Café pálido Gris claro Densa Redonda 0.45cdefghij±006 3.93defghi±0.37
CC4GRO Gris Café pálido Ligera Polígono 0.34jklm±0.01 3.38hijkl±0.03
CC5GRO Café pálido Blanca Densa Redonda 0.58abcdef±0.03 4.68abcd±0.11
CC6GRO Gris Gris oscuro Ligera Polígono 0.43fghijk±0.03 3.60fghijk±0.13
CC7GRO Café claro Café oscuro Ligera Polígono 0.10o±0.02 1.88op±0.09
CC9GRO Gris Café pálido Densa Polígono 0.31jklm±0.02 2.90klm±0.06
CC10GRO Verde Gris Densa Polígono 0.31jklm±0.03 3.18ijkl±0.11
CC11GRO Gris Gris Ligera Polígono 0.34jklm±0.01 3.10jklm±0.05
CC12GRO Crema Gris Densa Redonda 0.52abcdefgh±0.06 3.92efghi±0.26
CC13GRO Naranja ligero Café pálido Densa Polígono 0.22lmno±0.00 2.57mno±0.03
CC14GRO Gris Gris Ligera Polígono 0.29klmn±0.06 2.83lmn±0.19
CC15GRO Gris Oscuro Ligera Redonda 0.62ab±0.02 4.28bcdefg±0.07
CC16GRO Crema Gris Ligera Polígono 0.44defghijk±0.02 3.70efghij±0.10
CC17GRO Gris Gris Ligera Polígono 0.29klmn±0.01 2.55mno±0.03
CC18GRO Gris Café pálido Ligera Polígono 0.19mno±0.01 2.15nop±0.05
CC19GRO Gris claro Gris Ligera Redonda 0.44defghijk±0.01 3.67efghij±0.04
CC21GRO Gris Gris Ligera Redonda 0.59abcde±0.02 4.43abcde±0.02
CC22GRO Crema Gris Densa Redonda 0.55abcdefgh±0.01 4.43abcde±0.01
CC26GRO Gris Oscuro Densa Polígono 0.23lmno±0.01 2.53mno±0.07
CC27GRO Gris Café oscuro Densa Polígono 0.22lmno±0.03 2.48mno±0.20
CC29GRO Verde Negro Densa Polígono 0.42fghijk±0.01 3.97defgh±0.02
CC30GRO Verde Café oscuro Densa Polígono 0.53abcdefgh ±0.02 4.33abcdef±009
CC32GRO Gris claro Gris Densa Redonda 0.57abcdefg±0.04 4.43abcde±0.15
CC33GRO Gris Negro Densa Redonda 0.67a±0.02 5.07a±0.04
CC34GRO Gris Gris oscuro Densa Redonda 0.54abcdefgh±0.03 4.25bcdefg±0.15
CC36GRO Gris Café oscuro Densa Polígono 0.13o±0.01 1.73p±0.06
CC38GRO Gris Gris Ligera Polígono 0.36ijkl±0.03 3.17jklm±0.09
CC40GRO Naranja ligero Café pálido Densa Polígono 0.40hijk±0.05 3.57ghijkl±0.22
CC42GRO Gris Gris Ligera Redonda 0.59abcd±0.02 4.35abcdef±0.12
CC43GRO Crema Naranja ligero Densa Redonda 0.62ab±0.05 4.97ab±0.24
CC44GRO Crema Café oscuro Ligera Polígono 0.24lmn ±0.01 2.88klm±0.03
CC45GRO Café pálido Café claro Ligera Polígono 0.15no±0.00 1.87op±0.02
CC46GRO Gris Gris Ligera Redonda 0.53abcdefgh±0.04 3.95defgh±0.28
CC47GRO Crema Gris Claro Densa Polígono 0.50bcdefghi±0.05 3.98defgh±0.22
CC48GRO Crema Gris Densa Redondo 0.42ghijk±0.05 3.78efghij±0.26
CC49GRO Gris Crema Densa Redonda 0.45cdefghij±0.07 3.85efghij±0.33
CC50GRO Crema Crema Densa Redonda 0.45defghijk±0.02 3.93defghi±0.10
CC51GRO Gris Negro Densa Redonda 0.46cdefghij±0.05 3.83efghij±0.22
JIT Gris Crema Ligera Polígono 0.42ghijk±0.02 3.57ghijkl±0.07
M26 Gris Café pálido Ligera Polígono 0.41ghijk±0.02 3.37hijkl±0.11
GUG Gris Café pálido Densa Redonda 0.65ab±0.01 4.83abc±0.17
CHI Gris Café pálido Densa Redonda 0.61abc±0.10 4.75abc±0.51
CAP Gris claro Gris Ligera Redonda 0.53abcdefgh±0.05 4.10cdefgh±0.20
PAS Verde Café pálido Densa Redonda 0.53abcdefgh±0.00 4.35abcdef±0.03
MAT Gris Café pálido Densa Polígono 0.55abcdefgh±0.05 4.25bcdefg±0.28
HGA Naranja ligero Café pálido Densa Polígono 0.32jklm±0.02 3.10jklm±0.10
ALG Gris Café claro Densa Polígono 0.43efghijk±0.03 3.82efghij±0.11

Los datos son el promedio de tres repeticiones. Medias con la misma letra en la misma columna no son significativamente diferentes (P=0.01) basados en test de rango múltiple de Duncan.

Cuadro 3 Tamaño de conidios y número de pseudoseptos de Corynespora cassiicola aislados de jamaica y malezas asociadas al cultivo (promedio de 50 conidios/aislado). 

Aislado Largo (um) Ancho (um) No. de pseudoseptos
Min Max Media¶±ES Min Max Media¶±ES Min Max Meadia¶±ES
CC1GRO 12.96 139.71 47.89hijklmnop±0.3 2.97 9.62 6.40hijklm±0.2 0 5 1.92fghijklmn±0.2
CC3GRO 19.71 151.91 75.74cd±4.58 4.05 9.69 6.58fghij±0.17 0 7 2.74cdefgh±0.25
CC4GRO 16.76 124.75 54.78efghijklm±3.09 5.06 12.02 7.91ab±0.21 0 8 2.7cdefghi±0.27
CC5GRO 17.59 142.27 53.28fghijklm±3.79 4.05 9.08 6.4hijklmn± 0.16 1 7 2.54cdefghi±0.21
CC6GRO 11.65 126.39 40.19lmnopq±3.41 4.11 9.1 5.70mnop±0.15 0 5 1.78ghijklmn±0.19
CC7GRO 20.1 117.21 48.22hijklmnop±3.24 4.52 8.86 6.34hijklmn±0.15 0 7 2.68cdefghi±0.27
CC9GRO 23.27 283.74 111.68a±9.84 5.11 11.13 7.72ab±0.22 0 6 2.84cdefg±0.25
CC10GRO 12.28 178.22 48.04hijklmnop±5.0 4.57 9.33 6.23hijklmno±0.17 0 9 1.98efghijklm±0.31
CC11GRO 15.11 99.77 44.91ijklmnopq±3.73 4.33 8.79 7.21bcdefg±0.17 0 8 2.63cdefghi±0.29
CC12GRO 17.78 110.43 41.62klmnopq±2.33 4.35 9.1 6.56fghijk±0.19 0 8 1.38jklmno±0.21
CC13GRO 14.92 112.78 39.77lmnopq±2.57 4.39 7.38 5.93jklmno±0.08 0 6 1.6ijklmno±0.21
CC14GRO 24.53 177.77 82.81bc±5.22 5.07 9.24 7.35bcde±0.15 0 7 2.9cdefg±0.27
CC15GRO 9.41 61.66 33.30opq±1.45 4.23 9.05 6.19hijklmno±0.15 0 4 1.18klmno±0.16
CC16GRO 9.83 263.4 66.64cdefg±6.48 4.25 10.22 6.62efghij±0.24 0 7 2.22cdefghijk±0.23
CC17GRO 18.56 114.76 55.37efghijkl±3.65 5.5 23.06 8.38a±0.37 0 4 0.92mno±0.15
CC18GRO 13.9 124.45 51.01ghijklmno±3.89 4.09 9.57 6.87edefgh±0.18 0 6 1.66hijklmno±0.21
CC19GRO 11.46 107.31 42.73klmnopq±3.15 4.35 7.75 6.03ijklmno±0.11 0 10 2.08efghijk±0.28
CC21GRO 12.6 59.93 28.31q±1.44 4.27 8.34 6.03ijklmno±0.13 0 4 0.88no±0.14
CC22GRO 16.23 114.32 36.62mnopq±2.77 4.69 9.46 6.20hijklmno±0.14 0 4 1.16klmno±0.17
CC26GRO 17.37 102.84 41.84klmnopq±2.51 4.25 9.36 6.53ghijk±0.15 0 7 1.98efghijklm±0.21
CC27GRO 25.56 149.53 71.23cde±4.39 4.11 10.22 6.90cdefgh±0.16 0 10 2.94cdef±0.26
CC29GRO 14.38 76.14 34.56nopq±2.13 4.01 7.48 5.6op±0.12 0 7 2.1defghijk±0.21
CC30GRO 12.58 97.57 46.87hijklmnop±3.09 4.12 8.75 5.91jklmno±0.14 0 4 1.3jklmno±0.17
CC32GRO 19.11 155.79 62.82defghi±4.67 4.5 9.95 6.6fghij±0.17 0 6 3.08cde±0.19
CC33GRO 27.42 99.99 61.32defghij±3.03 4.91 10.66 7.53bc±0.17 0 9 4.44a±0.33
CC34GRO 8.42 52.64 32.67pq±1.41 4.05 8.28 5.71lmnop±0.11 0 4 1.58ijklmno±0.12
CC36GRO 16.76 184.16 49.74ghijklmnop±4.66 4.05 9.33 6.55fghijk±0.15 0 6 2.22cdefghijk±0.23
CC38GRO 16.68 219.21 70.42cdef±6.11 5.34 9.85 7.45bcd±0.17 0 11 4.26a±0.42
CC40GRO 19.74 135.73 59.57defghijk±3.43 4.93 10.22 7.19bcdefg±0.18 0 7 2.7cdefghi±0.26
CC42GRO 14.31 169.96 54.92efghijklm±4.45 5.17 9.77 7.43bcd±0.15 0 8 2.66cdefghi±0.27
CC43GRO 16.07 89.89 41.52klmnopq±2.29 4.63 8.94 6.51ghijk±0.15 1 6 3.22bcd±0.19
CC44GRO 16.16 125.75 63.05defgh±3.97 4.7 8.72 6.32hijklmno±0.13 1 13 4.12ab±0.30
CC45GRO 18.57 149.9 48.94ghijklmnop± 3.75 5.5 8.1 6.79cedfghi±0.1 1 9 3cdef±0.23
CC46GRO 20.62 305.46 74.77cd± 8.97 4.36 9.84 6.6fghij±0.18 0 10 3.3bc±0.29
CC47GRO 11.34 89.37 40.93lmnopq± 2.3 4.53 8.79 6.45ghijkl±0.17 0 6 2.3cdefghij±0.13
CC48GRO 9.78 102.82 38.04lmnopq± 2.42 4.52 9.14 6.28hijklmno±0.14 0 8 2.04efghijk±0.19
CC49GRO 24.32 105.06 51.26ghijklmno± 2.69 4.59 8.74 6.50ghijk±0.14 0 6 2.02efghijk±0.18
CC50GRO 11.35 60.92 28.38q±1.59 3.85 8.34 5.62nop±0.14 0 3 1.06lmno±0.12
CC51GRO 13.47 73.35 38.20lmnopq±2.17 4.3 10.03 6.91cdefgh±0.17 0 4 1.92fghijklmn±0.16
JIT 14.35 77.69 36.94lmnopq±2.16 4.04 6.46 5.12p±0.09 0 8 2.1defghijk±0.26
M26 16.81 112.44 45.89hijklmnopq±2.57 4.66 8.02 6.52ghijk±0.11 0 6 2.38cdefghij±0.23
GUG 15.46 210.2 52.59ghijklmn±4.56 4.11 9.41 6.91cdefgh±0.18 0 8 2.86cdefg±0.27
CHI 21.53 60.38 38.25lmnopq±1.45 4.85 10.52 7.3.0bcdef±0.18 0 5 2.2cdefghijk±0.16
CAP 14.64 284.62 93.346b± 8.98 4.49 9.69 7.40 bcd±0.17 0 15 5a±0.57
PAS 11.17 126.13 51.52ghijklmno±3.75 4.44 8.57 6.34hijklmn±0.15 0 3 0.62o±0.12
MAT 19.22 97.07 43.61jklmnopq±2.60 4.41 9.09 6.74defghi±0.16 0 5 2.36cdefghij±0.18
HGA 11.74 122.29 42.85klmnopq± 2.85 4.34 9.95 6.44ghijkl±0.14 0 9 2.1defghijk±0.25
ALG 17.06 93.07 52.78ghijklmn±2.79 4 8.39 5.81klmnop±0.17 0 8 2.58cdefghi±0.27

Medias con la misma letra en la misma columna no son significativamente diferentes (P=0.01) basados en test de rango múltiple de Duncan.

Figura 2 Diversidad morfológica de conidios de aislados de C. cassiicola obtenidos de jamaica y malezas asociadas al cultivo. Barra=30 µm. 

Figura 4 Distribución en porcentaje de contornos de conidios de aislados de C. cassiicola obtenidos de jamaica y malezas asociadas al cultivo. 

Figura 5 Distribución en porcentaje de formas de conidios de aislados de C. cassiicola obtenidos de jamaica y malezas asociadas al cultivo. 

Morfología y tasa de crecimiento de la colonia. Las colonias desarrolladas en PDA tuvieron crecimiento uniforme, abundante micelio aéreo y su morfología mostró variación entre los aislados (Figura 1). La coloración de la parte frontal de las colonias fue blanca, gris o verde y el centro de las mismas fue blanca, café, café claro, café oscuro, gris o gris oscuro. La textura observada desde la parte frontal fue de ligera a gruesa y la forma de crecimiento de las colonias fue de redonda a poligonal (Cuadro 2). Las tasas de crecimiento promedio y el tamaño de las colonias mostraron diferencias significativas entre los aislados (Cuadro 3). En el aislado CC33GRO se registró la mayor tasa de crecimiento con 0.67 centímetro/día (cm/d), así como el mayor diámetro promedio (5.07 cm) con respecto de los aislados CC07GRO y CC36GRO que tuvieron la menor tasa de crecimiento y diámetro promedio de colonia (Cuadro 3).

Morfología de conidios. Se observó un alto grado de diferencia morfológica de conidios entre los diferentes aislados analizados. Las formas de los conidios observados fueron: ovales, obclavadas y cilíndricas con contornos rectos o curvos (Cuadro 3, Figuras 2, 4 y 5). El tamaño promedio máximo y mínimo varió de 8.4-305.4 µm x 2.9-23.0 µm (largo x ancho, respectivamente); el número de pseudoseptos fue de 0 a 15. Se encontraron diferencias estadísticas significativas entre aislados (Cuadro 3). Predominaron las formas de conidios cilíndricas (73%) seguidas de las obclavadas (24.75%) y ovales (2.25%) (Figura 5). El aislado CC9GRO presentó el mayor tamaño promedio de conidio (111.68 µm), mientras que el promedio más ancho correspondió al aislado CC17 (8.38 µm). La menor longitud promedio se observó en los aislados CC21GRO y CC50GRO (28.31 µm y 28.39 µm, respectivamente) y los conidios menos anchos en promedio fueron los del aislado JIT (5.12 µm). El mayor número promedio de pseudoseptos se tuvo en el aislado CAP (cinco pseudoseptos) y el menor promedio en PAS (0.62 pseudoseptos) (Cuadro 3).

Análisis filogenético. Los 48 aislados de C. cassiicola del presente estudio se dividieron en dos grupos: grupo uno, integrado por 37 aislados obtenidos de jamaica y ocho aislados de malezas asociadas al cultivo; grupo dos, formado por dos aislados obtenidos de jamaica y uno obtenido de una maleza asociada al cultivo (Figura 3).

Discusión

Entre los diferentes aislados analizados de C. cassiicola, se registró un alto grado de diferencias en color, textura, forma y tamaño de las colonias, así como en forma, tamaño, contorno y número de pseudoseptos de los conidios (Cuadros 2 y 3, Figuras 2, 4 y 5); lo que coincide con reportes realizados por otros autores (Onesirosan et al., 1974; Nghia et al., 2008; Qi et al., 2011). Asimismo, se observaron diferencias genéticas considerando el análisis de un segmento del gen EF-1a, misma que se reportó en Japón por Shimomoto et al. (2011) en aislados de C. cassiicola obtenidos de Cucumis sativus, Solanum lycopersicun, Capsicum annuum, entre otras especies vegetales. El análisis comparativo entre las secuencias de los aislados del presente estudio con otras disponibles en el GenBank mostró que los aislados del grupo uno se asociaron con aquellos obtenidos de especies de las familias Apocynaceae (14%), Ericaceae (29%) y Solanaceae (57%), provenientes de Japón, EE.UU. e India; mientras que los del grupo dos, se relacionaron con los obtenidos de especies de las familias Ericaceae (14%), Lamiaceae (14%), Asteraceae (29%) y Cucurbitaceae (43%) provenientes de China, Japón, EE.UU. y Países Bajos. Los resultados anteriores indican que los aislados mexicanos de C. cassiicola pertenecientes al grupo uno están más relacionados con aquellos obtenidos de plantas de la familia Solanaceae, mientras que los del grupo dos se encuentran más asociados con especies de la familia Cucurbitaceae. Por otra parte, dentro del grupo uno se observó una tendencia a formar un sub-grupo de aislados recolectados de malezas asociadas al cultivo de jamaica en México (Hernández et al., 2018): JIT (Solanum lycopersicum (forma silvestre), M26 (Chromolaena odorata), PAS (Pasiflora viridiflora), MAT (Momordica charantia) y CAP (Eugenia oerstediana). Los aislados del grupo uno se recolectaron en los municipios de Ayutla, Tecoanapa, Xochistlahuaca y San Marcos, mientras que los del grupo dos, procedieron del municipio de Ayutla (Figura 3; Cuadro 1). Al respecto, se observó que este agrupamiento tuvo cierta relación con el lugar de origen, lo cual fue reportado por otros autores (Silva et al., 2003; Smith et al., 2009). Dixon et al. (2009), analizaron diversos aislados de C. cassiicola provenientes de 68 especies vegetales colectadas en Samoa americana, Brasil, Malasia, Micronesia y EE.UU. y determinaron que aquellos geográficamente distintos pero obtenidos de la misma especie vegetal eran muy similares genéticamente, lo cual sugería cierto grado de especialización con el hospedante (Sumabat et al., 2018). La especificidad de aislados de C. cassiicola con su hospedante también ha sido sugerida en el caso de papayo, tomate y pepino (Silva et al., 2018).

Figura 3. Árbol filogenético de aislados de Corynespora cassiicola obtenidos de jamaica y malezas asociadas al cultivo, basado en datos de secuencias parciales del gen EF-1a. Corynespora smithii fue utilizado como organismo fuera de grupo. 

Sin embargo, hasta la fecha no es posible establecer de manera definitiva una asociación de los grupos filogenéticos de C. cassiicola con su origen geográfico u hospedantes (Deon et al., 2014). Además de esto último, trabajos posteriores podrían enfocarse en explorar la variabilidad patogénica de C. cassiicola de los grupos formados considerando la amplificación de otras regiones como β-tubulina, calmodulina y actina o el análisis de marcadores iPBS, para determinar si existe relación entre el grado de patogenicidad con los grupos y subgrupos formados en el presente estudio así como con su hospedante.

Conclusiones

Los resultados del análisis morfológico y filogenético mostraron diferencias importantes entre los aislados de C. cassiicola recolectados de plantas de jamaica y malezas asociadas al cultivo, los cuales se relacionan con aislados de otros países y que fueron obtenidos de especies de plantas de las familias Solanaceae y Cucurbitaceae, principalmente.

Literatura Citada

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Recibido: 27 de Septiembre de 2019; Aprobado: 04 de Diciembre de 2019

*Autor para correspondencia: ldaniel@colpos.mx

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